Summary
עיכוב presynaptic GABAergic הוא מנגנון מעכב חזק בחוט השדרה החשוב עבור מנוע ושילוב אות תחושתי ברשתות חוט השדרה. שלילת קוטביות מביא ראשוני בסיסית ניתן למדוד על ידי הקלטה של פוטנציאל שורש הגבי (DRP). כאן אנו מדגימים שיטת רישום vivo של DRP בעכברים.
Abstract
עיכוב presynaptic הוא אחד מהמנגנונים המעכבים החזקים ביותר בחוט השדרה. המנגנון הפיזיולוגי הבסיסי הוא שלילת קוטביות של סיבים מביא העיקריים בתיווכו של סינפסות GABAergic axo-אקסון (שלילת קוטביות מביא ראשונית). כוחה של שלילת קוטביות מביא העיקרית ניתן למדוד על ידי הקלטה של פוטנציאלים-נערך נפח בשורש הגבי (פוטנציאלי שורש הגבי, DRP). שינויים פתולוגיים של עיכוב סינפטי הם קריטיים בעיבוד המרכזי חריג של מצבי כאב מסוימים ובחלק מההפרעות של רגשנות יתר מוטורי. כאן, אנו מתארים שיטה של DRP ההקלטה in vivo בעכברים. הכנת שורשים הגבי בעמוד השדרה בחיה הרדים והליך הרישום באמצעות אלקטרודות יניקה מוסברות. שיטה זו מאפשרת מדידת GABAergic DRP ובכך הערכת עיכוב presynaptic השדרה בעכבר החי. בשילוב עם מודלים עכבר מהונדסים, הקלטת DRP יכול seRVE ככלי רב עוצמה כדי לחקור את הפתופיזיולוגיה של עמוד השדרה הקשורים למחלה. יש בvivo הקלטה מספר יתרונות בהשוואה להכנות vivo לשעבר מבודדות חוט השדרה, למשל את האפשרות של הקלטה או מניפולציה של רשתות ואינדוקציה של DRP על ידי גירוי של עצבים היקפיים supraspinal בו זמנית.
Introduction
עיכוב presynaptic הוא אחד מהמנגנונים המעכבים החזקים ביותר בחוט השדרה. זה מעכב פוטנציאלי postsynaptic מעוררים (EPSPs) בmotoneurons monosynaptically הנרגש מבלי לשנות את פוטנציאל הממברנה postsynaptic והרגישות של motoneurons 1-3. שלילת קוטביות העיקרית מביא (PAD) הנגרמת על ידי סינפסות axo-אקסון GABAergic על גבי סיבי presynaptic חושיים היא המנגנון הבסיסי 4-7 (ראה גם Figure1A). סינפסות אלה מכילים GABA-B-GABA ורצפטורים (GABA R ו GABA-B R). פעילות GABA R מובילה לעלייה במוליכות כלוריד אשר מעוררת PAD עקב חלוקת יון המקומית. לוקי שלילת קוטביות זו ההתפשטות של פוטנציאל פעולה למסופי האקסון ומפחית את כוחם מובילים לירידת Ca 2 + זרם והפחתה של שחרור משדר. הפעלה של רצפטורים GABA-B לא עושהלא לתרום לPAD אבל מוביל לירידה של Ca 2 +-זרם ובכך משפר את עיכוב סינפטי. בעוד שההפעלה של GABA R נראית שמעורבת בעיכוב קצר טווח, GABA-B R מעורב באפנון ארוך טווח 8-10. בנוסף לGABA, המהווה חלק העיקרי של PAD ועיכוב סינפטי, מערכות משדרים אחרות שאולי גם לווסת ולתרום ל11,12 מנגנון זה.
נראים שינויים פתולוגיים בעיכוב presynaptic להיות מכריע בכמה מדינות מחלה למשל דלקת היקפית וכאב נוירופתי 13,14, כמו גם עיבוד כאב המרכזי חריג 15, פגיעה בחוט השדרה 16, ומחלות של מערכת העצבים המרכזית עם רגשנות יתר מוטורי בתיווכו של שידור GABAergic הפגום 17, 18. לפיכך, הערכת עיכוב presynaptic כדאי לחקור מצבים פתולוגיים ניסיוניים ברמת חוט השדרה in vivo 7.
