Protocol
Adulto (3-4 meses de idade) ratos machos em um C57BL / 6 fundo misto foram utilizados neste protocolo. Os animais foram mantidos em um ciclo claro / escuro de 12 horas de luz, e permitiu o livre acesso a comida e água. Todos os procedimentos realizados neste protocolo foram realizados de acordo com protocolos aprovados pela Comissão de Drexel University Institutional Animal Care e Use.
1. Preparar Área Cirúrgica
- Desinfetar mesa cirúrgica com etanol 70%, em seguida, cobrir toda a bancada cirúrgica com absorventes higiênicos e providenciar instrumentos cirúrgicos adjacente ao estereotáxica.
- Configurar equipamento estereotáxico sem braço manipulador. Organizar a almofada de aquecimento na estereotáxico e ajustado para 37 ° C. Evitar o sobreaquecimento do animal, colocando um pequeno pedaço de papel toalha ou almofada cirúrgica entre o animal ea almofada de aquecimento.
- Com uma tesoura autoclavados, cortar pequenos pedaços de gelfoam autoclavado em uma placa de Petri estéril contendo solução salina 0,9% estéril até ready para uso.
Nota: Manter ambiente de trabalho estéril, utilizando instrumentos esterilizados e suprimentos cirúrgicos estéreis. Re-esterilizar instrumentos cirúrgicos durante o procedimento ou entre animais por meio de imersão em um esterilizador talão de 10-15 segundos, conforme necessário. Manter luvas limpas durante todo o procedimento, esfregando as mãos com álcool a 70%, conforme necessário, de desinfectar.
2. Prepping mouse para Cirurgia
- Remover rato de gaiola e pesar (g).
- Colocar o mouse na câmara de indução isoflurano e definir oxigênio a 2 L / min e vaporizador isoflurano a 5 para induzir um plano cirúrgico de anestesia, cerca de 3-5 min. Monitore a respiração desacelerou e imobilização. Verifique se o mouse está totalmente sedado utilizando o reflexo toe pitada.
- Quando o mouse está totalmente sedado, coloque no quadro estereotáxico, prenda o nariz no cone do nariz, que está ligado com a tubulação para o isoflurano. Insira barras de ouvido no canal do ouvido e aperte, garantindo a cabeça é estável.
- Raspar a cabeça de orelha a orelha, e de entre os olhos para atrás das orelhas.
- Esterilizar a pele com toalhetes alternados de álcool isopropílico e uma solução de betadine iodo, 3 vezes cada um.
- Aplicar lágrimas artificiais para ambos os olhos para evitar que sequem durante o procedimento cirúrgico.
3. Procedimento Cirúrgico
- Monitore a profundidade da anestesia por beliscar a ponta ou cauda. O rato está localizado no plano cirúrgico apropriado quando não houver nenhuma resposta, e a respiração é lenta e uniforme.
- Faça uma incisão na pele parasagittal de apenas atrás dos olhos para quase entre as orelhas em um único movimento, firme, usando uma lâmina de bisturi n ° 11. Mova pele de lado e clip lado direito com pinça hemostática.
- Limpar crânio de membrana sobreposta usando o lado maçante do No. 11 bisturi e algodão derrubou aplicadores. Opcionalmente, limpe o crânio com algodão aplicador derrubado mergulhados em solução salina a 0,9%. Deixar secar completamente.
- Nósção uma pequena régua, marcar a borda anterior da craniotomia a 1 mm caudal para a sutura coronária, e a borda esquerda da craniotomia em 1 mm lateral à sutura sagital (Figura 1), com um marcador permanente. Em seguida, marque a direita e fronteiras caudal da craniotomia a 4 mm das suturas sagital e coronal, respectivamente (Figura 1).
- Usando uma broca de 0,5 mm, começar a fazer a craniotomia por perfuração lentamente seguindo o contorno marcador permanente. Tenha cuidado para não romper o crânio completamente. Pressione suavemente a parte isolada de osso parietal com No. 5 fórceps, áreas de fraqueza dará lugar à pressão. Quando o osso diluído é suficientemente fraca ao longo do perímetro, a peça óssea está pronta para remoção.
NOTA: Se a dificuldade experiências investigador remoção do osso em uma única peça, isso sugere que o osso não estava suficientemente diluído durante a perfuração. Considere a perfuração do crânio ainda mais em animais subsequentes para Facilitate fácil remoção da peça óssea. - Usando uma seringa de 10 ml, equipado com uma agulha G 23, aplicam-se uma pequena quantidade de 0,9% de solução salina para absorver o osso isolado e área perfurada.
