Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Samtidig Intracellulær Innspillingen av en Lumbar Motoneuron og Force Produsert av sin Motor Unit i Adult Mouse Published: December 5, 2012 doi: 10.3791/4312
Automatic Translation
1, 1
1Department of Physiology, Northwestern University Feinberg School of Medicine

ERRATUM NOTICE

Summary

Denne nye metoden åpner for samtidig intracellulære opptaket av en enkelt voksen mus motoneuron og måling av den kraft som produseres av sine muskelfibre. Kombinerte undersøkelse av de elektriske og mekaniske egenskaper av motoriske enheter i normal og genmodifiserte dyr er et gjennombrudd for studiet av nevromuskulære system.

Abstract

Spinal motoneuron har lenge vært en god modell system for å studere nervefunksjoner fordi det er et nevron av det sentrale nervesystemet med de unike egenskapene (1) som har lett identifiserbare mål (muskelfibrene) og derfor har en svært velkjent funksjon (for å kontrollere muskelkontraksjon), (2) å være den konvergent målet for mange rygg-og synkende nettverk, derav navnet "endelige felles vei", og (3) har et stort soma som gjør det mulig å trenge dem med skarpe intracellulære elektroder . Videre, når undersøkt in vivo, er det mulig å registrere samtidig den elektriske aktiviteten i motoneurons og kraften utviklet av deres muskel mål. Utføre intracellulære opptak av motoneurons in vivo derfor sette experimentalist i den unike posisjon av å kunne studere, på samme tid, alle avdelinger av "motorenhet" (navnet gitt til motoneuron, dens axon, ogmuskelfibrene det innervates 1): innganger impinging på motoneuron de elektrofysiologiske egenskaper motoneuron, og virkningen av disse egenskapene på den fysiologiske funksjon av motoneurons, dvs. kraft produsert av sin motorenheten. Imidlertid er denne tilnærmingen svært utfordrende fordi fremstillingen kan ikke være lammet og dermed den mekaniske stabiliteten for den intracellulære opptaket er redusert. Dermed har denne typen eksperimenter kun oppnådd i katter og i rotter. Imidlertid kunne studere spinal motor systemer gjør en formidabel sprang hvis det var mulig å utføre lignende eksperimenter i normal og genmodifiserte mus.

Av tekniske årsaker har studien av spinal nettverk i mus stort sett blitt begrenset til neonatal in vitro preparater, der motoneurons og spinal nettverk er umoden, er motoneurons skilt fra sine mål, og når studert i skiver, den motoneurons er atskilt fra de fleste av sine innganger. Inntil nylig hadde bare noen få grupper klarte å utføre intracellulære opptak av motoneurons in vivo 2-4, herunder vårt team som publiserte et nytt preparat som tillater oss å få svært stabile opptak av motoneurons in vivo hos voksne mus 5,6. Imidlertid ble disse innspillingene oppnådd i lamme dyr, dvs. uten muligheten til å spille kraften produksjon av disse motoneurons. Her presenterer vi en forlengelse av denne originalpreparatet der vi var i stand til å skaffe samtidige opptak av elektrofysiologiske egenskapene til motoneurons og av kraften utviklet av deres motorenheten. Dette er et viktig resultat, som det tillater oss å identifisere de ulike typer motoneurons basert på deres styrke profil, og dermed avsløre deres funksjon. Sammen med genetiske modeller urovekkende spinal segmentell krets 7-9, eller reproducting human diseaSE 10,11, forventer vi denne teknikken til å være et viktig verktøy for å studere spinal motor system.

Protocol

1. Step One

Pre-anestesi medisiner: 10-15 min før induksjon av anestesi, injiserer atropin (0,20 mg / kg) og methylprenidsolone (0,05 mg) subkutant unngå spytt og ødem, henholdsvis.