מדידות הראשונות של DRP דווחו בחתולים וצפרדעים 19 ונחקרו באינטנסיביות בחתולים על ידי אקלס, שמידט, ואחרים בתחילת 1970s 3,4,20,21. בעוד בvivo הקלטות של DRP בחתולים וחולדות 22 23 היו בשימוש נרחב, מדידות בעכברים כבר בוצעו באופן כמעט בלעדי בהכנות vivo לשעבר מבודדות חוט השדרה 15,24. כאן, אנו מתארים שיטה להקליט DRP בעכברים מורדמים in vivo המאפשר מדידה ישירה של עיכוב סינפטי באורגניזם שלם.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
כל הליכי הניסוי שהוזכרו בפרוטוקול הבא אושרו על ידי רשויות מדינת תורינגיה (Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz, Reg.-Nr. 02-044/12).
1. הכנות לניסוי
- ייצור של אלקטרודות היניקה
- משוך micropipette באמצעות זכוכית נימים ורוסיליקט רגילה עם חולץ micropipette, למשל האלקטרודה תיקון סטנדרטית.
- בלם האלקטרודה לטיפ בקוטר של 0.5-1 מ"מ (מעט גדול יותר בקוטר של השורשים הגבי) באמצעות קובץ יהלומים.
- פולני חום הקצה, כך שהוא לא יפגע בשורש הגבי כאשר הוא נשאב פנימה לפיד מעבדה סטנדרטי יהיה מתאים.
- הר נימה הזכוכית על בעל אלקטרודה מחובר למזרק שבאמצעותו ניתן ליישם בלחץ שלילי.
- הכנה של פתרונות
- 2% מערבבים 0.75 מיליליטר קטמין 10%, 0.24 מיליליטר xylazine: הרדמה בהזרקה לעכבריםnd 5 מיליליטר תמיסת מלח 0.9%. משקל גוף 10 μl / g (BW) של הפתרון להיות מוזרק intraperitoneally (IP).
- נוזל השדרתי מלאכותי (aCSF): מדולל במים מזוקקים פעמיים מלחים הבאים (במ"מ): NaCl 134; KCl 3; KH 2 PO 4 1.25; MgSO 4 • H 2 O 2; NaHCO 3 25; CaCl 2 2; D- גלוקוז 10. הוספת H 2 O 2 לריכוז סופי של 0.003%. השתמש פתרון תמיד מוכן טרי.
- הכנה של הגדרת ההקלטה (איור 2)
- חברו את המגבר לממשק מחשב להפיכת קובץ לדיגיטלי נתונים.
- השתמש בתכנית מבוססת מחשב או טיימר אנלוגי כדי לעורר גירוי מרובע דופק ורכישת נתונים על כונן קשיח של מחשב.
- השתמש silverwires chlorided מחובר למחזיקי אלקטרודת זכוכית סטנדרטיים כמו לגירוי וצריבה.
- להרכיב שלושה מניפולטורים לגירוי, הקלטה והאלקטרודה התייחסות בהתאמה סביב stereמסגרת otactic לעכברים, כך שלכל האלקטרודות גישה לחוט השדרה מוכנה בשלב מאוחר יותר.
- חבר tubings ומזרקים למחזיקי אלקטרודה להיות תפוח להפעיל לחץ שלילי.
2. הערות כלליות לניסויים בבעלי חיים ובעלי החיים הכנה להקלטת נוהל
- לבצע את כל הניסויים באמצעות עכברים על פי הנחיות ועדת טיפול בבעלי חיים מוסדיים ושימוש המתאים. לבצע את כל הניתוחים והקלטות בהרדמה עמוקה להבטיח כי הסבל של בעלי חיים הוא ממוזער.
- להרדים את בעלי החיים על ידי הזרקת ה-IP של קטמין / xylazine (125mg ו8mg לBW גרם של קטמין ו xylazine, בהתאמה; BW 10 μl / גרם של הפתרון מוכן כפי שתואר לעיל). במידת צורך במהלך הקלטות לטווח ארוך, יכולה להתבצע זריקות נוספות IP או im
הערה: זריקות im חוזרות ונשנות של 0.05-0.1 מיליליטר של תמיסת קטמין / xylazine בירכיים העליונות הוכיחו להיות מתאיםכדי לשמור על בעלי החיים בהרדמה עמוקה לתקופה של עד 3 שעות. - השתמש במשחת וטרינר על עיניים כדי למנוע יובש ואילו בהרדמה.