- Prenda o braço manipulador ao equipamento estereotáxico. Anexar uma nova lâmina de bisturi n ° 11 para o titular da sonda com o lado afiado da lâmina virada para rostralmente.
Nota: Embora os tecidos rostral e caudal experimentar as arestas vivas e sem corte da lâmina, respectivamente, a danos mecânicos induzida pela lesão penetrante é comparável em toda a extensão da lesão. Observamos há diferenças consideráveis das principais características da gliose reativa incluindo upregulation de expressão ou a proliferação GFAP, entre as seções rostral e caudal. - Mantendo o braço manipulador fora do caminho, levante cuidadosamente o osso isolado usando 5/45 fórceps anguladas. Insira a ponta da pinça para o lado do osso isolada e elevador, usando alavanca para retirar o pedaço de osso deixado para trás em um full movimento.
NOTA: Tenha cuidado para não apunhalar o cérebro ou perturbar a dura por baixo do crânio. - Pegue um pequeno pedaço da espuma gel absorvível embebida e coloque sobre o cérebro descoberto para evitar que ela seque e absorva todo o sangue que possa estar presente.
- Uma vez que a espuma de gel está no lugar, balançar o braço manipulador no lugar e ajustar lâmina para o centro da craniotomia sobre a espuma gel. Remover a espuma de gel e reduzir a lâmina até que a ponta toca a dura-máter sem a perfuração da dura-máter. Mark dorsal / ventral coordenadas utilizando a escala vernier no braço vertical da estereotáxico.
- Usando o braço manipulador, abaixe lentamente a lâmina precisamente três milímetros no cérebro. Isto é conseguido usando as marcas de escala vernier do braço manipulador. Permitir lâmina para ficar no lugar de 5-10 seg. Mova o braço estereotáxico com acessório lâmina rostral para caudal três vezes, permitindo que a lâmina para alcançar os limites rostral e caudal da craniotomia antes de passar para o opposite fim.
NOTA: A dura-máter não é removido antes de inserir a lâmina. Em contraste com a dura-máter de rato, que é ~ 80 um de espessura 7, a dura-máter do rato é consideravelmente mais finas (apenas algumas camadas celulares de espessura) e não produz uma resistência apreciável para a lâmina de bisturi durante a inserção. Usar uma nova lâmina de bisturi para cada rato para assegurar que cada animal recebe uma lesão consistente. - Lentamente levantar o braço estereotáxico, retirando a lâmina do cérebro. Após a remoção da lâmina, coloque imediatamente um outro pedaço de gelfoam na superfície do cérebro para absorver qualquer excesso de sangue ou fluido.
- Enquanto isso, retirar o braço estereotáxico e dispor da lâmina de bisturi n ° 11. Uma vez que o sangramento parou, remova o gelfoam.
- Fechar a ferida por sutura da pele com sutura não absorvível, tal como ethilon ou prolene. As suturas devem ser removidos 9-10 dias após a cirurgia.
- Devolver o mouse para sua gaiola, e permitir que o mouse para se recuperar lentamente em um heating pad eo monitor para detectar quaisquer sinais de angústia. A recuperação da anestesia induzida por isoflurano tipicamente ocorre dentro de 2-5 minutos após a remoção do isofluorano. Não deixe o animal sem supervisão até que ele recuperou recumbancy esternal.
- Administrar 0,5-1 ml de solução de Ringer lactato subcutaneamente para garantir a hidratação.
4. Cuidados pós-cirúrgica
- Acompanhar de perto os animais no pós-operatório até a recuperação da anestesia, antes de voltar para a colônia.
- Para reduzir a dor e desconforto pós-operatório, administrar 0,05-0,1 mg / kg de buprenorfina por injecção ip imediatamente após o procedimento.
- Observe os animais por 2-3 dias após a cirurgia para sinais severos de angústia, como movimentos restritos, a falta de preparação, ou perda de peso. Euthanize animais que demonstram algum destes sinais de sofrimento e retire do estudo.
- Para examinar histopatológico de tecidos lesados, eutanásia animais por stanperfusão intracardíaca dard.
- Resumidamente, anestesiar os animais com uma overdose de cetamina / xilazina e, em seguida perfundidos intracardial com 15-20 mL de NaCl a 0,9%, ou até que o fígado é limpa de sangue, seguido por 60 ml de paraformaldeído a 4% no final da experiência.
