Protocol
Volwassen (3-4 maanden) mannelijke muizen op een gemengde C57BL / 6 achtergrond werden gebruikt in dit protocol. De dieren werden op een 12 uur licht / donker cyclus gehouden, en de vrije toegang tot voedsel en water. Alle procedures uitgevoerd in dit protocol werden uitgevoerd volgens de protocollen van de Drexel University Institutional Animal Care en gebruik Comite goedgekeurd.
1. Voorbereiding Chirurgische omgeving
- Ontsmet chirurgische tafel met 70% ethanol en vervolgens de gehele chirurgische bank met absorberende kussentjes en regelen chirurgische instrumenten naast stereotaxisch.
- Opzetten stereotaxische apparatuur zonder manipulator arm. Schik de verwarming pad op de stereotaxische en ingesteld op 37 ° C. Vermijd oververhitting van het dier door het plaatsen van een klein stukje papier handdoek of chirurgische pad tussen het dier en de verwarming pad.
- Met geautoclaveerd schaar gesneden kleine stukjes geautoclaveerde gelfoam in een steriele petrischaal met 0,9% steriele zoutoplossing tot reaDY gebruikt.
Opmerking: Handhaaf steriele werkomgeving met behulp van geautoclaveerd instrumenten en steriele chirurgische benodigdheden. Re-steriliseren chirurgische instrumenten tijdens de procedure of tussen de dieren door dompelen in een kraal sterilisator voor 10-15 sec, als dat nodig is. Handhaving van schone handschoenen tijdens de hele procedure door te wrijven handen met 70% ethanol, zoals nodig, ontsmet.
2. Prepping Muis voor Heelkunde
- Verwijder de muis uit huis kooi en weegt (g).
- Place muis aan isofluraan inductie kamer en stelt zuurstof 2 l / min en isofluraan vaporizer tot 5 een chirurgische vlak van anesthesie, ongeveer 3-5 min induceren. Monitor voor vertraagde ademhaling en immobilisatie. Controleer of de muis is volledig verdoofd met behulp van de teen knijpen reflex.
- Wanneer de muis is volledig verdoofd, plaatsen in stereotaxische frame, zet de neus in de neuskegel, die is verbonden met slang aan de isofluraan. Plaats oor bars in de gehoorgang en draai, zodat het hoofd is stabiel.
- Scheer het hoofd van oor tot oor en van tussen de ogen om achter de oren.
- Steriliseer de huid met afwisselende doekjes isopropylalcohol en betadine joodoplossing, 3 keer per.
- Pas kunstmatige tranen in beide ogen om te voorkomen dat ze uitdrogen tijdens de chirurgische ingreep.
3. Chirurgische Procedure
- Bewaken van de diepte van de anesthesie door knijpen de teen of staart. De muis in de juiste chirurgische vlak wanneer er geen respons en de ademhaling is traag en zelfs.
- Maak een parasagittal huidincisie van net achter de ogen bijna tussen de oren in een enkele, stevige beweging met behulp van een nummer 11 scalpel. Beweeg de huid opzij en clip rechterkant met hemostat.
- Duidelijke schedel van bovenliggende membraan met behulp van de saaie kant van de nummer 11 scalpel en katoen getipt applicators. Eventueel, veeg de schedel met een wattenstaafje gedoopt in 0,9% zoutoplossing. Laat volledig drogen.
- Onsing een liniaal, markeer de voorste rand van de craniotomie bij 1 mm caudaal van de coronale hechtdraad en de linkerrand van de craniotomie bij 1 mm lateraal van de pijlnaad (figuur 1), met een permanente marker. Markeer rechts en caudale grens van de craniotomie op 4 mm van de sagittale en coronale hechtingen, respectievelijk (figuur 1).
- Met behulp van een 0,5 mm boor, beginnen te craniotomy maken door het boren langzaam naar aanleiding van de permanent marker omtrek. Zorg ervoor dat u niet helemaal doorbreken van de schedel. Druk voorzichtig op de geïsoleerde stuk pariëtale bot met No. 5 tang, gebieden van zwakte zal plaatsmaken voor de druk. Wanneer de uitgedund bot is de hele omtrek voldoende zwak, het bot stuk is klaar voor verwijdering.