- לתקן את הראש של החיה במסגרת stereotactic ולהשתמש בכרית חימום עם בדיקה רקטלית ולולאת הרפלקס לשלוט בטמפרטורת גוף של החיה במהלך הניסוי. קיבוע של עמוד השדרה במסגרת stereotaxic אינו הכרחי.
- לפני שמתחיל בהכנה, לבדוק לעומק של הרדמה על ידי רפלקס הרף עין ורעד בין אצבעות רגליים של העכברים. רפלקסים יש לבטלו.
- פתח את העור לאורך קו האמצע מעל חוט השדרה מרמת בית החזה העליונה כדי להוריד את האזורים המותני כדי לקבל שדה מבצעי ברור באמצעות אזמל. אין להשתמש במספריים כדי להפוך את החתכים בעור. משוחרר בזהירות את העור מהרקמה הבסיסית. במהלך השלבים הבאים לשמור על הפצע הטבול בתמיסת מלח 0.9%.
- חותכים גידים ורקמות חיבור משני צידי החוליות מהמותני לרמות בית החזה באמצעות אזמל ומספריים. הסר את התהליכים ושאר רקמות חיבור spinous סביב החוליות באמצעות זאטוט קטן.
- זהירות לפצח חוליות עם הזאטוט החל מהרמות המותני (L4/L5) תחת מיקרוסקופ לנתח. לדחוף את הקצה של הזאטוט בחלל שבין החוליות וחוט השדרה והרם את חלקי עצם זה מזה. אינו פוגע בדורה ולהימנע מלחץ על חוט השדרה. שניהם הם קריטיים להצלחה. שמור על חוט השדרה הרטיב במהלך ההליך כולו. להמשיך לרמות אמצע בית החזה.
3. הפרדה של שורשים הגבי וDRP הקלטה (איור 2)
- פתח את מאטר הדורה שימוש בזהירות מחט דקה (30 G) עם קצה מכופף. השתמש aCSF להרטבה מעתה והלאה.
- הפרד את השורשים הגבי ככל האפשר באמצעות המד ולחתוך שני שורשים צמודים כדיסטלי ככל האפשר. נמרץ משיכת השורשים במהלך ההפרדה משפיעה על ההצלחה של הניסוי.
- מנמיכים את האלקטרודה היניקה עד למטלותrsal שורשים. להוסיף כמה שיותר aCSF לחוט השדרה ככל האפשר, כי נוזל מסייע למצוץ בשורשים הגבי.
- תמצוץ סוף החתך של שורש הגבי אחד לטפטפות כוס אחת על ידי הפעלת לחץ שלילי באמצעות מזרק. במידת צורך, להעביר את השורש הגבי מול פתיחת האלקטרודה באמצעות מחט עדינה.
- אם השורש הגבי טמונה יבש בתוך האלקטרודה היניקה, להוסיף קצת aCSF לקצה שלה בזמן שמוצץ בזהירות עד שטפטף מלא מספיק עם aCSF.
- לאחר השורש הגבי נשאב ב, להעלות את הקצה האלקטרודה מחוט השדרה. תשמור על עצמך שלא "גשר מים" בין קצה פיפטה וכבל הקצר במעגל השדרה האלקטרודה הקלטה / גירוי.
- חזור על שלבים 3.3-3.6 לשורש סמוך ipsilateral.
- מקם את האלקטרודה ההתייחסות הקרובה ככל האפשר לשורשים הגבי ולשמור אותו בטעימה על ידי יישום aCSF.
- על ידי הקמת מערך ההקלטה, שורש אחד הוא כבר נבחר לגירוי,אחר להקלטה. להגדיל בשלבים מתח בעת הקלטה מהשורש הגבי השני נעשה במצב מהדק הנוכחי. אפשר להבחין בסטייה כלפי מטה קצרה ואחריו סטיה איטית, ארוך טווח כלפי מעלה מייצגת את DRP.
- התאם את מתח הגירוי לsupramaximal רמות ולהקליט כמה מטאטא (לפחות 20-30 מטאטא / שורש הגבי ב0.1 הרץ, מסנן בין 0.3 קילוהרץ הרץ-3).