- Dissecar cérebros e pós-correção para 2-4 h em paraformaldeído a 4% antes da transferência para solução de sacarose 30%. Secção cérebros num crióstato a 40-60 uM, e processo por procedimentos histológicos ou imuno-histoquímicos convencionais, ou como descritos em Garcia 8,9.
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Representative Results
Porque os animais submetidos a esse procedimento não requerem períodos de sobrevivência especializados cuidados pós-operatórios, curtos ou de tempo de longo prazo são facilmente incorporados no estudo, dependendo da necessidade de investigar patologia aguda ou crônica após a lesão. Principais recursos de gliose reativa, como regulação alta de GFAP e hipertrofia de soma, pode ser observado logo em 2-3 dias após a lesão. A fase de pico da proliferação de astrócitos reativos é durante os dias 3-5 após lesão 10. Os resultados representativos mostrados abaixo são de animais que receberam uma lesão facada ferida 7 dias mais cedo.
A morfologia geral e citoarquitetura da parte frontal do cérebro após lesão prosencéfalo facada pode ser visualizada por coloração de Nissl (Figura 2). Embora a faixa de lâmina é mais proeminente em todo o centro da lesão, a citoarquitetura cortical interrompido revela a extensão rostral e caudal do t danificadoedição. Astrócitos reactivos pode ser observada por imuno-histoquímica para GFAP (Figura 3). Note-se que muitas astrócitos corticais não exibem níveis detectáveis de forma imunohistoquímica GFAP na ausência de lesão. No entanto, a expressão é regulada positivamente GFAP dramaticamente no hemisfério ipsilateral à lesão, permanecendo a níveis relativamente baixos do hemisfério contralateral (Figura 3), sugerindo que os astrócitos reactivos são restritas ao hemisfério ipsilateral. Note-se que, enquanto o tecido cortical ipsilateral à lesão demonstra sobre-regulação acentuada de GFAP, outros marcadores astrocíticos, tais como S100β são constitutivamente expressas na ausência de uma lesão (Figura 4), e manter os níveis de expressão semelhantes após a lesão (Figura 4). Em adição ao aumento da expressão de GFAP, astrócitos reactivos sofrer hipertrofia celular. Órgãos e processos celulares tornam-se alargada e mostrar coloração intensa para GFAP (A Figura 3).
A proliferação de astrócitos reactivos pode ser observada por administração do análogo da timidina, 5-bromo-2'-desoxiuridina (BrdU), ou por imunocoloração para os marcadores de proliferação ou PCNA Ki67. Rotineiramente administrar 200 mg / kg de BrdU, ip, a animais durante 3-5 dias após a lesão, o pico de gliose reativa 10 (Figura 3). No entanto, a dosagem precisa e a temporização de BrdU deve ser considerado de forma independente para cada estudo, tendo em conta que BrdU permanentemente etiquetar células em proliferação, bem como sua progenitura, no momento da administração, mas que as células que entram no ciclo celular antes de BrdU é iniciado, ou após a administração de BrdU é completa, não será marcado. Na Figura 4, que mostram grande de co-localização entre GFAP e BrdU após 1 semana de pós ferimento, indicando que muitas astrócitos reactivos proliferaram durante o curso de tempo de administração de BrdU. Note-se que proliferating astrócitos reactivos são predominantemente localizada adjacente à lesão do núcleo, enquanto que os astrócitos reactivos localizada distai em relação à lesão do núcleo são em grande parte não-proliferativa (Figura 4).
Figura 1:. Esquemática do crânio do rato, que descreve a zona da craniotomia linhas azuis representam as marcações iniciais que identificam os limites da área a ser perfurado. As marcas superior e esquerda são medidos em 1 mm abaixo ou lateral para as suturas coronal ou sagital, respectivamente. As marcas inferior e direita são medidos a 4 mm das suturas coronal e sagital, respectivamente. A craniotomia é realizada através da perfuração de um círculo dentro dos limites marcadas (linha ponteada), criando uma craniotomia que é cerca de 3 mm de diâmetro (linha a tracejado). Schematic não está em escala.
