Summary
המטרה של פרוטוקול זה היא להדגים כיצד לפקח דינמיקת fluorescently- מתויג חלבון על משטחי תא צמח עם מיקרוסקופיה epifluorescence זווית משתנה, מראה מהבהב נקודות של PATROL1 מתויג GFP, חלבון סחר קרום, בקליפת התא של המתחם הפיוניות ב thaliana ארבידופסיס.
Protocol
1. הכנת השתילים
- לעקר את הזרעים.
- הכן את פתרון העיקור על ידי הוספת 500 μl NaClO (כלור זמין: 5.0%) ו1 μl 10% מים סטריליים 500 μl טריטון-100 X.
- א 10 המהונדס בערך מקום thaliana זרעי ביצוע GFP-PATROL1 8 לתוך צינור 1.5 מ"ל.
- הוסף 1 מיליליטר 70% אתנול פתרון, ומערבבים היטב על ידי היפוך חמש פעמים. השאר דקות 1.
- שים לב לזרעים לשקוע לתחתית של התחתית. בזרימה למינרית נקייה, בעדינות להסיר את אתנול 70% באמצעות micropipette, ולהוסיף 1 מיליליטר פתרון עיקור. מערבבים היטב על ידי היפוך חמש פעמים ולהשאיר למשך 5 דקות.
- שטוף את הזרעים. עדיין עובד בתנאים אספטיים על ספסל נקי, להסיר בעדינות את הפתרון באמצעות micropipette, ולהוסיף 1 מיליליטר מים סטריליים. חזור חמש פעמים. הזרעים המעוקרים עשויים להיות מאוחסנים במים סטריליים על 4 מעלות צלזיוס למשך 2 ימים.
- כךw הזרעים המעוקרים על 0.5% gellan-הגדילו את מסטיק 1/2 צלחת בינונית Murashige וSkoog (pH 5.8) 9. הדבק את המכסה על הצלחת באמצעות שתי שכבות של קלטת כירורגית.
- דגירה את הצלחת בחושך על 4 מעלות צלזיוס עם תא אחסון קר, O / N.
- העבר את הצלחת לתוך תא צמיחה נקבע על 23.5 מעלות צלזיוס עם מחזור אור-חושך / 12-שעות 12 שעות באמצעות 100 מ 'μmol -2 שניות -1 אורות לבנים, ודגירה של 7 ימים. שתילים עם ארוכת פסיגים של כ 1 מ"מ אז יכולים להיות שנקטפו.
2. שמים בגלילה התקנת דוגמאות טבורית
הערה: גורם חשוב בהכנת דגימה להסתכלות VAEM היא הימנעות מההכללה של בועות אוויר בין הדגימה ומכסה הזכוכית. בועות לצמצם במידה ניכרות את איכות התמונה של VAEM ידי גרימת הבדלים בשבירה. שיטה פשוטה, שיש לנו בשם "טיפת שמים 'הרכבה, יכולה לשמש כדי למנוע בועותבין א ' פסיגים thaliana ומכסה הזכוכית. זה צריך להיעשות באופן מיידי לפני התצפית.
- מניחים 30 μl של חיץ בסיסי [5 מ"מ 2 (-morpholino N) -ethanesulfonic חומצה-טריס (MES-טריס) ב- pH 6.5, 50 מ"מ KCl, 100 מיקרומטר CaCl 2] במרכז שקופיות זכוכית (גודל: 76 × מ"מ 26, עובי: 1.0-1.2 מ"מ).
- הסר טבורית משתיל 7 יום בן באמצעות מספריים לנתח. לצוף טבורית עם צד התצפית פונה כלפי מעלה על הירידה הבסיסית חיץ (איור 1, שלב 1).
- מניחים 30 μl של חיץ בסיס במרכז מכסה זכוכית (גודל: 18 × 18 מ"מ, עובי: .12-.17 מ"מ) (איור 1, שלב 2). הפעל את מכסה הזכוכית בעדינות כלפי מעלה. מתח פנים ימנעו את ירידת החיץ מלנפול. החזק את מכסה הזכוכית עם פינצטה על קצה אחד. הנח את הקצה השני בשקופית הזכוכית כך שירידת החיץ היא כ מעל טבורית.