- הקלט רכבות קצרות של שלושה גירויים (100 הרץ) כדי לקבל מידע על הסיכום של DRP תלוי הזמן.
- לעבור הקלטה ואתר גירוי להקלטות נגדי נוספות.
- בעלי חיים לא נועדו לשרוד את ההליך. להקריב בעלי חיים לאחר ההקלטה האחרונה על ידי עריפת ראש ועדיין תחת הרדמה עמוקה (קטמין / xylazine, ראה לעיל, צעד 2.2).
4. ניתוח נתונים
- העבר את הנתונים לתכנית ניתוח (מגרש סיגמא למשל, איגור Pro, או MATLAB).
- חישוב fr עקבות הממוצעאום 20-30 מטאטא.
- קח את המשרעת המקסימלי של הסטייה המתח (מנקודת ההתחלה; המשרעת שיא DRP) לניתוח נוסף (איור 3).
- לחשב את היחס בין המשרעת שיא DRP לאחר שלושה פולסים ודופק יחיד להשיג מידה של הסיכום התלוי בזמן של פוטנציאלים שלאחר מכן.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
עקבות DRP טיפוסיות מוצגות באיור 3. חפץ הגירוי הבולט בדרך כלל על ידי הטיה כלפי מטה קצרה. לאחר מכן סטיה איטית, ארוך טווח כלפי מעלה, המייצגת את DRP היא להבחין בבירור. בקבוצת משנה של הקלטות, רפלקסים שורש הגבי נראים כמו קוצים קטנים בחלקו העליון של DRP. בעכברים נורמלים wild-type, רפלקסים שורש הגבי מופיעים לרוב כאשר מתח גירוי הוא מוגזם. לא יכולים להיות שהושרו רפלקסים השורש הגבי עם שחזור גבוה בהכנה זו, הם לא נלקחו לניתוח והטיפול נלקח כדי להפחית את מתח גירוי הנמוך ביותר, אבל כוח עדיין supramaximal. לניתוח של אמפליטודות שיא DRP, בממוצע עקבות של 20-30 מטאטא שלאחר מכן נמצאות בשימוש (איור 3 א). ניתן לחשב אמפליטודות שיא DRP בהשוואה לרמות בסיס לפני חפץ הגירוי.
הסיכום של DRP תלוי הזמן ניתן לנתח מst חוזר על עצמוimulations (3 גירויים; 100 הרץ; איור 3 ב). המשרעת השיא מחושבת על פי ניסוי גירוי אחד. היחס בין אמפליטודות אחרי אחד ושלושה גירויים בתדירות גבוהה נותן אומדן של הסכום של PAD תלוי הזמן.
איור 1. ציורים סכמטי של מסלולים הקשורים-PAD בחוט השדרה והגדרת הקלטה.. תרשים מראה את המסלול הסכמטי של עיכוב סינפטי בחוט השדרה לאחר הגירוי של שורש הגבי (3). שלילת קוטביות העיקרית מביא (PAD) מתווכת באמצעות הפעלה של בריכה של נוירונים (1) ועיכוב ברציפות GABAergic ידי interneuron מעכב עם סינפסה axo-אקסון בסיבים מביא Ia (2) מסדר הראשון. פוטנציאלי שורש הגבי (DRP) משקף את PAD, התפשט באופן אלקטרוני לאורך השורש הגבי ונרשמו ליד כניסתה לחוט השדרה (4). ב. נתונים רכישה נעשה על ידי תוכנת patchmaster הריצה מחשב אישי (1) באמצעות LIH 8 ממשק +8 מחשב (2). (7) אותות מתח מהמגבר האוניברסלי ELC הם דיגיטציה ב10 קילוהרץ. גירוי מופעל על ידי אות TTL שליטה ממריץ דופק כיכר תפוקה הכפולה S88 (3). קטניות מתח מיושמות באמצעות האלקטרודה יניקה (4). האלקטרודה ההקלטה מחוברת למגבר (6). חוט כסף chlorided משמש לאימונים (5). אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.