Figura 2: coloração de Nissl em toda a extensão rostral-caudal do volume da lesão. (A - C) cortes coronais de cérebros lesionados uma semana lesão post, mostrando o hemisfério ipsilateral à lesão. Inserções retratam ampliada imagens das regiões enquadradas. A faixa de lâmina é mais proeminente no centro da lesão, é aproximadamente de 2,5 mm a partir bregma (seta em B). Note-se a citoarquitetura cortical interrompido (inserções) nas secções anterior (A) e posterior (C) para o centro da lesão. Barra de escala 500 mm, inserir, 250 um. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: strong> imuno-histoquímica para GFAP Brightfield uma semana após uma lesão forebrain facada. (A - B) imagens de baixa ampliação de coloração GFAP no contralateral (A) e ipsilateral (B) hemisférios do mesmo corte de tecido de um animal ferido. O local da lesão é mostrado em (B), e a região correspondente no hemisfério contralateral não lesionado é mostrado em (A). Barra de escala, 100 mm. (C - D) imagens de alta ampliação normal (C) e (D) astrócitos dos hemisférios contralateral e ipsilateral reativas, respectivamente. Note-se a hipertrofia dramática do corpo e processos de astrócitos reactivos de células em (D), em comparação com (C). Barra de escala, 10 um.
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Figura 4: astrócitos reativas proliferam após uma lesão forebrain facada. (A - B) coloração de imunofluorescência para BrdU (vermelho) e GFAP (verde) em ileso, controle (A) e (B) feridos cérebros, uma semana após a lesão por arma branca. (C - D) Immunofluroescent coloração para BrdU (vermelho) e o marcador astrocytic S100β (verde) na ileso (C) e feridos (D) hemisférios, uma semana após a lesão por arma branca. Os animais receberam BrdU ao longo de dias 3-5 de pós lesão. Note-se que muitas astrócitos proliferam no local da lesão no córtex lesionado (B e D, inserir, setas), enquanto que os astrócitos do córtex não lesionado não estão a proliferar (A e C, inserções). Contracoloração com DAPI (azul). Barras de escala, 100 mm, inserir, 25 �.
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Discussion
É fundamental que o crânio ou dura subjacente não sejam danificados durante a perfuração. Use uma leve pressão durante a perfuração para garantir o crânio não é perfurada. Além disso, deve ser tomado cuidado ao levantar o pedaço do crânio para garantir a dura não é levantado com o osso.
A lesão forebrain facada descrito aqui modelos de uma lesão penetrante no SNC. Embora menos clinicamente traduzível do que os modelos de TBI como FPI ou ICC, o modelo de lesão forebrain facada serve como uma ferramenta útil para uma ampla gama de estudos destinados a investigar vários eventos bioquímicos, celulares ou moleculares desencadeadas por um insulto discreto CNS. Embora os défices cognitivos foram relatados em ratos, 3 semanas após uma lesão bilateral facada 11, deve notar-se que o modelo de lesão unilateral facada, como descrito aqui, é mais adequado para estudos sobre a resposta celular a lesão. Aspectos fundamentais de vários processos neuropatológicos, como regliose activa e formação da cicatriz pode ser facilmente observadas e estudadas. Em contraste com FPI ou CCI que produzem neuropatologia difusa e generalizada, a ativação glial localizada e patologia, facilitar as comparações intra-animais, entre os hemisférios lesadas e. Além disso, a infiltração de células meníngeas no SNC no local da lesão apresenta uma oportunidade para investigar a interacção entre estas células e astrócitos reactivos locais. Com efeito, estas interacções são críticos para a formação de tecido cicatricial, e têm sido mostrados para regular negativamente as propriedades permissivas de astrócitos reactivos a regeneração axonal 12.
Aqui usamos procedimentos de imuno-histoquímica padrão para demonstrar algumas das principais características de astrogliosis reativa como hipertrofia de órgãos e processos celulares, o aumento da expressão GFAP, e a proliferação induzida por lesão. Note-se que embora cavidades não são observados em ratinhos de 1-2 semanas folmugido este procedimento, estudos utilizando ratos relatar formação de cavidade, três semanas após a lesão 11. Diferenças na neuropatologia entre camundongos e ratos também são observados em lesões da medula espinhal. Enquanto os ratos que sofrem uma lesão medular apresentam cistos ou formação de cavidades no local da lesão, tais cavidades não formam em ratos 13,14.
O procedimento é simples, confiável, de fácil reprodução, e requer o mínimo de equipamento. Ele pode ser facilmente modificado para realizar estudos de rato ou ratinho. Em particular, o uso deste modelo com várias linhas de ratinhos transgénicos ou em estudos farmacológicos podem proporcionar novos insights sobre os mecanismos que regulam a resposta CNS a lesão. O tamanho da lesão e da gravidade pode ser modificada pelo ajustamento da profundidade da lâmina e viagens distância do braço estereotáxico que prende a lâmina para produzir furos discretos, em vez de lesões mecânicas longitudinais. Assim, o modelo de lesão facada cérebro anterior pode servir como um excelente Experimental plataforma com a qual a estudar aspectos específicos das várias respostas neuropatológicas a lesão.