OPMERKING: Als de onderzoeker ervaringen moeite verwijderen van de bot in een stuk, dit suggereert dat het bot tijdens het boren niet voldoende is uitgedund. Denk verder boren van de schedel in de daaropvolgende dieren Facilitate gemakkelijk verwijderen van het bot stuk. - Met behulp van een 10 ml spuit uitgerust met een 23 G naald, een kleine hoeveelheid van 0,9% zoutoplossing om de geïsoleerde bot geboord gebied geniet.
- Bevestig de manipulator arm naar de stereotaxische apparatuur. Bevestig een nieuw nummer 11 scalpel om de sonde houder met de scherpe kant van het mes tegenover rostraal.
Opmerking Hoewel de rostrale en caudale weefsels ervaren scherpe en stompe hoeken van het mes respectievelijk de mechanische schade veroorzaakt door de penetrerende verwonding vergelijkbaar gedurende de omvang van de laesie. We zien geen merkbare verschillen in belangrijke kenmerken van reactieve gliosis waaronder opregulatie van GFAP expressie of proliferatie, tussen rostrale en caudale secties. - Houden van de manipulator arm uit de weg, til de geïsoleerde bot met behulp van 5/45 schuine pincet. Steek de punt van de tang in de zijkant van de geïsoleerde bot en een lift, met behulp van leverage te trekken uit het stuk bot achtergelaten in een full beweging.
OPMERKING: Wees voorzichtig niet naar de hersenen steken of verstoren de dura onder de schedel. - Neem een klein stukje van de geweekte absorbeerbare gel schuim en plaatsen op de onbedekte hersenen om te voorkomen dat het uitdroogt en geniet van alle bloed dat aanwezig zou kunnen zijn.
- Zodra de gel schuim is op zijn plaats, draai de manipulator arm op zijn plaats en passen blad naar het centrum van craniotomy over de gel schuim. Verwijder de gel schuim en laat het mes tot aan de punt raakt de dura zonder aanprikken van de dura. Mark dorsale / ventrale coördinaten met behulp van de nonius schaal op de verticale arm van de stereotaxische.
- De manipulator arm, langzaam lager het blad precies 3 mm in de hersenen. Dit wordt mogelijk door de nonius markeringen op de manipulator arm. Laat het blad om te verblijven in plaats voor 5-10 sec. Beweeg de stereotaxische arm met mes bevestiging rostral tot drie keer waardoor het mes aan de rostrale en caudale grenzen van de craniotomie bereiken caudaal voordat hij naar de opposite einde.
OPMERKING: De dura is niet voorafgaand aan het plaatsen van het mes verwijderd. In tegenstelling tot de rat dura, die ~ 80 urn dik 7, de muis dura aanzienlijk dunner (slechts enkele cellagen dik) en geen merkbare weerstand tegen scalpel produceren tijdens het inbrengen. Gebruik een nieuwe scalpel voor elke muis zodat elk dier krijgt een consistente letsel. - Langzaam verhogen de stereotaxische arm, het verwijderen van het mes uit de hersenen. Na verwijdering van het mes, onmiddellijk een nieuw vel van gelfoam op het hersenoppervlak te genieten van overtollig bloed of vloeistof.
- Ondertussen, verwijder de stereotaxische arm en gooi de No. 11 scalpel. Zodra bloeden is gestopt, verwijder de gelfoam.
- Sluit de wond hechten van de huid met niet-absorbeerbare hechtdraad, zoals Ethilon of Prolene. Hechtingen moeten na de operatie worden verwijderd 9-10 dagen.
- Zet de muis aan zijn kooi, en laat de muis langzaam terug op een heating pad en monitor voor tekenen van nood. Herstel van-isofluorane geïnduceerde anesthesie treedt meestal binnen 2-5 minuten na verwijdering uit de isofluorane. Laat het dier niet onbeheerd achter totdat het borstbeen recumbancy heeft herwonnen.