איור 2.הקלטה באתר DRP.. חוט השדרה של העכבר הרדים חשוף, הסיר את מאטר הדורה, וטבול בנוזל השדרתי מלאכותי. אלקטרודות השאיבה (1: גירוי אלקטרודה; 2: הקלטת אלקטרודה,) ממוקמים על חוט השדרה. הבלעה מראה את חוט השדרה (חץ שחור) ושורשים הגבי (חיצים כחולים). השורשים הגבי מופרדים, לחתוך, ונשאבו לתוך הטיפים של אלקטרודות (1,2). ב. הטיפים של טפטפות המכילה את השורשים הגבי (הבלעה, חיצים צהובים) צריכים להיות מורמים בזהירות מפני שטח בחוט השדרה, כך שהם לא במגע עם הנוזל מסביב. מתיחה של שורשי גב ונוגע בחוט השדרה יש להימנע (ובב: אלקטרודה גירוי 1; האלקטרודה הקלטת 2; התייחסות אלקטרודה 3). אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.
איור 3. נציג תוצאות. (פנל משמאל)., בממוצע הקלטה של 28 עקבות רצופות (פנל מימין) מזוג אחד של שורשים הגבי. חפץ הגירוי (1) ואחריו פוטנציאל ממושך שלילי (2, כלפי מעלה), המשקף את DRP. בחלק מההקלטות, פעימות לב (ECG) נתפסת כחפץ (פנל מימין, חיצים אדומים) אבל יכולה להיות מובחן מDRP באופן ברור. עקבות עם ממצאי א.ק.ג. חופפים גבי לDRP צריכה להיות נכללות בניתוח. ב. גירוי חוזר ונשנה (3 גירויים, 10 הרץ) מוביל לסיכום DRP תלוי זמן (abscissa מוגדל להבהיר סיכום זמני). ג. הקלטות דוגמא DRP לפני (קו שחור) ו -5 דקות אחרי (קו אדום) מקומייישום של bicucullin חוסם GABAergic (0.5 מ"מ, 500 μl) על גבי חוט השדרה החשוף. חסימת interneurons GABAergic המקומית מובילה לירידה ניכרת של משרעת שיא DRP מאשרת המוצא GABAergic של הפוטנציאל נרשם (שים לב לחפץ של 50 גל סינוס הרץ בעקומה האדומה אשר לעתים מתרחשת במהלך DRP בהקלטה vivo ולפעמים לא ניתן למנוע גם על ידי נכון הארקה וסיכוך).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
קלטות אלקטרו במיוחד ותאיות של פעילות עצבית ופוטנציאל הסינפטי in vivo הן מדינה של טכניקות אמנות בחקירת פונקציות עצביות במערכת העצבים המרכזית והפתופיזיולוגיה. שילוב של עמוד השדרה הוא קריטי לתפקוד מוטורי, כגון תנועת גפיים ולתפיסה חושית מולטי. עיכוב presynaptic הוא מנגנון קריטי אחד בתהליך חישובית זו הבטחת תגובות מתאימות לתשומות חושיות. סינפסות GABAergic על סיבים מביא Ia לעכב את העירור של motoneurons ידי PAD. שורש הגבי פוטנציאל הקלטת in vivo פותחת את האפשרות למדוד ישירות PAD בבעלי החיים בשלמותה. טכניקה זו עשויה להיות בעלי עניין מיוחד למחקר הקשורים למדינות מחלה שבה עיכוב בעמוד השדרה נורמלי הוא רלוונטי, כגון כאב, פגיעה בחוט השדרה, פגיעה בעצב היקפי, או דלקת. בשילוב עם השימוש במודלי עכבר מהונדס גנטי בטכניקה זו יכולה להיות חזקה כדי inveמנגנוני stigate מחלות אחרים מופרעים עיכוב בעמוד השדרה. השיטה כאן מתגברת על כמה מגבלות של הצורה החלופית של הקלטות DRP בעכברים באמצעות הכנות חוט השדרה מבודדות. אז, מסלולים לרשתות supraspinal נשמרים וגם ניתוח משולב של פעילות עצבית בעמוד השדרה וsupraspinal אפשרי. ההשפעה של פעילות supraspinal על PAD יכולה להיחקר על ידי גירוי חשמלי מקביל של מרכזים במוח, בהתאמה. בנוסף, ניתן עורר DRP על ידי גירוי של עצב היקפי באופן ישיר, אשר עשוי להיות רלוונטית במודלים של בעלי חיים של נגע עצבים היקפי או דלקת. שימוש בהרדמה תקינה, ערנות ובקרת טמפרטורה, ניתן לבצע הקלטות במשך שעות בחיה השלמה בתנאים פיסיולוגיים.