- עם הקצה של מכסה הזכוכית עדיין בשקופית, ועדיין מחזיק את הקצה השני עם פינצטה, להתאים את המיקום של ירידת החיץ תחת מכסה הזכוכית, כך שזה ממש מעל מדגם טבורית (איור 1, שלב 3). עזוב את מכסה הזכוכית. הר ירידה במדגם וכתוצאה מכך הכנה ללא בועות אוויר.
- נגב את החיץ עודף באמצעות רקמות ונטולי מוך. שים לב להכנה מיידית (ראה שלב 3).
הערה: אין צורך לאטום את הדגימות.
3. VAEM תצפית וסרט רכישה
הערה: מערכת מיקרוסקופ TIRF 9 השתמשה במחקר הנוכחי מתוארת כדלקמן: מיקרוסקופ הפוך מצויד ביחידת TIRF ועדשה אובייקטיבית TIRF עם צמצם מספרי של 1.49. לבקרה ממוחשבת של זווית כניסת הלייזר, משמשת תיבת בקרה. חלבון ניאון ירוק (GFP) הוא נרגש עם לייזר 488 ננומטר שאוב אופטי של מוליכים למחצה, ולאהוא הקרינה מזוהה דרך מסנן להקה עובר 510-550 ננומטר כדי למנוע autofluorescence מכלורופלסטים. הערך המרבי שנמדד תפוקת סיבי הכח הוא 13.0-13.5 mW. לגילוי, אלקטרון הכפלת מכשיר תשלום מצמידים מערכת (EM-CCD) ראש המצלמה ויחידת שינוי הגדלת המצלמה C-הר משמש.
- כייל את מרכוז הלייזר והתמקדות על פי הוראות היצרן.
הערה: שלב זה הוא קריטי לתצפיות VAEM מדויקות. מומלץ מאוד שבדיקות תקופתיות של נהלי התאמת נתיב לייזר, מתאימות למיקרוסקופ שלך, מתבצעות.- לקבוע את המיקום המרכזי מואר עם נתיב אור ללא עדשה אובייקטיבי על התקרה של החדר מיקרוסקופי. כדי לסמן את המיקום המרכזי, לשים חותם מעגל צבעוני על התקרה (איור 2, שלב 1, 2).
- להאיר את התקרה עם עדשה אובייקטיבית (איור 2, שלב 3, 4). הזז אותיlluminated אזור למצב המרכז (איור 2, שלב 5). פוקוס הלייזר (איור 2, שלב 6). לכוונן את המיקום של הלייזר הממוקד למרכז (איור 2, שלב 7).
- הגדר דגימה על הבמה של המיקרוסקופ ובחר תאים לתצפית באמצעות תאורה בשדה בהירה.
- בדוק שחלבון פלואורסצנטי ניתן להבחין בתאים, ולהגדיר את עמדת -axis z בתא השטח באמצעות תאורת epifluorescence (איור 3 א).
- לבצע תצפיות VAEM.
- להטות את זווית הכניסה של קרן הלייזר בהדרגה עם תיבת בקר. במקביל, לפקח על תמונת החיה בזהירות. בתחילה, התמונה תהיה מטושטשת (איור 3).
- ככל שעולה זווית הלייזר, תמונת VAEM תהיה פחות מטושטשת, סופו של דבר לייצר תמונה ברורה (איור 3 ג ו-ד '). בשלב זה, להפסיק increaלשיר את זווית הלייזר. אם אות הקרינה הולכת לאיבוד, להקטין לזווית רדודה.
- לכוונן את זווית כניסת הלייזר כדי להשיג תמונה טובה יותר. כוונון עדין של עמדת -axis z עשוי גם לשפר את התמונה. במידת צורך, להתאים את הפרמטרים האופטיים (כוח לייזר, אורך גל ומערכת סינון) ופרמטרי חיישן תמונה [גודל תמונה, זמן חשיפה, רווח, ורווח digitizer אלקטרונים הכפלה (EM)].