- Dien 0,5-1 ml Ringer's oplossing subcutaan om hydratatie te verzekeren.
4. Post-chirurgische zorg
- Nauw post-operatief te controleren dieren tot het herstel van de anesthesie alvorens terug te keren naar de kolonie.
- Om pijn en ongemak postoperatief te verminderen, te beheren 0.05-0.1 mg / kg buprenorfine door ip injectie onmiddellijk na de procedure.
- Observeer dieren voor 2-3 dagen post-operatief voor ernstige tekenen van angst zoals beperkte bewegingen, gebrek aan verzorging, of gewichtsverlies. Euthanaseren dieren demonstreren een van deze tekenen van nood en uit de studie.
- Om histopathologie van gewonde weefsels te onderzoeken, euthanaseren dieren door standaard intracardiale perfusie.
- Kort verdoven dieren met een overdosis van ketamine / xylazine, vervolgens intracardiaal geperfuseerd met 15-20 ml 0,9% NaCl of totdat de lever verwijdering van bloed, gevolgd door 60 ml van 4% paraformaldehyde aan het einde van het experiment.
- Ontleden hersenen en post-fix voor 2-4 uur in 4% paraformaldehyde alvorens naar 30% sucrose-oplossing. Sectie hersenen op een cryostaat bij 40-60 urn en proces standaard histologische en immunohistochemische procedures, of zoals beschreven in Garcia 8,9.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Omdat dieren die in deze procedure niet behoeft speciale post-operatieve zorg, korte of lange-termijn overleving perioden worden gemakkelijk opgenomen in de studie, afhankelijk van de behoefte aan acute of chronische pathologie na letsel te onderzoeken. Belangrijkste kenmerken van reactieve gliosis, zoals opregulatie van GFAP en hypertrofie van de soma, kan zo vroeg 2-3 dagen na letsel worden genomen. De piek fase van de proliferatie van reactieve astrocyten is gedurende 3-5 dagen na verwonding 10. De representatieve resultaten hieronder zijn van dieren die een steekwond laesie 7 dagen eerder ontvangen.
De algemene morfologie en cytoarchitecture van de voorhersenen na een forebrain steek letsel kan worden gevisualiseerd door Nissl-kleuring (figuur 2). Hoewel de mestraject meest prominent gehele midden van de laesie, de verstoorde corticale cytoarchitecture onthult de rostrale en caudale deel van het beschadigde tprobleem. Reactieve astrocyten kan worden waargenomen door immunohistochemie voor GFAP (Figuur 3). Merk op dat veel corticale astrocyten niet immunohistochemisch detecteerbare niveaus van GFAP vertonen in afwezigheid van schade. Echter, GFAP expressie sterk opgereguleerd in de ipsilaterale hemisfeer om de schade tijdens het op een betrekkelijk laag niveau in de contralaterale hemisfeer (Figuur 3), wat suggereert dat reactieve astrocyten worden beperkt tot de ipsilaterale hemisfeer. Merk op dat terwijl de corticale weefsel ipsilaterale aan de laesie toont sterke opwaartse regulatie van GFAP, astrocytische andere markers, zoals S100β wordt constitutief tot expressie gebracht in afwezigheid van een verwonding (figuur 4), en soortgelijke expressieniveaus na verwonding (figuur 4) te handhaven. Naast de toegenomen GFAP expressie, reactieve astrocyten ondergaan cellulaire hypertrofie. Cellichamen en processen worden vergroot en tonen intense kleuring voor GFAP (Figuur 3).