2. Trinn to

Induksjon av anestesi: injisere pentobarbital natrium (70 mg / kg) eller en blanding av ketamin / xylazin (100 mg / kg og 10 mg / kg, henholdsvis) intra-peritoneally. La musen gå under før noen tå klype refleks kan skaffes. Hvis anestesi virker for lys, supplere med 1/4 av dosen.

3. Trinn tre

* Merk: denne operasjonen er en terminal prosedyre.

Når en kirurgisk plan for anestesi er nådd, overføre musen på en hevet varmt teppe i en utsatt posisjon.

  1. Dekker snuten av musen med en maske levere ren O 2 ved en strømningshastighet på rundt 100 ml / min.
  2. Barbere seg også retten hindlimb.
  3. Vend musen til ryggleie, men pass på å forlate oksygenmaske på plass.

4. Trinn fire

Fest musen på plass med sting løkker rundt beina og sikret på de fire hjørnene av arbeidsflaten.

5. Trinn fem

Sett inn en temperaturprobe å overvåke musen kjernetemperatur. Juster oppvarming teppe / lampe makt for å opprettholde kjernetemperatur mellom 36 ° C og 38 ° C.

6. Tracheotomy og kunstig ventilasjon

  1. Ved hjelp av sløv saks, et snitt over luftrøret og dra huden vekk på begge sider.
  2. Med butte pinsett rive fra hverandre spyttkjertel slik å eksponere to tynne muskler (Sternohyoid) dekker luftrøret.
  3. Med butte tang, skille de to muscles sammen sine mediale separasjon for å avsløre luftrøret.
  4. Ved hjelp av en Dumont 7 tang, skyver to lengde på 4,0 silke sutur under luftrøret.
  5. Lage en tverrgående kutt i luftrøret mellom to cartilaginous ringer, men tar seg ikke helt avsnitt luftrøret.
  6. Sett trakealtuben ned luftrøret deretter feste det på begge sider av innsetting åpningen ved å binde suturene over det. Tracheal rør er koblet til en mus ventilator (SAR-830/AP, CWE Inc.) og en kapnografen (μcapstar, CWE Inc.). Respiratoren er koblet, gjennom en overholdelse bag, til en kilde av ren O 2. Justere parameterne respiratoren (pustefrekvens 100-150 bpm, end-tidevolum 170-310 pl) slik at musen ikke kjemper mot kunstig ventilasjon og enden-tidevanns pCO 2 er stabil mellom 4 og 5%.

7. Plassering av intravenøs Lines

  1. Med butte disseksjon teknikker, utsett jugularblodåre på den ene siden av halsen. På dette nivået, deler halsvenen i to store kofferter, fremre og bakre ansikts årer.
  2. Gjør følgende to ganger, ett sett for hver av disse stammene:
    1. Bruke Dumont 4 eller 5 tang, nøye skille blodåre fra dens omkringliggende konjunktiv vev.
    2. Bruke Dumont 7 tang, skyver to lengde på 6,0 silke suturer under venen. skille dem så langt som mulig langs lengden av venen.
    3. Plassere en liten fartøy klips på den proksimale siden av venen (den siden som er nærmest til hjertet), og feste den distale siden av venen.
    4. Bruke veldig fine iris saks, lage en liten tverrgående snitt i venen, tar stor forsiktighet for ikke å seksjon venen helt.
    5. Sett en ferdigfylt 1FR kateter (premicath, Vygon) i åpningen, opp til fartøyet klippet.
    6. Holder venen og kateteret sammen i en Dumont 4 tang, fjern forsiktig skipet klippet, og skyv kateteret noen more millimeter inn i venen.
    7. Sikre kateteret ved å binde den med begge suturer på begge sider av innsetting.
  3. Ett av katetrene er koblet til en sprøyte eller en sprøytepumpe for å injisere supplerende doser av anestetika når det er nødvendig (vanligvis hver 10-30 min). Den intravenøse dosen er enten 6 mg / kg av pentobarbital natrium eller 1250 40 ug / kg / min av ketamin / xylazin 12. Den andre kateter er koblet til en sprøytepumpe for en langsom intravenøs infusjon (50 ul / time) av en 4% glukoseoppløsning inneholdende NaHCO 3 (1%) og plasmion (14%).