לעומת זאת, בהשוואה לשימוש בתכשירים בחוט השדרה מבודדים, in vivo הקלטה של DRP היא חלק להאריך מוגבל לגבי יישום מבוקר מקומי סמים וטפטוף של אמבטיה כל כךlution. יכולות להיות מיושמות על תרופות למריחה אך בשל דיפוזיה בטוחה לרקמה שמסביב, ההחלפה משתנה הפתרון והסכום של פתרון בהכנת ההקלטה לא ניתן לשלוט על ריכוז התרופה בתוך חוט השדרה ואתר ההקלטה. כאשר תופעות חריפות של יישום משטח נלמדות, מגבלות אלה ניתן לפתור חלקית על ידי יישום מקומי באמצעות טפטפות.
חוט השדרה של עכברים קטן, רגיש מאוד ללחץ ופיתול, והניתוח הוא קשה. לכן, הכנה של חוט השדרה עכבר לאלקטרופיזיולוגיה in vivo צריכה קצת אימונים. ישנן נקודות קריטיות מסוימות. זה חיוני כי במהלך הכנת מאטר הדורה לא נפגע, וכי רצוי מעט מאוד לפחות לחץ או לא מוחל על חוט השדרה. חוט השדרה חייב להישמר הרטיב במהלך ההליך כולו, לפני ואחרי הפתיחה של הדורה עם NaCl וaCSF, בהתאמה. האות לרעשיחס של הקלטות DRP יכול להיות מוגבר על ידי גירוי והקלטה קרוב ככל האפשר לנקודה של השורש הגבי בהתאמה הכניסה. הארקה ומיגון חרוץ של הגדרת ההקלטה מסייע להפחית את הרעש נוקב, מנורות של המיקרוסקופ לנתיחה צריכה להיות כבויים או הוסרו במהלך הקלטה.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
המחברים מצהירים שום אינטרסים כלכליים מתחרים.
Acknowledgments
אנו מודים מנפרד Heckmann לדיונים מועילים בזמן הקמתה של השיטה. יתר על כן, אנו מודים קלאודיה זומר לקבלת סיוע טכני ופרנק שוברט לתמיכה בהפקת הווידאו. העבודה נתמכה על ידי המשרד הפדרלי לחינוך ולמחקר (BMBF), גרמניה, FKZ: 01EO1002 והמרכז הבינתחומי למחקר קליני (IZKF) של Jena בית החולים האוניברסיטאי.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Glass tubing (inner diameter 1.16 mm) | Science Products (Hofheim, Germany) | GB200F-10 | Other glass tubing might also be suitable |
| Superfusion solution (sterile, 0,9% NaCl) | Braun Melsungen AG | 3570350 | |
| Rompun 2% (Xylazine) | Bayer Animal Health GmbH (Leverkusen, Germany) | ||
| Ketamine 10% | Medistar GmbH (Ascheberg, Germany) | KETAMIN 10% | |
| 30 G Microneedle/ Sterican | Braun Melsungen AG | 4656300 | |
| Salts for aCSF | Sigma-Aldrich | Diverse | |
| S88 Dual Output Square Pulse | Grass Technologies (Warwick, USA) | S88X | |
| SIU5 RF Transformer Isolation Unit | Grass Technologies (Warwick, USA) | SIU-V | |
| InstruTECH LIH 8+8 | HEKA (Lambrecht, Deutschland) | LIH 8+8 + Patchmaster software | |
| Universal amplifier | NPI (Tamm, Deutschland) | ELC-03X | |
| Micropipette puller | Sutter Instruments (Novato, USA) | P-1000 | |
| Dissecting microscope | Olympus (Tokyo, Japan) | ||
| Micromanipulator | Sutter Instruments (Novato, USA) | MPC-200/MPC-325 | Mechanical micromanipulators also possible |
| Homeothermic Blanket System | Stoelting (Wood Dale, USA) | 50300V | |
| Intra-/extracellular recording electrode holder | Harvard Apparatus (Holliston, USA) | 641227 |
References
- Eccles, J. C., Eccles, R. M., Magni, F. Central inhibitory action attributable to presynaptic depolarization produced by muscle afferent volleys. J. Physiol. 159, 147-166 (1961).
- Levy, R. A. The role of gaba in primary afferent depolarization. Prog. Neurobiol. 9, 211-267 (1977).