De proliferatie van reactieve astrocyten kan worden waargenomen door het toedienen van de thymidine analoog, 5-bromo-2'-deoxyuridine (BrdU) of door immunokleuring van de proliferatieve markers Ki67 en PCNA. We routinematig toedienen 200 mg / kg BrdU, ip, dieren gedurende 3-5 dagen na verwonding, de piek van reactieve gliosis 10 (figuur 3). Echter de precieze dosering en de timing van BrdU moet onafhankelijk worden overwogen voor elk onderzoek, met dien verstande dat BrdU permanent cellen die proliferatie en hun nageslacht etiketteren, op het tijdstip van toediening, maar cellen die de celcyclus te voeren voordat BrdU begint, of na BrdU administratie is voltooid, worden niet gemarkeerd. In figuur 4 tonen wij uitgebreide co-localisatie tussen GFAP en BrdU bij 1 week na letsel, wat aangeeft dat veel reactieve astrocyten zich verspreid in het tijdsverloop van BrdU toediening. Merk op dat proliferating reactieve astrocyten worden voornamelijk gelokaliseerd grenzend aan de laesie kern, terwijl reactieve astrocyten gelokaliseerd distaal van de laesie kern grotendeels niet-proliferatief (Figuur 4).
Figuur 1:. Schema van de muis schedel, die de oppervlakte van de craniotomie Blauwe lijnen verbeelden de oorspronkelijke markeringen op de grenzen van het gebied dat moet worden geboord. Boven en links markeringen gemeten op 1 mm onder of lateraal van de coronale en sagittale hechtingen, respectievelijk. Onder en rechts markeringen gemeten op 4 mm van de coronale en sagittale hechtingen, respectievelijk. De craniotomie wordt uitgevoerd door het boren van een cirkel binnen de aangegeven grenzen (stippellijn), het creëren van een craniotomie dat is ongeveer 3 mm in diameter (stippellijn). Schematisch is niet op schaal.
Figuur 2: Nissl-kleuring gedurende de rostrale-caudale omvang van de laesie volume. (A - C) coronale plakjes gewonde hersenen 1 week na de verwonding, die het halfrond ipsilaterale aan de laesie. Inlegwerk verbeelden ingezoomd beelden van de boxed regio's. De mestraject het meest prominent in het midden van de laesie, ~ 2,5 mm van Bregma (pijl in B). Let op de verstoorde corticale cytoarchitecture (bijvoegsels) in de vakken anterieure (A) en posterieur (C) naar de laesie centrum. Schaalbalk 500 pm, bijvoegsel, 250 pm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: strong> Helderveld immunohistochemie voor GFAP 1 week na een forebrain stab letsel. (A - B) Lage vergroting afbeeldingen GFAP kleuring in de contralaterale (A) en ipsilaterale (B) hemisferen van dezelfde weefselsectie van een gewond dier. De laesie is getoond in (B) en het overeenkomstige gebied in de niet-beschadigde contralaterale hemisfeer is getoond in (A). Schaal bar, 100 micrometer. (C - C) Hoge vergroting afbeeldingen normaal (C) en reactieve (D) astrocyten uit de ipsilaterale en contralaterale hemisferen, respectievelijk. Let op de dramatische hypertrofie van het cellichaam en processen van reactieve astrocyten in (D) ten opzichte van (C). Schaal bar, 10 micrometer.
825 / 52825fig4.jpg "/>
Figuur 4: Reactive astrocyten verspreiden na een forebrain stab letsel. (A - B) Immunofluorescente kleuring voor BrdU (rood) en GFAP (groen) in uninjured, control (A) en gewonden (B) hersenen, 1 week na verwonding stab. (C - D) Immunofluroescent kleuring voor BrdU (rood) en de astrocytaire marker S100β (groen) in de niet gewond (C) en gewonde (D) hemisferen, 1 week na stab letsel. Dieren kregen BrdU over dagen 3-5 na de verwonding. Merk op dat veel astrocytes prolifereren bij de laesie in de gewonde cortex (B en D, bijvoegsels, pijlpunten), terwijl astrocyten in de niet-verwonde cortex niet prolifererende (A en C, bijvoegsels). Tegenkleuring met DAPI (blauw). Schaalbalken, 100 urn, bijvoegsel, 25 urn.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Het is essentieel dat de schedel of de onderliggende dura niet worden beschadigd tijdens het boren. Gebruik lichte druk tijdens het boren aan de schedel te verzekeren wordt niet doorboord. Bovendien dient men tijdens het heffen de schedel stuk naar de dura waarborgen is niet opgeheven met het bot.