Lesão ao SNC desencadeia uma resposta complexa, que é dinâmico e multicelular 6. Além de astrócitos reactivos, microglia mobilizar rapidamente a fagocitose de detritos e iniciar ambas as cascatas pró-inflamatórias e anti sinalização 15-18. Microglia activadas e macrófagos invasores produzir citocinas e quimiocinas, criando um ambiente hostil para a função celular normal e sobrevivência 19-21. Matriz (ECM) moléculas extracelulares, tais como sulfato de condroitina proteoglicano (CSPG), são produzidos a partir de uma variedade de tipos de células, incluindo os astrócitos reactivos e fibroblastos, e criar um ambiente hostil para a regeneração e reorganização estrutural de neurónios sobreviventes 22,23. Aqui demonstramos algumas das principais características de astrogliosis reativa que ocorrem após uma lesão forebrain facada. A sobre-regulação de f intermediárioilaments GFAP tais como, proliferação de astrócitos, e a formação de cicatriz glial, seguido de remodelação do tecido subsequente são prontamente avaliada utilizando procedimentos padrão de imuno-histoquímica.
Deve notar-se que, embora algumas características de gliose reativa aqui são enfatizados, gliose reactiva é altamente dependente do contexto, com diferentes características e perfis de expressão de genes que venham a surgir, dependendo do gatilho 24 específica. No entanto, um número de propriedades fundamentais com relação à resposta CNS a lesões e tentativas de reparação podem ser modelados e estudados em forebrain facada tecido lesionado. De facto, foi demonstrado que a ablação alvo de proliferação de astrócitos reactivos na sequência de uma lesão do cérebro anterior facada leva a um aumento da infiltração de leucócitos no SNC e aumento da degeneração neuronal, demonstrando as propriedades neuroprotectoras dos astrócitos reactivos 2. Mais recentemente, os astrócitos reactivos isolado na sequência de uma lesão penetrante facada, but não uma lesão não-invasivo, demonstrar potencial de células-tronco neurais in vitro 25,26. Assim, a facada prosencéfalo é um modelo de lesão poderosa para o estudo de uma ampla gama de eventos bioquímicos, celulares, e moleculares desencadeados por uma lesão no SNC. A facilidade e simplicidade deste modelo de lesão facilitará novos estudos que podem levar a novos insights sobre a resposta do SNC para os mecanismos de lesão e reparação.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Stereotax | Harvard Apparatus | 726049 | |
| High speed micro drill | Harvard Apparatus | 724950 | |
| stainless steel scalpel blade, #11 | MedVet | JOR581S | |
| 5/45 angled forceps | Fine Science Tools | 11251-35 | |
| Gelfoam sponge 12 cm x 7 mm | Fisher | NC9841478 | |
| Rb anti-GFAP | DAKO | Z033429-2 | Dilution - 1:20,000 (bright-field); 1:1,000 (fluorescence) |
| Shp anti-BrdU | Abcam | ab1893 | Dilution - 1:20,000 (bright-field); 1:500 (fluorescence) |
| Biotinylated goat anti-rabbit | Vector Laboratories | BA-1000 | Dilution - 1:400 (bright-field) |
| Biotinylated rabbit anti-sheep | Vector Laboratories | BA-6000 | Dilution - 1:400 (bright-field) |
| Alexafluor 488 goat anti-rabbit | Life Technologies | A-11008 | Dilution - 1:400 (bright-field) |
| Alexafluor 568 donkey anti-sheep | Life Technologies | A-21099 | Dilution - 1:1,000 (fluorescence) |
| DAPI Nucleic Acid Stain | Life Technologies | D3571 | Dilution - 1:1,000 (fluorescence) |
| Cresyl Violet Acetate | Sigma Aldrich | C5042-10G | Dilution - 1% (bright-field) |
References
- Hamby, M. E., Sofroniew, M. V. Reactive astrocytes as therapeutic targets for CNS disorders. Neurotherapeutics. 7 (4), 494-506 (2010).
- Bush, T. G., et al. Leukocyte infiltration, neuronal degeneration, and neurite outgrowth after ablation of scar-forming, reactive astrocytes in adult transgenic mice. Neuron. 23 (2), 297-308 (1999).
- Faulkner, J. R., et al. Reactive astrocytes protect tissue and preserve function after spinal cord injury. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 24 (9), 2143-2155 (2004).
- Okada, S., et al. Conditional ablation of Stat3 or Socs3 discloses a dual role for reactive astrocytes after spinal cord injury. Nature Medicine. 12 (7), 829-834 (2006).
- Voskuhl, R. R., et al. Reactive Astrocytes Form Scar-Like Perivascular Barriers to Leukocytes during Adaptive Immune Inflammation of the CNS. Journal of Neuroscience. 29 (37), 11511-11522 (2009).
- Burda, J. E., Sofroniew, M. V. Reactive Gliosis and the Multicellular Response to CNS Damage and Disease. Neuron. 81 (2), 229-248 (2014).
- Maikos, J. T., Elias, R. A., Shreiber, D. I. Mechanical properties of dura mater from the rat brain and spinal cord. Journal of neurotrauma. 25 (1), 38-51 (2008).
- Garcia, A. D., Doan, N. B., Imura, T., Bush, T. G., Sofroniew, M. V. GFAP-expressing progenitors are the principal source of constitutive neurogenesis in adult mouse forebrain. Nat Neurosci. 7 (11), 1233-1241 (2004).
- Garcia, A. D., Petrova, R., Eng, L., Joyner, A. L. Sonic hedgehog regulates discrete populations of astrocytes in the adult mouse forebrain. J Neurosci. 30 (41), 13597-13608 (2010).
- Amat, J. A., Ishiguro, H., Nakamura, K., Norton, W. T. Phenotypic diversity and kinetics of proliferating microglia and astrocytes following cortical stab wounds. Glia. 16 (4), 368-382 (1996).
- Hozumi, I., et al. Administration of prosaposin ameliorates spatial learning disturbance and reduces cavity formation following stab wounds in rat brain. Neuroscience letters. 267 (1), 73-76 (1999).
- Ness, R., David, S. Leptomeningeal cells modulate the neurite growth promoting properties of astrocytes in vitro. Glia. 19 (1), 47-57 (1997).
- Byrnes, K. R., Fricke, S. T., Faden, A. I. Neuropathological differences between rats and mice after spinal cord injury. Journal of magnetic resonance imaging : JMRI. 32 (4), 836-846 (2010).
- Steward, O., et al. Genetic approaches to neurotrauma research: opportunities and potential pitfalls of murine models. Experimental neurology. 157 (1), 19-42 (1999).
- Davalos, D., et al. ATP mediates rapid microglial response to local brain injury in vivo. Nature neuroscience. 8 (6), 752-758 (2005).
- Hanisch, U. -K., Kettenmann, H. Microglia: active sensor and versatile effector cells in the normal and pathologic brain. Nature neuroscience. 10 (11), 1387-1394 (2007).
- Neumann, H., Kotter, M. R., Franklin, R. J. M. Debris clearance by microglia: an essential link between degeneration and regeneration. Brain. 132 (2), 288-295 (2008).
- Nimmerjahn, A. Resting Microglial Cells Are Highly Dynamic Surveillants of Brain Parenchyma in Vivo. Science. 308 (5726), 1314-1318 (2005).
- Horn, K. P., Busch, S. A., Hawthorne, A. L., van Rooijen, N., Silver, J. Another Barrier to Regeneration in the CNS: Activated Macrophages Induce Extensive Retraction of Dystrophic Axons through Direct Physical Interactions. Journal of Neuroscience. 28 (38), 9330-9341 (2008).
- Ip, C. W. Immune Cells Contribute to Myelin Degeneration and Axonopathic Changes in Mice Overexpressing Proteolipid Protein in Oligodendrocytes. Journal of Neuroscience. 26 (31), 8206-8216 (2006).
- Perry, V. H. Contribution of systemic inflammation to chronic neurodegeneration. Acta neuropathologica. 120 (3), 277-286 (2010).
- McKeon, R. J., Jurynec, M. J., Buck, C. R. The chondroitin sulfate proteoglycans neurocan and phosphacan are expressed by reactive astrocytes in the chronic CNS glial scar. Journal of Neuroscience. 19 (24), 10778-10788 (1999).
- Silver, J., Miller, J. H.
- Zamanian, J. L., et al.
- Buffo, A., et al. Origin and progeny of reactive gliosis: A source of multipotent cells in the injured brain. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (9), 3581-3586 (2008).
- Sirko, S., et al. Reactive glia in the injured brain acquire stem cell properties in response to sonic hedgehog. [corrected]. Cell stem cell. 12 (4), 426-439 (2013).