הערה: במקרה של ציוד מיקרוסקופ TIRF שתואר לעיל, נציג פרמטרים הם כדלקמן. הגדלה של עדשה ממש מול המצלמה: 2X; פלט לייזר: 1.0 mW; גודל תמונה: 512 × 512 פיקסלים; זמן חשיפה: 100 אלפיות שני; קבל: 5 ×; Digitizer: 11 MHz; ורווח EM: 100.
- לרכוש סרט כקובץ תמונת TIFF מרובים עמודים באמצעות תוכנת מיקרוסקופ המסחרית. הנה, הסרט הוא נקודות שכותרת GFP מהבהבות על פני השטח של תאי הפיוניות.
הערה: תנאי רכישת תמונת נציג הם כמו folשפל. רכישת מצב: הזרם ל- RAM; מספר המסגרות: 600; וגודל קובץ TIFF מרובי עמודים: ~ 302 MB.
4. רשם גלים ניתוח לכימות של ה- GFP שכותרת דוט מגורים זמן שימוש בתוכנת פיג'י
- התקן פיג'י ('פיג'י היא רק ImageJ') תוכנה 10 באמצעות ההוראות של המחברים (http://fiji.sc/Fiji).
- הפעל פיג'י ולפתוח את קובץ TIFF מרובי עמודים נרכש באמצעות תפריט פיג'י "קובץ-הפתוח".
- מקום בשורה באתר של עניין, תוך שימוש בתפריט סרגל כלי פיג'י "קו ישר מבחר כלי". לחלופין, להשתמש ב" מקוטע קו מבחר כלי "או" Freehand קו מבחר כלי ". בתוצאות שהוצגו כאן, קו ישר של 100 פיקסלים (המקביל ל 8.0 מיקרומטר) הונח על תא בת (איור 4 א).
- הפוך תמונת רשם גלים באמצעות תפריט פיג'י "תמונה-ערימות-דינמי Reslice (איור 4). לחלופין, "Flip האנכי" "90 מעלות סובב" ובחלון תיבת סימון זמין גם (לא השתמש בתוצאות שהוצגו כאן). X וציר y בתמונה רשם גלים לציין את מיקום הקו (100 פיקסלים המתאימים ל 8.0 מיקרומטר) וזמן תצפית (600 פיקסלים מקבילים ל -60 שניות), בהתאמה. אם תמונת רשם גלים אינה משביעה רצון, את המיקום והסוג (ישר, מפולחים וחופשי) של הקו על התמונה מרובות העמודים עשויים להיות שונה. כ שינויי הקו, תמונת רשם גלים דינמית משתנה. שמירת תמונת רשם גלים כקובץ TIFF באמצעות תפריט פיג'י "קובץ-שמירה ב- Tiff".
- מדוד את האורך של הבועה בכיוון של ציר זמן.
- כדי לבצע הפחתת רעש, להחיל מסנן גאוס לתמונות רשם גלים באמצעות תפריט פיג'י "תהליך מסננים-Gaussian Blur". "סיגמא (רדius) "הפרמטר הוא מתכונן (רדיוס 1 פיקסל משמש לתוצאות שהוצגו).
- מגזר אזורי האות על ידי thresholding, באמצעות תפריט פיג'י "תמונה התאם-סף".
הערה: יש כמה אלגוריתמי thresholding לבחירה. בתוצאות שהוצגו, אלגוריתם "הין" נבחר (איור 4C). - הכן למדידת הזמן (Y) -axis אורך של הבועה באמצעות התפריט "נתח-סט מדידות". בדוק את "המלבן התוחמת" בחלון "מדידות הגדר". באופן אידיאלי סט האזור צריך להיות קטן ככל האפשר, כדי לא לכלול רעש. כאן, באזור המינימום נקבע על 50 פיקסלים. מדוד את הזמן (Y) -axis אורך של הבועה באמצעות התפריט "נתח-לנתח חלקיקים". כדי להשיג את תוצאת הערכים ולהוכיח את האמינות של אזורי המדידה, בדוק את "צג התוצאות" ועל "הוסף למנהל </ Em> "קופסות.