De voorhersenen stab letsel hier beschreven modellen een indringende letsel aan het centrale zenuwstelsel. Hoewel minder klinisch vertaalbaar dan TBI modellen zoals FPI of CCI, de voorhersenen stab letsel model dient als een nuttig instrument voor een breed scala van studies gericht op het onderzoeken van verschillende biochemische, cellulaire of moleculaire gebeurtenissen veroorzaakt door een discrete CNS belediging. Hoewel cognitieve tekorten gemeld in ratten, 3 weken na bilaterale stab letsel 11, moet worden opgemerkt dat de eenzijdige steken laesie model, zoals hier beschreven, is vooral geschikt voor studies naar de cellulaire respons op verwonding. Fundamentele aspecten van verschillende neuropathologische processen, zoals het opnieuwactieve gliose en littekenvorming kan gemakkelijk worden waargenomen en bestudeerd. In tegenstelling tot de FPI of CCI die diffuse en wijdverspreide neuropathologie, de gelokaliseerde gliale activering en pathologie te produceren, te vergemakkelijken intra-dier vergelijkingen tussen de gewonden en ongedeerd hemisferen. Bovendien is de infiltratie van meningeale cellen in het CZS naar de laesie een kans om de interacties tussen de cellen en de lokale reactieve astrocyten onderzoeken. Aldus dienen interacties cruciaal in de vorming van littekenweefsel, en bleken negatief reguleren permissieve eigenschappen van reactieve astrocyten regenereren van axonen 12.
Hier gebruiken we standaard immunohistochemische procedures om enkele van de belangrijkste kenmerken van reactieve astrogliosis tonen zoals hypertrofie van cellichamen en processen, verhoogde GFAP expressie en verwonding geïnduceerde proliferatie. Merk op dat hoewel de holtes niet worden waargenomen in muizen op 1-2 weken following deze procedure onderzoeken met ratten bericht holtevorming, 3 weken na het letsel 11. Verschillen in neuropathologie tussen muizen en ratten worden ook waargenomen in ruggenmergletsels. Overwegende dat ratten die een dwarslaesie vertonen cysten of holte formatie op de laesie website ondergaan, hoeft een dergelijke holtes niet te vormen in muizen 13,14.
De procedure is eenvoudig, betrouwbaar, gemakkelijk reproduceerbaar en vereist minimale apparatuur. Het kan gemakkelijk worden aangepast aan ratten of muizen studies te verrichten. In het bijzonder kan het gebruik van dit model met verschillende transgene muizenlijnen of farmacologische studies nieuwe inzicht in de mechanismen reguleren CNS respons op verwonding. Laesiegrootte en ernst kunnen worden gewijzigd door de diepte van het mes en reisafstand van de stereotaxische arm die het blad discrete perforaties plaats lengterichting mechanische laesies te produceren. Zo kan de voorhersenen stab letsel model dienen als een uitstekende Experimental platform waarmee specifieke aspecten van de verschillende neuropathologische reacties te bestuderen om letsel.
Schade aan het CZS veroorzaakt een complexe reactie die dynamisch en meercellige 6. Naast reactieve astrocyten, microglia mobiliseren snel vuil fagocytose en start zowel pro als anti-inflammatoire signaling cascades 15-18. Geactiveerde microglia en binnenvallende macrofagen produceren cytokines en chemokines, het creëren van een vijandige omgeving voor de normale cel functie en overleving 19-21. Extracellulaire matrix (ECM) moleculen, zoals chondroïtinesulfaat proteoglycan (CSPG), zijn vervaardigd uit verschillende celtypen, waaronder reactieve astrocyten en fibroblasten, en een vijandige omgeving voor de regeneratie en structurele reorganisatie van overlevende neuronen 22,23. Hier laten we zien een aantal van de belangrijkste kenmerken van reactieve astrogliose die optreden na een forebrain stab letsel. Opregulatie van tussenproduct filaments zoals GFAP, astrocyten proliferatie en gliale littekenvorming, gevolgd door latere weefselremodellering gemakkelijk worden beoordeeld met behulp van standaard immunohistochemie procedures.