- Eccles, J. C., Magni, F., Willis, W. D. Depolarization of central terminals of Group I afferent fibres from muscle. J. Physiol. 160, 62-93 (1962).
- Eccles, J. C., Schmidt, R., Willis, W. D. Pharmacological Studies on Presynaptic Inhibition. J. Physiol. 168, 500-530 (1963).
- Maxwell, D. J., Bannatyne, B. A. Ultrastructure of muscle spindle afferent terminations in lamina VI of the cat spinal cord. Brain Res. 288, 297-301 (1983).
- Barber, R. P., Vaughn, J. E., Saito, K., McLaughlin, B. J., Roberts, E. GABAergic terminals are presynaptic to primary afferent terminals in the substantia gelatinosa of the rat spinal cord. Brain Res. 141, 35-55 (1978).
- Wall, P. D., Lidierth, M. Five sources of a dorsal root potential: their interactions and origins in the superficial dorsal horn. J. Neurophysiol. 78, 860-871 (1997).
- Rudomin, P. In search of lost presynaptic inhibition. Exp. Brain Res. 196, 139-151 (2009).
- Rudomin, P., Schmidt, R. F. Presynaptic inhibition in the vertebrate spinal cord revisited. Exp. Brain Res. 129, 1-37 (1999).
- Kullmann, D. M., et al. Presynaptic, extrasynaptic and axonal GABAA receptors in the CNS: where and why? Prog. Biophys. Mol. Biol. 87, 33-46 (2005).
- Hochman, S., Shreckengost, J., Kimura, H., Quevedo, J. Presynaptic inhibition of primary afferents by depolarization: observations supporting nontraditional mechanisms. Ann. N.Y. Acad. Sci. 1198, 140-152 (2010).
- Thompson, S. W., Wall, P. D. The effect of GABA and 5-HT receptor antagonists on rat dorsal root potentials. Neurosci. Lett. 217, 153-156 (1996).
- Enriquez-Denton, M., Manjarrez, E., Rudomin, P. Persistence of PAD and presynaptic inhibition of muscle spindle afferents after peripheral nerve crush. Brain Res. 1027, 179-187 (2004).
- Wall, P. D., Devor, M. The effect of peripheral nerve injury on dorsal root potentials and on transmission of afferent signals into the spinal cord. Brain Res. 209, 95-111 (1981).
- Witschi, R., et al. Presynaptic α2-GABAA Receptors in Primary Afferent Depolarization and Spinal Pain Control. J. Neurosci. 31, 8134-8142 (2011).
- Calancie, B., et al. Evidence that alterations in presynaptic inhibition contribute to segmental hypo- and hyperexcitability after spinal cord injury in. 89, 177-186 (1993).
- Geis, C., et al. Stiff person syndrome-associated autoantibodies to amphiphysin mediate reduced GABAergic inhibition. Brain. 133, 3166-3180 (2010).
- Geis, C., et al. Human IgG directed against amphiphysin induces anxiety behavior in a rat model after intrathecal passive transfer. J. Neural Transm. 119 (8), 981-985 (2012).
- Barron, D. H., Matthews, B. H. The interpretation of potential changes in the spinal cord. J. Physiol. 92, 276-321 (1938).
- Schmidt, R. F., Trautwein, W., Zimmermann, M. Dorsal root potentials evoked by natural stimulation of cutaneous afferents. Nature. 212, 522-523 (1966).
- Eccles, J. C., Schmidt, R. F., Willis, W. D. Presynaptic inhibition of the spinal monosynaptic reflex pathway. J. Physiol. 161, 282-297 (1962).
- Manjarrez, E., Rojas-Piloni, J. G., Jimenez, I., Rudomin, P. Modulation of synaptic transmission from segmental afferents by spontaneous activity of dorsal horn spinal neurones in the cat. J. Physiol. 529 Pt 2, 445-460 (2000).
- Geis, C., et al. Human Stiff-Person Syndrome IgG Induces Anxious Behavior in Rats. PLoS One. 6, e16775 (2011).
- Martinez-Gomez, J., Lopez-Garcia, J. A. Electrophysiological and pharmacological characterisation of ascending anterolateral axons in the in vitro mouse spinal cord. J. Neurosci. Methods. 146, 84-90 (2005).