- ערכים בעמודה "גובה" הם הזמן (Y) -axis אורכים לבועה שנמדדה (איור 4D). שמור את הערכים באמצעות תפריט שולחן תוצאות "כקובץ-שמירה" ולחשב ולעבד את בסיס הנתונים של משכי תמונת בועה באמצעות חבילה סטטיסטית ו / או תוכנת גיליון אלקטרוני (איור 4E).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
במאמר זה וידאו, הפרוטוקולים לתצפית VAEM של ה- GFP-PATROL1 בא תאים מורכבים הפיוניות טבורית thaliana מסופקים. הרכבת ירידת שמים היא שיטת הכנה פשוטה שעשויות לעזור להפחית את ההתרחשות של בועות אוויר בהכנות VAEM של א ' פסיגים thaliana (איור 1). Overtilting של לייזר הכניסה ו / או Z-מיצוב של דגימות לVAEM יספק תמונה ברורה. אם זה יקרה, זה מומלץ להתחיל שוב מעמדה מייד מעל המדגם, כמו להישפט על ידי תאורת epifluorescence. לאחר הניסיון של כמה ימים של התבוננות VAEM, זה צריך להיות אפשרי לרכוש סרטי VAEM בהצלחה ובאופן שיגרתי, כגון זה שמוצג כאן של ה- GFP-PATROL1 dot מהבהב. באמצעות ניתוח רשם גלים מוצג באיור 4, פעמים המגורים של 185 נקודות GFP-PATROL1 מ -12 תאים בת עצמאיים בא הפסיגים thaliana נמדדו. הצפיפות המצוידפונקציה עולה כי רוב נקודות GFP-PATROL1 היו תושב בתא בת לבין 2 ו -10 שניות, עם שיא של כ -3.5 שניות (איור 4E), המצביעים על exocytosis המהיר / אנדוציטוזה של פרוטון משאבות על פני התא בת.
איור 1. סכמטי של שמי טיפת הרכבה שיטת שלב 1:. הדגימה ארבידופסיס thaliana פסיגים הם ריחפו על ירידה של חיץ בסיסי בשקופית זכוכית. שלב 2: ירידה של ירידת חיץ בסיס מונח על מכסה זכוכית. שלב 3: מכסה הזכוכית עם הירידה מתהפך והירידה ממוקמת מעל הדגימה בשקופית הזכוכית. שלב 4: מכסה הזכוכית משתחררת ונופלת על הירידה לדגימה. מעוף ציפור (למעלה). (תחתון) לרוחב ותצוגה מוגדלת. Ple ASE לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.
איור 2. כיול של מרכוז הלייזר והתמקדות שלב 1:. העמדה הריקה של אקדח מיקרוסקופ נבחר לשלוח אור הלייזר על התקרה מעל למיקרוסקופ. שלב 2: המיקום המרכזי מסומן באמצעות חותם מעגל צבעוני על התקרה. שלב 3: מטרה היא שנבחרה. שלב 4: בדוק את העמדה המוארת באור הלייזר דרך העדשה האובייקטיבית. שלב 5: התאורה מותאמת לעמדה המרכזית המסומן. שלב 6: אור הלייזר ממוקד. שלב 7:. אור הלייזר הממוקד מועבר לעמדה המרכזית המסומן אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.
E = "תמיד"> 
השוואת איור 3. של מיקרוסקופיה epifluorescence ומיקרוסקופיה זווית משתנה epifluorescence (VAEM). () סכמטי של נתיב האור של הלייזר במיקרוסקופיה epifluorescence. תמונת epifluorescence נציג של ה- GFP-PATROL1 במשטחי טבורית בשתילי 7 ימים-ישנים של thaliana ארבידופסיס (B). בר סולם עולה 5 מיקרומטר. (ג) סכמטי של נתיב האור של הלייזר בVAEM. שים לב שכניסתו של הלייזר מוטה, וזה מאיר את פני השטח של הדגימה עם עומק משתנה. תמונות (ד) VAEM של אותו האזור, כפי שמוצג ב( B). בר סולם עולה 5 מיקרומטר. אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.
דק-page = "תמיד"> 
איור 4. ניתוח רשם גלים לכמת זמן המגורים של ה- GFP-PATROL1 הנקודה. תמונה () VAEM עם קו ישר להציב לעשות רשם גלים. בר סולם עולה 5 מיקרומטר. תמונת רשם גלים לאורך הקו שמוצג (א) (ב). (ג) בינארי תמונה של (B) המבוסס על האלגוריתם של הין, שנוצר בתוכנת פיג'י. צהובים קווים להראות האזור באופן אוטומטי-המזוהה של אות ה- GFP-PATROL1. (ד) צילום מסך של טבלת תוצאות של פיג'י "לנתח חלקיקים" פונקציה. (ה) היסטוגרמה של זמן המגורים של ה- GFP-PATROL1 הנקודה בתאי בת. הקו האדום מראה את פונקצית הצפיפות. אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
במאמר זה וידאו, ניתנים פרוטוקולים לניטור ומדידת ההתנהגות הדינמית של נקודות GFP-PATROL1 במתחם הפיוניות של thaliana ארבידופסיס. כפי שניתן לראות כאן, התבוננות VAEM היא כלי רב עוצמה עבור הדמיה חיה של משטחי תאי צמח. תחת תנאי הניסוי משמשים כאן לניטור GFP-PATROL1, היה photobleaching הקרינה קטן מאוד במדגם המשמש ל1 דקות של לכידת וידאו, כי EM-CCD רגיש מאוד מתיר את השימוש בליזר עירור חלש יחסית באופטיקה VAEM. מרכוז לייזר והתמקדות, לפני תחילת כל ניסוי, חשובים לתצפית VAEM מוצלחת. משתמשים צריכים להיות מאומנים על ידי צוות מקצועי מחברת מיקרוסקופ נבחרה לפני שימוש VAEM.
VAEM מגלה כי ה- GFP-PATROL1 יש לוקליזציה דינמית עם תא כמו dot-נייח המהבהב בקרום הפלזמה. אי-L AHA1 משאבת פרוטון קרום הפלזמה fluorescently שכותרתוocalizes בpatrol1 תאי שמירה ותאי בת מוטציה, כפי שדווח בעבר 8,9. לפיכך, דינמיקת נקודת GFP-PATROL1 דמיין-VAEM עשויה לייצג את המסירה של משאבת המימן לתוך קרום הפלזמה. התנהגות דינמית זה של ה- GFP-PATROL1 קשה לדמיין באמצעות מיקרוסקופ סריקת לייזר confocal ראי סוג גלונומטר קונבנציונלי, המציינת את התועלת של VAEM בחשיפת דינמיקת חלבון בזמן אמת על משטחי תא צמח. תצפית GFP-PATROL1 היא רק דוגמא אחת ליישום VAEM בביולוגיה של תא צמח. VAEM יהיה ישים לניטור של אירועים רבים בשכבה דקה של קליפת המוח הציטופלסמה בתאי צמח (למשל, הפרשת אנזים בקיר תא סינתזה או שינוי 11,12, דינמיקת חלבון קרום פלזמה 7,13,14 דינמיקת microtubule קליפת המוח, 4, סידור מחדש של סיבים מיקרוסקופים אקטין 4,15 ואברון תנועת 6). מגוון רחב של מדעני תא צמח צריך בניתתאים מטכניקות VAEM.
הערכה כמותית של נתוני תמונה ביולוגיים הפכה לאחרונה חשובה, המונע על ידי התקדמות בציוד מיקרוסקופ ומחשוב. ניתן להשיג בקלות נתונים סרט VAEM המכילים 512 (x) × 512 (Y) × 600 פיקסלים (t) בדקות ספורות בלבד. ניתוח תמונה לא רק עוזר במדידת החיים או התנועה של חלבון fluorescently שכותרתו, אלא גם בכריית מידע ביולוגי ממערכי נתונים גדולים, רב-ממדי תמונה. רשם גלים הוא בסיסית, אבל יקרה, גישה לקביעת תנועת חלבון מטרה מנתוני סרט VAEM, כפי שמוצג על ידי הגיוס רציף של חלבונים על ממברנות פלזמה 2. רשם גלים מותר להדמיה של פעמים המגורים 'נקודות GFP-PATROL1, ותנועתיות הנמוכה שלהם בקרום פלזמה, כפי שמוצג באיור 4. לעומת זאת, רשם גלים מוגבלים להערכת יעילות תנועות מורכבות יותר, כגון הזרמת cytoplasmic. במשך יותר compliתנועת cated, ניתוח תמונה אחר גישות כגון זרימה אופטית 16 תהיה מועילה.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
המחבר יש מה למסור.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Inverted microscope | Olympus | IX-73 | |
| TIRF unit | Olympus | IX3-RFAEVAW | |
| TIRF objective lens | Olympus | UAPON 100 × OTIRF | NA = 1.49 |
| Laser angle control box | Chuo Seiki | QT-AK | |
| Optically pumped semiconductor laser | Coherent | SapphireTM LP USB 488-20 CDRH Laser | |
| 510–550 nm band-pass filter | Olympus | U-FBNA | |
| EM CCD camera | Hamamatsu Photonics | ImagEM C9100-13 | |
| C-mount camera magnification change unit | Olympus | U-TVCAC | |
| MetaMorph software | Molecular Devices | MetaMorph version 7.7.11.0 | |
| TIRF microscopy manual | Olympus | AX7385 | Instructions: Total Internal Reflection Illumination System (Printed in Japan on August 24, 2012) |
| Immersion oil | Olympus | Immersion Oil Typr-F | ne = 1.518 (23 degrees) |
References
- Konopka, C. A., Bednarek, S. Y. Comparison of the dynamics and functional redundancy of the Arabidopsis dynamin-related isoforms DRP1A and DRP1C during plant development. Plant Physiol. 147 (4), 1590-1602 (2008).
- Fujimoto, M., et al. Arabidopsis dynamin-related proteins DRP2B and DRP1A participate together in clathrin-coated vesicle formation during endocytosis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 107 (13), 6094-6099 (2010).
- Higaki, T., Sano, T., Hasezawa, S. Actin microfilament dynamics and actin side-binding proteins in plants. Curr. Opin. Plant Biol. 10 (6), 549-556 (2007).
- Rosero, A., Žársky, V., Cvrčková, F. AtFH1 formin mutation affects actin filament and microtubule dynamics in Arabidopsis thaliana. J. Exp. Bot. 64 (2), 585-597 (2013).
- Axelrod, D. Total internal reflection fluorescence microscopy in cell biology. Traffic. 2 (11), 764-774 (2001).
- Konopka, C. A., Bednarek, S. Y. Variable-angle epifluorescence microscopy: a new way to look at protein dynamics in the plant cell cortex. Plant J. 53 (1), 186-196 (2008).
- Wan, Y., Ash, W. M., Fan, L., Hao, H., Kim, M. K., Lin, J. Variable-angle total internal reflection fluorescence microscopy of intact cells of Arabidopsis thaliana. Plant Methods. 7 (27), (2011).
- Hashimoto-Sugimoto, M., et al. A Munc13-like protein in Arabidopsis mediates H+-ATPase translocation that is essential for stomatal responses. Nat. Commun. 4, 2215 (2013).
- Higaki, T., Hashimoto-Sugimoto, M., Akita, K., Iba, K., Hasezawa, S. Dynamics and environmental responses of PATROL1 in Arabidopsis subsidiary cells. Plant Cell Physiol. 55 (4), (2014).
- Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat. Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Chebli, Y., Kaneda, M., Zerzour, R., Geitmann, A. The cell wall of the Arabidopsis pollen tube-spatial distribution, recycling, and network formation of polysaccharides. Plant Physiol. 160 (4), 1940-1955 (2012).
- Fujimoto, M., Suda, Y., Vernhettes, S., Nakano, A., Ueda, T. Phosphatidylinositol 3-kinase and 4-kinase have distinct roles in intracellular trafficking of cellulose synthase complexes in Arabidopsis thaliana. Plant Cell Physiol. 56 (2), 287-298 (2015).
- