Summary
GABAergen präsynaptischen Hemmung ist ein leistungsfähiges hemmende Mechanismus im Rückenmark wichtig für die motorische und sensorische Signalintegration in Rückenmark-Netzwerke. Basiswert primären afferenten Depolarisation kann durch die Aufnahme von Hinterwurzel Potentiale (DRP) gemessen werden. Hier zeigen wir ein Verfahren zur in-vivo-Aufnahme von DRP in Mäusen.
Abstract
Präsynaptischen Inhibierung ist eine der stärksten inhibitorischen Mechanismen im Rückenmark. Die zugrunde liegende physiologische Mechanismus ist eine Depolarisation der primären afferenten Fasern durch GABA-erge axo-axonale Synapsen (primäre afferente Depolarisation) vermittelt. Die Stärke der primären afferenten Depolarisation durch Aufnahme der auf das Volumen durchgeführt, die Potentiale an den dorsalen Wurzel (Hinterwurzelpotentiale DRP) gemessen werden. Pathologische Veränderungen der präsynaptischen Hemmung sind in der abnormen zentralen Verarbeitung bestimmter Schmerzzuständen und in einigen Störungen des Motor Übererregbarkeit von entscheidender Bedeutung. Hier beschreiben wir ein Verfahren zum Aufzeichnen DRP in vivo in Mäusen. Die Vorbereitung des Rückenmarks Rücken Wurzeln in der narkotisierten Tier und der Aufnahmeverfahren mit Saug-Elektroden werden erläutert. Diese Methode ermöglicht die Messung GABAerge DRP und damit die Schätzung Rücken präsynaptischen Hemmung in der lebenden Maus. In Kombination mit transgenen Mausmodellen, kann DRP Aufnahme serve als ein leistungsfähiges Werkzeug, um krankheitsassoziierten Rücken Pathophysiologie zu untersuchen. In-vivo-Aufnahme hat mehrere Vorteile im Vergleich zu ex vivo isolierten Rückenmark Mittel, wie zB die Möglichkeit der gleichzeitigen Aufnahme oder Manipulation von supraspinalen Netzwerke und Induktion von DRP durch Stimulation der peripheren Nerven.
Introduction
Präsynaptischen Inhibierung ist eine der stärksten inhibitorischen Mechanismen im Rückenmark. Es hemmt die exzitatorischen postsynaptischen Potentiale (EPSPs) in monosynaptisch angeregten Motoneuronen, ohne die postsynaptischen Membranpotential und die Erregbarkeit der Motoneuronen 1-3. Primär afferente Depolarisation (PAD), die durch GABA-erge axo-axonale Synapsen auf sensorische präsynaptischen Fasern induziert wird, ist der zugrunde liegende Mechanismus 4-7 (siehe auch Abbildung 1a). Diese Synapsen enthalten GABA A-und GABA-B-Rezeptoren (GABA A R-und GABA B-R). GABA A-R-Aktivität führt zu einer Erhöhung der Chlorid-Leitfähigkeit, die PAD aufgrund des lokalen Ionenverteilung hervorruft. Diese Depolarisation blockiert die Ausbreitung von Aktionspotentialen in die Axon-Terminals und reduziert ihre Stärke, die zu einer verminderten Ca 2 +-Einstrom und eine Reduktion der Transmitterfreisetzung. Aktivierung der GABA-B-Rezeptoren tut nichtt PAD beitragen, aber zu einer Verringerung der Ca 2 +-Einstrom wodurch präsynaptischen Inhibierung. Während die Aktivierung der GABA A R scheint in kurzen Zeithemmung beteiligt sind, werden GABA B-R der langfristigen Modulation 8-10 beteiligt. Neben GABA, die den größten Teil der PAD und präsynaptischen Hemmung ausmacht, könnten auch andere Sender Systeme modulieren und dazu beitragen, diesen Mechanismus 11,12.
Pathologische Veränderungen in der präsynaptischen Hemmung scheint entscheidend zu sein in mehreren Krankheitszuständen wie zB periphere neuropathische Schmerzen und Entzündungen 13,14 sowie abnorme zentrale Schmerzverarbeitung 15, Verletzungen des Rückenmarks 16 und ZNS-Erkrankung mit motorischen Übererregbarkeit durch defekte GABAergen Transmission 17 vermittelt werden, 18. So Schätzung präsynaptischen Hemmung lohnt sich, experimentellen pathologischen Bedingungen auf der Ebene des Rückenmarks in vivo zu untersuchen 7 gemessen werden.
Erste Messungen von DRP haben bei Katzen und Frösche 19 gemeldet und wurden intensiv bei Katzen von Eccles, Schmidt und andere, in den frühen 1970er Jahren 3,4,20,21 sucht. Während in vivo-Aufnahmen von DRP bei Katzen 22 und 23 Ratten wurden weit verbreitet, Messungen in Mäusen wurden fast ausschließlich im ex vivo isolierten Rückenmark Zubereitungen 15,24 durchgeführt. Hier beschreiben wir ein Verfahren zur DRP an narkotisierten Mäusen in vivo ermöglicht eine direkte Messung der präsynaptischen Inhibierung im intakten Organismus aufzuzeichnen.
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Protocol
Alle in der folgenden Protokoll erwähnten experimentellen Verfahren wurden von den Thüringer Landesbehörden (Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz, Reg.-Nr. 02-044/12) zugelassen.
1. Die Vorbereitungen für Experiment
- Herstellung von Saug-Elektroden
- Ziehen einer Mikropipette mit einem Standard-Borosilikatglas Kapillare mit einer Mikropipette Puller, zB einem Standard-Patch-Elektrode.
- Brems die Elektrode-zu-Durchmesser von 0,5-1 mm (etwas größer als der Durchmesser der dorsalen Wurzeln) unter Verwendung eines Diamantfeilenspitze.
- Wärmelack die Spitze, so wird es nicht schaden, die Hinterwurzel, wenn es in. Ein Standard-Laborbrenner angesaugt wird, ist geeignet.
- Montieren der Glasfaden auf einem Elektrodenhalter mit einer Spritze durch den Unterdruck anlegbar ist.
- Herstellung der Lösungen
- Injektionsanästhesie für Mäuse: Mix 0,75 ml Ketamin 10%, 0,24 ml Xylazin 2%nd 5 ml 0,9% Kochsalzlösung. 10 ul / g Körpergewicht (BW) der Lösung wird intraperitoneal (ip) injiziert werden.
- Künstliche Liquor (aCSF): Verdünnen in doppelt destilliertem Wasser die folgenden Salze (in mM): NaCl 134; KCl 3; KH 2 PO 4 1,25; MgSO 4 • H 2 O 2; NaHCO 3 25; CaCl 2 2, D- Glukose 10. Add H 2 O 2 zu einer Endkonzentration von 0,003%. Verwenden Sie stets frisch hergestellten Lösung.
- Vorbereitung der Aufnahme-Setup (Abbildung 2)
- Verbinden Sie den Verstärker an eine PC-Schnittstelle zur Digitalisierung von Daten.
- Verwenden Sie ein PC-Programm oder ein Analog-Timer, einen Rechteckimpuls Stimulator und Datenerfassung auf PC-Festplatten ausgelöst werden.
- Verwenden chlorierten silverwires zu Standard-Glaselektrodenhalter als für die Stimulation und Aufzeichnung verbunden.
- Montieren Sie drei Manipulatoren für Stimulation, Aufnahme-und Referenzelektrode, die jeweils um eine stereotactic Rahmen für Mäuse, so dass alle Elektroden haben Zugriff auf die vorbereitete Rückenmarks später.
- Schließen Schläuche und Spritzen zu den Elektrodenhalter Apfelunterdruck anwenden.
2. Allgemeine Kommentare für Tierversuche und Tier Vorbereitung für Aufnahmeverfahren
- Führen Sie alle Experimente mit Mäusen nach den Richtlinien des jeweiligen institutionellen Tierpflege und Verwendung Ausschusses. Führen Sie alle Operationen und Aufnahmen unter tiefer Anästhesie sicherzustellen, dass das Leiden der Tiere minimiert.
- Betäuben das Tier durch intraperitoneale Injektion von Ketamin / Xylazin (125 mg und 8 mg pro g BW von Ketamin und Xylazin sind; 10 ul / g BW der hergestellten Lösung wie oben beschrieben). Wenn bei Langzeitaufnahmen erforderlich, können weitere Injektionen ip oder im geführt werden
Hinweis: Repetitive im Injektionen von 0,05-0,1 ml Ketamin / Xylazin-Lösung in den Oberschenkeln haben sich als geeignet erwiesen, um das Tier in tiefer Narkose für bis zu 3 Stunden halten. - Verwenden Tierarzt Salbe auf die Augen zu Trockenheit während der Narkose zu vermeiden.
- Befestigen Sie den Kopf des Tieres in einem stereotaktischen Rahmen und verwenden Sie ein Heizkissen mit rektale Sonde und Reflex-Schleife, um die Körpertemperatur des Tieres während des Experiments zu kontrollieren. Fixierung der Wirbelsäule in einem stereotaktischen Rahmen ist nicht erforderlich.
- Vor dem Start der Vorbereitung, überprüfen Narkosetiefe durch eyeblink Reflexzuckungen und zwischen den Zehen der Mäuse. Reflexe sollte abgeschafft werden.
- Öffnen Sie die Haut entlang der Mittellinie über dem Rückenmark von der oberen Brustwirbelsäule Lendenwirbelsäule zu Bereichen zu senken, um ein klares operatives Feld mit einem Skalpell zu bekommen. Verwenden Sie keine Schere, um Hautschnitte zu machen. Vorsichtig lösen Sie die Haut von der darunter liegenden Gewebe. Während der folgenden Schritte halten die Wunde um 0,9% Kochsalzlösung befeuchtet.
- Geschnitten Sehnen und des Bindegewebes an beiden Seiten der Wirbelkörper von Lenden-thorakalen Ebenen mit Skalpell und Schere. Entfernen Sie die Dornfortsätze und der Rest der Bindegewebe um die Wirbel mit einer kleinen Zange.
- Sorgfältig Wirbel knacken mit der Zange ab lumbalen Ebenen (L4/L5) unter einem Binokular. Schieben Sie die Spitze der Zange in den Raum zwischen den Wirbeln und Rückenmark und Knochenstücke heben auseinander. Schaden Sie nicht die Dura und vermeiden Druck auf das Rückenmark. Beide sind entscheidend für den Erfolg. Halten des Rückenmarks während des gesamten Verfahrens befeuchtet. Fahren Sie mit mittlerer Thorax Ebenen.
3. Die Trennung von Rücken Wurzeln und DRP-Aufnahme (Abbildung 2)
- Öffnen Sie die Dura mater vorsichtig mit einer dünnen Nadel (30 G) mit einem gebogenen Spitze. Verwenden Sie zum Befeuchten aCSF von nun an.
- Trennen Sie die dorsalen Wurzeln so weit wie möglich mit der Spurweite und schneiden zwei benachbarten Wurzeln als distal wie möglich. Kräftiges Ziehen an den Wurzeln während der Trennung wirkt sich der Erfolg des Experiments.
- Senken Sie die Saug-Elektrode bis zum doRSAL Wurzeln. Hinzufügen soviel aCSF des Rückenmarks wie möglich, weil Flüssigkeit hilft, in den dorsalen Wurzeln saugen.
- Saugen das abgeschnittene Ende einer dorsalen Wurzel in eine Glaspipette durch Anlegen von Unterdruck durch eine Spritze. Wenn nötig, verschieben Sie die Hinterwurzel vor der Elektrodenöffnung mit einer feinen Nadel.
- Wenn die Hinterwurzel in der Saug-Elektrode liegt trocken, fügen Sie einige aCSF bis zu seiner Spitze, während sorgfältig saugen, bis die Pipette ausreichend mit aCSF gefüllt.
- Nachdem die Hinterwurzel angesaugt wird, heben Sie die Elektrodenspitze aus dem Rückenmark. Darauf achten, dass keine "Wasserbrücke" zwischen der Pipettenspitze und des Rückenmarks Kurzschluss der Aufnahme / Stimulationselektrode.
- Wiederholen Sie die Schritte 3,3-3,6 für einen ipsilateralen benachbarten Wurzel.
- Positionieren Sie den Referenzelektrode so nah wie möglich an den hinteren Wurzeln und halten Sie sie, indem aCSF befeuchtet.
- Mit der Gründung der Aufnahme-Setup wird eine Wurzel bereits zur Stimulation ausgewählt, dieandere für die Aufnahme. Spannung erhöhen schrittweise während der Aufnahme aus der zweiten Rücken Wurzel wird in der Stromklemme Modus. Man kann einen kurzen Ausschlag nach unten, die durch eine langsame, lang anhaltende Ausschlag nach oben, die die DRP folgt bemerken.
- Stellen Sie die Reizspannung auf Werte supramaximale und notieren mehrere Sweeps (mindestens 20 - 30 Sweeps / Hinterwurzel bei 0,1 Hz, Filter zwischen 0,3 Hz-3 kHz).
- Nehmen Sie kurze Züge von drei Stimuli (100 Hz), um Informationen über die zeitabhängige Summation der DRP zu bekommen.
- Schalten Ableitung und Stimulation Website für weitere kontralateralen Aufnahmen.
- Tiere sind nicht dazu gedacht, das Verfahren zu überleben. Sacrifice Tiere nach der letzten Aufnahme durch Enthauptung noch unter tiefer Narkose (Ketamin / Xylazin, siehe oben, Schritt 2.2).
4. Datenanalyse
- Übertragen Sie Daten-Analyse-Programm (z. B. Sigma Plot, Igor Pro, oder MATLAB).
- Berechnen Sie die durchschnittliche Spuren from 20-30 Sweeps.
- Nehmen die maximale Amplitude der Spannung Biegung (von der Basislinie; DRP Spitzenamplitude) zur weiteren Analyse (Fig. 3).
- Berechnung des Verhältnisses der Spitzenamplitude DRP nach drei Impulsen und Einzelimpuls um ein Maß für die zeitabhängige Summierung der nachfolgenden Potentiale zu gewinnen.
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Representative Results
Typische DRP Spuren sind in Fig. 3 gezeigt. Die prominente Stimulationsartefakt wird üblicherweise durch eine kurze Abwärtsbiegung folgt. Danach ein langsamer, dauerhafte Auslenkung nach oben, die die DRP deutlich unterscheidbar. In einer Untergruppe von Aufnahmen sind Algan Reflexe, wie kleine Spitzen auf der Oberseite der DRP sichtbar. Im normalen Wildtyp-Mäusen, erscheinen Hinterwurzel Reflexe meistens, wenn Stimulationsspannung ist zu hoch. Da die Spinalgan Reflexe nicht mit hoher Reproduzierbarkeit in dieser Zubereitung hervorgerufen werden, wurden sie nicht zur Analyse genommen und darauf geachtet wurde, den niedrigsten Stimulationsspannung zu verringern, aber immer noch supra Stärke. Für die Analyse der DRP Spitzenamplituden gemittelten Spuren 20-30 nachfolgenden Durchläufe verwendet werden (Fig. 3a). Die DRP Spitzenamplituden im Vergleich zu den Ausgangswerten vor der Stimulation Artefakt berechnet werden.
Die zeitabhängige Summierung der DRP kann aus sich wiederholenden st analysierendeimulations (3 Stimuli, 100 Hz, Fig. 3b). Die Spitzenamplitude wird entsprechend der einzelnen Stimulations Experiment berechnet. Das Verhältnis der Amplituden nach einer einzigen und drei Stimulierungen mit hoher Frequenz liefert eine Schätzung der zeitabhängigen Summierung PAD.
Fig. 1 ist. Schematische Zeichnungen der PAD-assoziierten Rückenmark Wege und Aufnahme-Setup. Ein. Diagramm zeigt die schematische Weg der präsynaptischen Inhibierung im Rückenmark nach Stimulation einer dorsalen Wurzel (3). Primär afferente Depolarisation (PAD) wird durch die Aktivierung von einem Pool von Neuronen erster Ordnung (1) und fortlaufend GABAergen Hemmung durch eine hemmende Intern mit einer axo-axonale Synapsen auf afferenten Ia-Fasern (2) vermittelt. Hinterwurzel Potentiale (DRP) spiegeln die PAD, elektronisch verteilt entlang der dorsalen Wurzel und wurden in der Nähe der Eintragung in das Rückenmark (4). B aufgezeichnet. (2) Die Datenerfassung erfolgt durch einen persönlichen Computer mit patchmaster-Software (1) mit einem 8 +8 LIH-Computer-Schnittstelle. Spannungssignale von dem ELC universellen Verstärker (7) mit 10 kHz digitalisiert. Die Stimulation wird von einem TTL-Signal Steuerung eines S88 Dual-Ausgang Rechteckimpuls ausgelöst Stimulator (3). (4) Spannungsimpulse werden durch eine Saug-Elektrode angelegt. (6) Die Aufzeichnungselektrode ist mit einem Vorverstärker verbunden. Ein chlorierten Silberdraht zur Erdung (5) verwendet. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
2.DRP Aufnahme in situ. Ein. Das Rückenmark von anästhesierten Maus ausgesetzt ist, die Dura mater entfernt und mit künstlichen cerebrospinalen Flüssigkeit befeuchtet. Saugelektroden (1: Stimulationselektrode, 2: Aufzeichnungselektrode) auf dem Rückenmark angeordnet. Der Einschub zeigt das Rückenmark (schwarzer Pfeil) und die hinteren Wurzeln (blaue Pfeile). Die Hinterwurzeln werden getrennt, geschnitten und angesaugt in die Spitzen der Elektroden (1,2). B. Die Spitzen der Pipetten mit den dorsalen Wurzeln (Einschub, gelbe Pfeile) müssen sorgfältig aus dem Rückenmark Fläche erhöht werden, so dass sie nicht in Kontakt mit der umgebenden Flüssigkeit. Dehnen der dorsalen Wurzeln und berühren das Rückenmark sollte (in a und b: Stimulationselektrode 1; Aufzeichnungselektrode 2; Referenzelektrode 3) vermieden werden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
3. Repräsentative Ergebnisse. Ein. Gemittelt Aufnahme (links) von 28 aufeinander folgenden Spuren (rechts) von einem Paar dorsalen Wurzeln. Die Stimulationsartefakt (1) durch eine verlängerte negative Potential (2, oben), die die DRP reflektiert gefolgt. In einigen Aufnahmen wird Herzschlag (ECG) als Artefakt (rechts, rote Pfeile) gesehen, aber eindeutig von der DRP unterschieden werden. Spuren mit überlappenden EKG-Artefakte an den DRP überlagert haben, um aus der Analyse. B ausgeschlossen. Repetitive Stimulation (3 Reize, 10 Hz) führt zu einer zeitabhängigen Summation der DRP (Abszisse wird vergrößert, um zeitliche Summation zu klären). C. Beispiel Aufnahmen von DRP vor (schwarze Linie) und 5 min nach (rote Linie) lokaleAnwendung des GABA-erge-Blocker bicucullin (0,5 mm, 500 ul) auf die freiliegende Rückenmark. Sperrung von lokalen GABAergen Inter führt zu einem deutlichen Rückgang der DRP Spitzenamplitude bestätigt GABAergic Ursprung des aufgezeichneten Potential (beachten Sie das Artefakt von 50 Hz Sinuswelle in der roten Kurve, die gelegentlich auftritt, während DRP in-vivo-Erfassung und manchmal noch nicht einmal durch die richtige verhindert werden Erdung und Schirmung).
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Discussion
Extra-und intrazellulären elektrophysiologischen Ableitungen neuronaler Aktivität und synaptische Potentiale in vivo sind Stand der Technik Techniken bei der Untersuchung von ZNS neuronale Funktionen und Pathophysiologie. Spinal Integration ist entscheidend für die motorische Funktion, z. B. Bewegung des Körpers und für multimodale Sinneswahrnehmung. Präsynaptischen Hemmung ist einer kritischen Mechanismus in diesem Rechenvorgang eine angemessene Reaktionen auf Sinneseindrücke. GABAergen Synapsen auf Ia Afferenzen hemmen die Erregung der Motoneuronen von PAD. Hinterwurzelpotential Aufnahme in vivo eröffnet die Möglichkeit, direkt zu messen PAD im intakten Tier. Diese Technik könnte von besonderem Interesse für die Forschung zu Krankheitszuständen, bei denen abnormale Rücken Hemmung ist relevant, wie Schmerzen, Verletzungen des Rückenmarks, periphere Nervenverletzung, Entzündung oder bezogen werden. In Kombination mit der Verwendung von gentechnisch veränderten Mausmodellen kann diese Technik mächtig sein, um Investigate zugrunde liegenden Mechanismen gestört Rücken Hemmung. Die Methode, die hier überwindet einige Einschränkungen der alternativen Form der DRP-Aufnahmen in Mäusen unter Verwendung von isolierten Rückenmark Zubereitungen. Also, Wege zu supraspinalen Netzwerke erhalten und auch kombinierte Analyse von Wirbelsäulen-und supraspinalen neuronale Aktivität möglich ist. Die Wirkung der Aktivität auf supraspinalen PAD kann durch parallele elektrische Stimulation der entsprechenden Hirnzentren untersucht werden. Zusätzlich kann DRP durch Stimulation der peripheren Nerven direkt hervorgerufen werden, was von Bedeutung in Tiermodellen der Läsion peripherer Nerven oder Entzündungen sein könnten. Die Verwendung der richtigen Anästhesie, Wachsamkeit und Temperaturregelung, Aufnahmen können stundenlang in der intakten Tier unter physiologischen Bedingungen durchgeführt werden.
Im Gegensatz dazu ist im Vergleich zu der Verwendung von isolierten Rückenmarkspräparate, ist in-vivo-Erfassung der DRP, einige erstrecken sich über begrenzte gesteuerten lokalen Medikamentenapplikation und Perfusion des Bades soLösung. Arzneimittel können topisch angewendet werden, aber wegen der unsicheren Diffusion in das umgebende Gewebe, das variable Lösungsaustausch und die Menge der Lösung in dem Aufzeichnungsvorbereitungs ist es nicht möglich, die Arzneistoffkonzentration innerhalb des Rückenmarks und der Aufzeichnungsstelle zu steuern. Bei akuten Wirkungen von Oberflächen Anwendung untersucht, diese Einschränkungen kann teilweise durch lokale Anwendung durch Pipetten gelöst werden.
Das Rückenmark von Mäusen, die klein ist, sehr empfindlich auf Druck und Torsion, und eine Operation ist schwierig. Deshalb, Vorbereitung von Rückenmark der Maus für die in vivo Elektrophysiologie braucht etwas Training. Es gibt bestimmte kritische Punkte. Es ist wichtig, dass während der Herstellung die Dura mater wird nicht beeinträchtigt, und daß vorzugsweise keine oder zumindest nur sehr wenige von Druck auf die Wirbelsäule angewendet wird. Das Rückenmark ist während des gesamten Verfahrens gehalten befeuchtet werden, vor und nach der Öffnung der Dura mit NaCl und aCSF sind. Das Signal-RauschVerhältnis von DRP Aufnahmen können durch die Anregung und die Aufnahme so nah wie möglich an der Eintrittsstelle des jeweiligen Algan erhöht werden. Diligent Erdung und Schirmung des Aufnahme-Setup hilft, unspezifische Lärm zu verringern, sollten Lampen der Dissektionsmikroskop ausgeschaltet oder während der Aufnahme entfernt werden.
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Disclosures
Die Autoren erklären, keine finanziellen Interessen konkurrieren.
Acknowledgments
Wir danken Manfred Heckmann für hilfreiche Diskussionen während der Einführung der Methode. Außerdem bedanken wir uns bei Claudia Sommer für technische Unterstützung und Frank Schubert für die Unterstützung der Produktion des Videos. 01EO1002 und dem Interdisziplinären Zentrum für Klinische Forschung (IZKF) des Universitätsklinikum Jena: Die Arbeit wurde durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), Deutschland, FKZ unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Glass tubing (inner diameter 1.16 mm) | Science Products (Hofheim, Germany) | GB200F-10 | Other glass tubing might also be suitable |
| Superfusion solution (sterile, 0,9% NaCl) | Braun Melsungen AG | 3570350 | |
| Rompun 2% (Xylazine) | Bayer Animal Health GmbH (Leverkusen, Germany) | ||
| Ketamine 10% | Medistar GmbH (Ascheberg, Germany) | KETAMIN 10% | |
| 30 G Microneedle/ Sterican | Braun Melsungen AG | 4656300 | |
| Salts for aCSF | Sigma-Aldrich | Diverse | |
| S88 Dual Output Square Pulse | Grass Technologies (Warwick, USA) | S88X | |
| SIU5 RF Transformer Isolation Unit | Grass Technologies (Warwick, USA) | SIU-V | |
| InstruTECH LIH 8+8 | HEKA (Lambrecht, Deutschland) | LIH 8+8 + Patchmaster software | |
| Universal amplifier | NPI (Tamm, Deutschland) | ELC-03X | |
| Micropipette puller | Sutter Instruments (Novato, USA) | P-1000 | |
| Dissecting microscope | Olympus (Tokyo, Japan) | ||
| Micromanipulator | Sutter Instruments (Novato, USA) | MPC-200/MPC-325 | Mechanical micromanipulators also possible |
| Homeothermic Blanket System | Stoelting (Wood Dale, USA) | 50300V | |
| Intra-/extracellular recording electrode holder | Harvard Apparatus (Holliston, USA) | 641227 |
References
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