Opgemerkt moet worden dat sommige functies van reactieve gliosis hier worden benadrukt, reactieve gliosis sterk contextafhankelijk met verschillende functies en genexpressieprofielen die ontstaan afhankelijk van de specifieke trekker 24. Toch kan een aantal fundamentele eigenschappen ten aanzien van de CNS reactie op letsel en pogingen tot reparatie worden gemodelleerd en onderzocht in voorhersenen stab gelaedeerde weefsel. Inderdaad is aangetoond dat ablatie van prolifererende reactieve astrocyten na een gerichte forebrain stab letsel leidt tot verhoogde leukocyt-infiltratie in het CNS en verhoogde neuronale degeneratie, waaruit de neuroprotectieve eigenschappen van reactieve astrocyten 2. Meer recent, geïsoleerd reactieve astrocyten na een doordringende steek laesie, geb.ut geen niet-invasieve schade aantonen neurale stamcel potentieel in vitro 25,26. Dus de voorhersenen steek is een krachtig letsel model voor de studie van een breed scala aan biochemische, cellulaire en moleculaire gebeurtenissen veroorzaakt door verwonding van het CNS. Het gemak en de eenvoud van dit traumamodel Aanvullende studies die kunnen leiden tot nieuwe inzichten in de CNS respons op verwonding en herstelmechanismen vergemakkelijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Stereotax | Harvard Apparatus | 726049 | |
| High speed micro drill | Harvard Apparatus | 724950 | |
| stainless steel scalpel blade, #11 | MedVet | JOR581S | |
| 5/45 angled forceps | Fine Science Tools | 11251-35 | |
| Gelfoam sponge 12 cm x 7 mm | Fisher | NC9841478 | |
| Rb anti-GFAP | DAKO | Z033429-2 | Dilution - 1:20,000 (bright-field); 1:1,000 (fluorescence) |
| Shp anti-BrdU | Abcam | ab1893 | Dilution - 1:20,000 (bright-field); 1:500 (fluorescence) |
| Biotinylated goat anti-rabbit | Vector Laboratories | BA-1000 | Dilution - 1:400 (bright-field) |
| Biotinylated rabbit anti-sheep | Vector Laboratories | BA-6000 | Dilution - 1:400 (bright-field) |
| Alexafluor 488 goat anti-rabbit | Life Technologies | A-11008 | Dilution - 1:400 (bright-field) |
| Alexafluor 568 donkey anti-sheep | Life Technologies | A-21099 | Dilution - 1:1,000 (fluorescence) |
| DAPI Nucleic Acid Stain | Life Technologies | D3571 | Dilution - 1:1,000 (fluorescence) |
| Cresyl Violet Acetate | Sigma Aldrich | C5042-10G | Dilution - 1% (bright-field) |
References
- Hamby, M. E., Sofroniew, M. V. Reactive astrocytes as therapeutic targets for CNS disorders. Neurotherapeutics. 7 (4), 494-506 (2010).
- Bush, T. G., et al. Leukocyte infiltration, neuronal degeneration, and neurite outgrowth after ablation of scar-forming, reactive astrocytes in adult transgenic mice. Neuron. 23 (2), 297-308 (1999).
- Faulkner, J. R., et al. Reactive astrocytes protect tissue and preserve function after spinal cord injury. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 24 (9), 2143-2155 (2004).
- Okada, S., et al. Conditional ablation of Stat3 or Socs3 discloses a dual role for reactive astrocytes after spinal cord injury. Nature Medicine. 12 (7), 829-834 (2006).
- Voskuhl, R. R., et al. Reactive Astrocytes Form Scar-Like Perivascular Barriers to Leukocytes during Adaptive Immune Inflammation of the CNS. Journal of Neuroscience. 29 (37), 11511-11522 (2009).
- Burda, J. E., Sofroniew, M. V. Reactive Gliosis and the Multicellular Response to CNS Damage and Disease. Neuron. 81 (2), 229-248 (2014).
- Maikos, J. T., Elias, R. A., Shreiber, D. I. Mechanical properties of dura mater from the rat brain and spinal cord. Journal of neurotrauma. 25 (1), 38-51 (2008).
- Garcia, A. D., Doan, N. B., Imura, T., Bush, T. G., Sofroniew, M. V. GFAP-expressing progenitors are the principal source of constitutive neurogenesis in adult mouse forebrain. Nat Neurosci. 7 (11), 1233-1241 (2004).
- Garcia, A. D., Petrova, R., Eng, L., Joyner, A. L. Sonic hedgehog regulates discrete populations of astrocytes in the adult mouse forebrain. J Neurosci. 30 (41), 13597-13608 (2010).
- Amat, J. A., Ishiguro, H., Nakamura, K., Norton, W. T. Phenotypic diversity and kinetics of proliferating microglia and astrocytes following cortical stab wounds. Glia. 16 (4), 368-382 (1996).
- Hozumi, I., et al. Administration of prosaposin ameliorates spatial learning disturbance and reduces cavity formation following stab wounds in rat brain. Neuroscience letters. 267 (1), 73-76 (1999).
- Ness, R., David, S. Leptomeningeal cells modulate the neurite growth promoting properties of astrocytes in vitro. Glia. 19 (1), 47-57 (1997).
- Byrnes, K. R., Fricke, S. T., Faden, A. I. Neuropathological differences between rats and mice after spinal cord injury. Journal of magnetic resonance imaging : JMRI. 32 (4), 836-846 (2010).
- Steward, O., et al. Genetic approaches to neurotrauma research: opportunities and potential pitfalls of murine models. Experimental neurology. 157 (1), 19-42 (1999).
- Davalos, D., et al. ATP mediates rapid microglial response to local brain injury in vivo. Nature neuroscience. 8 (6), 752-758 (2005).
- Hanisch, U. -K., Kettenmann, H. Microglia: active sensor and versatile effector cells in the normal and pathologic brain. Nature neuroscience. 10 (11), 1387-1394 (2007).
- Neumann, H., Kotter, M. R., Franklin, R. J. M. Debris clearance by microglia: an essential link between degeneration and regeneration. Brain. 132 (2), 288-295 (2008).
- Nimmerjahn, A. Resting Microglial Cells Are Highly Dynamic Surveillants of Brain Parenchyma in Vivo. Science. 308 (5726), 1314-1318 (2005).
- Horn, K. P., Busch, S. A., Hawthorne, A. L., van Rooijen, N., Silver, J. Another Barrier to Regeneration in the CNS: Activated Macrophages Induce Extensive Retraction of Dystrophic Axons through Direct Physical Interactions. Journal of Neuroscience. 28 (38), 9330-9341 (2008).
- Ip, C. W. Immune Cells Contribute to Myelin Degeneration and Axonopathic Changes in Mice Overexpressing Proteolipid Protein in Oligodendrocytes. Journal of Neuroscience. 26 (31), 8206-8216 (2006).
- Perry, V. H. Contribution of systemic inflammation to chronic neurodegeneration. Acta neuropathologica. 120 (3), 277-286 (2010).
- McKeon, R. J., Jurynec, M. J., Buck, C. R. The chondroitin sulfate proteoglycans neurocan and phosphacan are expressed by reactive astrocytes in the chronic CNS glial scar. Journal of Neuroscience. 19 (24), 10778-10788 (1999).
- Silver, J., Miller, J. H.
- Zamanian, J. L., et al.
- Buffo, A., et al. Origin and progeny of reactive gliosis: A source of multipotent cells in the injured brain. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (9), 3581-3586 (2008).
- Sirko, S., et al. Reactive glia in the injured brain acquire stem cell properties in response to sonic hedgehog. [corrected]. Cell stem cell. 12 (4), 426-439 (2013).