8. Lukk Neck Skin med nål og Sutur, og returnere musen til mageleie

9. Disseksjon av Hind-lem muskler og nerver

  1. Bruke saks, gjør et snitt fra toppen av låret til akillessenen. Separer huden fra den underliggende muskler, tar seg ikke å skade blodkar. Cauterize etter behov.
  2. Nøye dissekere biceps femoris. Cauterize / ligatur som nødvendig for å hindre blødning. Den biceps femoris kan være helt fjernet eller bare tilbakelent å avsløre sciatic nerve og triceps surae muskler.
  3. Dissekere ut Sural nerve.
  4. Bruke 8/0 silketråd, binder opp den distale del av den felles peroneal nerve og kutte distalt til knuten. Dissekere nerve hele veien opp, så nær hip som mulig.
  5. Identifiser Tibial nerve i mellom Vanlige peroneal og Sural nerver. Blant de ulike grenene av tibial nerve, identifisere grenene innervating triceps surae fra greinene som går dypere (heretter referert til som Tibial nerve).
  6. Bruke 8/0 silketråden, knytte sammen alle grener av tibial nerve samtidig intakt grenene innervating triceps surae. Kutt tibial nerve distalt til knute og dissekere nerve opp så langt som mulig.
  7. Dekke hele hindlimb med et gasbind imbibed med saltvann for å hindre koagulasjon mens du fortsetter med neste trinn.

10. Laminektomi

  1. Bruke saks, gjør et snitt langs ryggraden. Separer huden fra den underliggende muskler.
  2. Lag to snitt på hver side av ryggvirvlene for å skille subkutane muskler. Skjær begge senen av musklene som fester på siden av ryggvirvlene på hver side.
  3. Med butte tang og en fin curette, fjern resten av muskelen på dorsal side av ryggsøylen rundt spinous prosesser for å identifisere hver enkelt vertebra.
  4. Identifisere ryggvirvler T13 og L1. T13 er den siste vertebra å ha ribbeina vedlagt. Virvelsøylen will være immobilisert ved hjelp av Cunningham Spinal Cord vertebrale klemmer (Stoelting Co). Plasser spinal klemmer på hver side av T13 og L1. Vær forsiktig så du ikke komprimere ryggmargen, men sette en liten bit av spenning i lengdeaksen. Sjekk at ryggsøylen er godt sikret ved å trykke ned forsiktig med pinsett.
  5. Ved hjelp av fine Rongeurs, fjerne spinal prosesser så lamellene i T13 og L1, og dermed utsette ryggmargen.
  6. Dekk den eksponerte ryggmargen med små biter av bomull eller spongel imbibed med saltvann for å hindre uttørking.
  7. Plasser en skreddersydde plast bad på toppen av ryggen, rundt ryggmargen. Fest bad på plass med 4/0 silketråd. Sørg for at badekaret er vanntett ved å forsegle den med Kwik-Cast tetningsmiddel (WPI).
  8. Når Kwik-Cast har tørket, fjern bomull dekker ryggmargen, og fyll badekaret med mineralolje.
  9. Bruke Dumont 5 tang og veldig fine iris sakser, trekk forsiktig på dura kompisr omgir ryggmargen, og åpne den så langt som mulig i begge retninger. Brett dura på hver side av ryggraden.
  10. Senk hevet plattform som musen ligger slik som å holde den suspendert av ryggvirvel klemmen.
  11. Bruk en annen ryggvirvel klemmen å klemme en spinous prosess av den sakrale regionen å støtte baksiden regionen av dyret.
  12. En tredje klemme brukes til å bremse den høyre hindlimb og ankel, bøyes i 90 ° vinkel på kneet.

11. Akillessene Dissection

  1. Med lem bøyd i 90 ° på kne og på ankelen, fjern gasbind dekker hindlimb området, og dissekere akillessene fri for omkringliggende vev. Dissekere så mye som mulig den triceps surae fra omkringliggende vev så vel.
  2. Skjær sene av plantaris muskel nær calcaneus, og deretter klippe det igjen for å fjerne senen helt.
  3. Ved hjelp av en gjenget nål, fest 6/0 silketråd gjennom the akillessene og gjøre en trippel knute rundt senen.
  4. Plasser kraft svinger nær knuten, klippe den distale delen av senen, og fest den til kraften svinger med silketråd.
  5. Sett to lengder av rustfritt stål wire under konseptet av Triceps surae muskler. Disse ledningene er forbundet med en AC-forsterker ekstracellulær for EMG opptak.
  6. Plasser Common Peroneal nerve og Tibial nerve på to bipolare krok elektroder.
  7. Plasser triceps surae nerve på katoden av en krok elektrode, med anoden berøre en nærliggende muskel.
  8. Koble alle stimulerende elektroder til et isolat.
  9. Plasser en ball elektrode på framsiden av ryggmargen, koblet til en ekstracellulær AC forsterker for å spille inn ledningen dorsum potensialer. Plassere en Ag / AgCl referanse-elektrode i kontakt med en tilbake muskel.

12. Trinn Tolv

Stimulere Triceps surae nervehjelp av en 50 μsec kvadrat puls av økende intensitet ved en lav frekvens (<1 Hz) inntil maksimal twitch amplitude er observert. Sakte beveger kraften svingeren å strekke muskel mens overvåke amplituden av rykk respons inntil twitch amplituden når et maksimum.

13. Intracellulære Opptak av Motoneurons

Fra dette punktet, er standard elektrofysiologiske teknikker brukes til å forberede en intracellulær elektrode, trenge en nervecelle i ryggmargen og identifisere det som en motoneuron.

  1. Trekk et glass mikropipette til en ~ 1 mikrometer tips å bruke en pipette avtrekker (P-97 mikropipette Puller, Sutter Instruments). Fyll elektrode med en KCl 3M løsning (motstand av elektroden 10-20 MΩ).
  2. Ved hjelp av en micropositioner, drive micropipette, koblet til en intracellulær forsterker (Axoclamp 2B, Axon Instruments) i ryggmargen. Overvåke den lokale feltet potensialer utløses av stimulering av each nerve å finne motoren pool av Triceps surae.
  3. Nøye nærme putative motoneurons mens overvåking motstanden mikroelektroden. Når skyve mot en membran, øker motstanden. Penetrasjon kan en gang bli lettere ved å bruke "buzz"-funksjonen av det intracellulære forsterker.

14. Dødshjelp Prosedyre

På slutten av eksperimentet, er dyret avlives ved en overdose av pentobarbital (210 mg / kg IV), etterfulgt ved halshugging.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Figur 1 viser hvordan å identifisere en motoneuron fra Triceps surae gruppen etter penetrasjon. Ved lav stimulering intensitet, kan bare en monosynaptisk EPSP overholdes (Figur 1A). Ved høyere intensitet, kan EPSP være store nok til å utløse en "orthodromic" spike (figur 1B). På enda høyere stimulering intensitet, vises en alt-eller-ingenting antidromic pigg, med en kortere ventetid enn monosynaptisk EPSP (figur 1C). Hvis nok strøm injiseres gjennom mikroelektroden å utløse en pigg, kan en EMG-aktivitet bli registrert på muskelen etter en kort forsinkelse, etterfulgt av en muskel trekning (figur 1D). Etter identifisering av motoneuron kan dets elektrofysiologiske egenskaper karakteriseres. For eksempel, figur 2 illustrerer hvordan inngangsmotstand kan måles ved hjelp hyperpolarizing og depolariserende pulser av strøm (figur 2A), og plotte variasjoner i membranpotensialet g. mengden injisert strøm (figur 2B).

Kontraktile egenskaper motoraggregatet kan også bli studert ved hjelp av ulike protokoller for stimulering. For eksempel, kan den kraft-frekvens forholdet oppnås ved å injisere korte pulser av strøm på forskjellige frekvenser i motoneuron (Figur 3A). Steady state kraft kan deretter plottet mot frekvensen av de strømpulser å avsløre en sigmoidal kraft-frekvenskurven (figur 3B).

Hvis anestesi er godt under kontroll, er det mulig å ta opp fra en enkelt motor enhet for mer enn 15 min. I denne tidsforløp bør det være mulig å kjøre et stort utvalg av protokoller for å karakterisere både motoneuron og kontraktile egenskaper muskelfibrene det innervates.

/ 4312/4312fig1.jpg "/>
Figur 1. Eksempel på fremgangsmåte for å identifisere en motoneuron. Paneler A til C tre suksessive respons for en motoneuron til en økende elektrisk stimulering av hoftenervene. Den vertikale stiplede linjen angir tidspunktet for stimulering. Hvert panel er intracellulært fart membranpotensialet (øverste spor) og afferent salve fart på overflaten av den lumbale ledningen (bunnekko). A. På en intensitet like over terskel for rekruttering av gruppe I afferenter (1,1 x T), en EPSP fram i henhold til den elektriske stimulering. Den EPSP var monosynaptisk fordi dens sentrale ventetid, 0,4 msek (små vertikale stiplede linjer), var for kort for en vei som involverer mer enn en synapse. B. Øke stimulering intensiteten (2,0 x T) økte størrelsen på EPSP før det var store nok til å utløse en orthodromic pigg. C. Når stimulering intensiteten ble økt ytterligere(2,1 x T), ble axon rekruttert og en antidromic aksjonspotensiale dukket med en 1,2 msek ventetid med hensyn til stimulering tid. Gitt en conduction lengde 38mm, var aksonal ledningshastigheten 32 m / sek. D. Når strømmen injiseres (bunnekko) inn en triceps surae motoneuron (annerledes motoneuron enn i AC), et aksjonspotensial kan utløses i soma ( andre spor fra bunnen). Denne handlingen potensial reiser nedover axon, krysser nevromuskulær veikryss, og utløser muskel aksjonspotensialer i muskelfibrene innervated av den innspilte motoneuron. Forbindelsen aksjonspotensiale (andre spor fra toppen) kan tas opp ved hjelp av EMG elektrodene. Den twitch sammentrekning av muskelfibre er vist i øvre spor. Sammentrekning tiden av motoraggregatet kan estimeres fra rykk respons mellom de to vertikale stiplede linjer. Figur tilpasset delvis fra ref 5.


Figur 2. Beregning av input motstand av en motoneuron. A. Gjennomsnittlig svar på en rekke strømpulser (nederste spor) varig 500 msek og alt -3 til 2 nA. Legg merke til sag på spenning respons motoneuron (fylt pil): spenningen raskt nådde en topp (svart prikk) før den stabiliserer til en lavere platå verdi (svart firkant). Etter den nåværende puls er opphørt, vises en rebound (tom pil). B. Plot av avbøyning av spenningen (ΔV) vs intensiteten av strømpuls. Prikker har blitt målt på toppen av responsen, mens rutene har blitt målt på slutten av pulsen, som avbildet av symbolene på toppen av fig B1. Rette linjer er de beste lineære anfall av peak respons (stiplet) og vidda respons (strek-prikket). Skråningene av disse linjene er toppen innspill motstand og viddainngangsmotstand av motoneuron, henholdsvis. Figur tilpasset fra ref 5.

Figur 3
Figur 3. . Karakterisering av styrken-frekvens forholdet en motorenhet De tre beste panelene viser: på bunnekko, pulsene av gjeldende gjentatte på frekvensen indikert på toppen av hvert panel og brukes til å lokke fram aksjonspotensialer i motoneuron, på den andre spore fra bunnen, membranen potensial motoneuron, viser aksjonspotensialer ved frekvensen av pulsene, på den andre kurven fra toppen, EMG aktivitet, på den øverste kurven kraften produsert av tog av aksjonspotensial. Bunnpanelet viser oppsummering grafen mengden kraft oppnådd i løpet av enkelte tog plottet mot frekvensen av aksjonspotensialer i hver rekke. Kurven er sigmoidal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Fremstillingen er beskrevet her er den første som tillater, i den voksne mus, simultan intracellulær opptak av en lumbal motoneuron og måling av den kraft som produseres av muskelfibrene innervated av axon sin.

På grunn av den lille størrelsen på dyret, kan de kirurgiske ferdigheter som kreves for dette preparatet være utfordrende å tilegne seg. Imidlertid, når disse ferdigheter er mestret, kan hele operasjonen utføres i tre timer, og dyrene kan overleve i opptil 7 flere timer etter slutten av den kirurgiske prosedyre for opptak. Suksessen med denne teknikken er egentlig avhengig av at ledelsen på anestesi. Det er av avgjørende betydning å nøye overvåke så mange fysiologiske parametre som mulig (kjernetemperatur, pCO 2, hjertefrekvens, etc.) og å opprettholde dem er deres respektive fysiologisk rekkevidde. Eventuelle avvik må rettes umiddelbart for eksempel ved å øke / senke strømmen til hspise teppe, justere parametrene for respirator, eller legge mer anestesi. Det er vår erfaring at den fysiologiske tilstand av musen kan ta en overraskende rask tur til det verre hvis nøye ikke er betalt til enhver tid til disse parametrene.

Mekanisk stabilitet er av avgjørende betydning når du prøver å oppnå intracellulære opptak. Dette er spesielt sant i vivo, hvor motoneurons kan bevege seg under påvirkning av blodtrykket, respirasjon og muskelkontraksjoner. Selv om det er umulig å garanti perfekt stabilitet, gjør at våre prosedyre stabile opptak av motoneurons i ti minutter eller mer. Dette oppnås ved en kombinasjon av fire klemmer immobilizing virvelsøylen og leggbena. To klemmer er plassert så nær som mulig fra laminektomi området for å bremse den ryggmargen i dette området. Har vi funnet at å redusere lengden av ryggmarg mellom de to klemmer, samt utøve en liten bit avspenning på bein gitt svært god stabilisering, som vi var i stand til å opprettholde intracellulære opptak i flere timer i lamme dyr 5. Men i denne saken, er dyret ikke lammet, og musklene er gratis å kontrakt, spesielt når stimulere sciatic nerve. Dette er grunnen til at vi stabilisere hele benet skjelettet ved hjelp av to klemmer, en på sacrum nivå, immobilisering hele hofte og derfor hindre muskelsammentrekninger blir overført til virvelsøylen, og ett ved ankelen for å immobilisere benet i en 90 ° vinkel.

Ved hjelp av denne teknikken, er det mulig å identifisere den fysiologiske type en motoneuron basert på kraften profilen av dens motorenheten 13. Motoneurons kan klassifiseres som Langsom eller Rask basert på deres napp sammentrekning tid, og i Fatigable eller trøtthet motstandsdyktig basert på deres evne til å opprettholde en gitt kraft i løpet av repeterende stimulering. Som sådan, preparatet provides en klar fordel over in vitro preparater. I in vitro betingelser, ryggmargen ekstrahert fra kroppen til dyret, og plasseres i en tallerken enten hele eller skiver. Grunn av laget av myelin omgir grå materie, kan riktig oksygenering kun oppnås i nyfødte dyr der myelinisering er ikke komplett 14. Siste tekniske utviklingen har tillatt opptak av spinal motoneurons i voksen skiver 15-17, men denne tilnærmingen ikke lindre den store ulempen av in vitro opptak, som er at det er ingen måte å identifisere den fysiologiske type registrert motoneuron (S, FR, eller FF, eller til og med alfa vs gamma), og tvinge experimentalist å samle sammen opptak fra motoneurons som egentlig annerledes, i form av funksjon, elektrofysiologiske egenskaper og protein innhold (se Manuel & Zytnicki, 2011 18 for en gjennomgang av de ulike typer motoneurons).

in vivo innspillinger utføres i genmodifiserte dyr for å studere den direkte effekten av denne spesifikke endringen på funksjonen av motoren systemet: produsere kraft. Dette preparatet er også svært lovende for studiet av nevrodegenerative sykdommer hos mennesker som Amyotrofisk lateral sklerose (ALS) eller Spinal muskelatrofi (SMA). Genetiske modeller har faktisk blitt generert som kopierer kjennemerket symptomer på disse sykdommene 10,11. Det nye preparatet er beskrevet her åpner opp muligheten for å studere rollen til nevromuskulære veikryss i disse sykdommene ved å teste oppførselen motoneurons og muskler fiber (både selvstendig og sammen) i løpet av progresjon av sykdommen. Nylig var to uavhengige grupper i stand til å utvikle en decerebrated in vivo mus forberedelse som stiller spontan bevegelse eller fiktivlocomotion 19,20. Hvis den type opptak stabilitet som vi observerer med prosedyren som er beskrevet her kan oppnås etter decerebration, ville dette utgjøre en formidabel verktøy for studien ikke bare av motoneurons, men av alle pre-motoriske spinal kretser involvert i å generere locomotor rytme .

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Ingen interessekonflikter erklært.

Acknowledgments

Dette arbeidet ble gjort mulig takket være økonomisk støtte fra Fondation pour la Recherche Medicale (FRM), Milton Safenowitz postdoktorstilling for ALS Research (ALS Association), NIH NINDS Grants NS05462 og NS034382, og ANR Grant HyperMND.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Atropine sulfate Aguettant
Methylprenidsolone Pfizer Solu-Medrol
Sodium pentobarbitone Sanofi-Aventis Pentobarbital
Ketamine
Xylazine
Glucose
Plasma expander Roger Bellon Plasmagel
Blunt scissors FST 14079-10
Blunt fine scissors FST 15025-10
Vannas Spring Scissors FST 15002-08
Fine forceps serrated FST 11370-32
Fine forceps serrated FST 11370-31
Cunningham Spinal Adaptor Stoelting Co.
Kwik-Cast sealant WPI #KWIK-CAST
Ventilator CWE Inc SAR-830/AP
Capnograph CWE Inc μcapstar
Heating blanket Harvard Apparatus 507221F
Intracellular amplifier Axon Instruments Axoclamp 2B
Pipette puller Sutter Instruments P-97
KCl Sigma-Aldrich P9333-500G

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Liddel, E. G. T., Sherrington, C. S. Recruitment and some other factors of reflex inhibition. Proc. R. Soc. London. B, 488-518 (1925).
  2. Huizar, P., Kuno, M., Miyata, Y. Electrophysiological properties of spinal motoneurones of normal and dystrophic mice. The Journal of physiology. 248, 231-246 (1975).
  3. Alstermark, B., Ogawa, J. In vivo recordings of bulbospinal excitation in adult mouse forelimb motoneurons. Journal of neurophysiology. 92, 1958-1962 (2004).
  4. Meehan, C. F., Sukiasyan, N., Zhang, M., Nielsen, J. B., Hultborn, H. Intrinsic properties of mouse lumbar motoneurons revealed by intracellular recording in vivo. Journal of neurophysiology. 103, 2599-2610 (2010).
  5. Manuel, M., et al. Fast kinetics, high-frequency oscillations, and subprimary firing range in adult mouse spinal motoneurons. J. Neurosci. 29, 11246-11256 (2009).
  6. Iglesias, C., et al. Mixed mode oscillations in mouse spinal motoneurons arise from a low excitability state. The Journal of neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 31, 5829-5840 (2011).
  7. Crone, S. A., Zhong, G., Harris-Warrick, R., Sharma, K. In mice lacking V2a interneurons, gait depends on speed of locomotion. J. Neurosci. 29, 7098-7109 (2009).
  8. Talpalar, A. E., et al. Identification of minimal neuronal networks involved in flexor-extensor alternation in the mammalian spinal cord. Neuron. 71, 1071-1084 (2011).
  9. Rabe, N., Gezelius, H., Vallstedt, A., Memic, F., Kullander, K. Netrin-1-dependent spinal interneuron subtypes are required for the formation of left-right alternating locomotor circuitry. J. Neurosci. 29, 15642-15649 (2009).
  10. Gurney, M. E., et al. Motor neuron degeneration in mice that express a human Cu,Zn superoxide dismutase mutation. Science. 264, 1772-1775 (1994).
  11. Cifuentes-Diaz, C., et al. Neurofilament accumulation at the motor endplate and lack of axonal sprouting in a spinal muscular atrophy mouse. Hum. Mol. Genet. 11, 1439-1447 (2002).
  12. Simpson, D. P. Prolonged (12 hours) intravenous anesthesia in the rat. Laboratory animal science. 47, 519-523 (1997).
  13. Burke, R. E. Motor Unit Types - Functional Specializations in Motor Control. Trends Neurosci. 3, 255-258 (1980).
  14. Kerkut, G. A., Bagust, J. The isolated mammalian spinal cord. Prog. Neurobiol. 46, 1-48 (1995).
  15. Carp, J. S., et al. An in vitro protocol for recording from spinal motoneurons of adult rats. Journal of Neurophysiology. 100, 474-481 (2008).
  16. Mitra, P., Brownstone, R. M. An In Vitro Spinal Cord Slice Preparation for Recording from Lumbar Motoneurons of the Adult Mouse. Journal of Neurophysiology. , (2011).
  17. Husch, A., Cramer, N., Harris-Warrick, R. M. Long duration perforated patch recordings from spinal interneurons of adult mice. Journal of Neurophysiology. , (2011).
  18. Manuel, M., Zytnicki, D. Alpha, beta and gamma motoneurons: functional diversity in the motor system's final pathway. J. Integr. Neurosci. 10, 243-276 (2011).
  19. Nakanishi, S. T., Whelan, P. J. A decerebrate adult mouse model for examining the sensorimotor control of locomotion. Journal of Neurophysiology. 107, 500-515 (2012).
  20. Meehan, C. F., Grondahl, L., Nielsen, J. B., Hultborn, H. Fictive locomotion in the adult decerebrate and spinal mouse in vivo. The Journal of Physiology. 590, 289-300 (2012).

Tags

Nevrovitenskap fysiologi biofysikk anatomi medisin Motor System ryggmargen Intracellulære Recordings Motoneurons EMG Force lumbar nervecellen hjerne mus dyremodell

Erratum

Formal Correction: Erratum: Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In Vivo
Posted by JoVE Editors on 01/04/2013. Citeable Link.

A correction was made to Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo. There was an error in the name of one author, Marin Manuel. The author's name has been corrected to:

Marin Manuel

instead of:

Manuel Marin

Samtidig Intracellulær Innspillingen av en Lumbar Motoneuron og Force Produsert av sin Motor Unit i Adult Mouse<em&gt; In vivo</em
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Manuel, M., Heckman, C. J.… More

Manuel, M., Heckman, C. J. Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo. J. Vis. Exp. (70), e4312, doi:10.3791/4312 (2012).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter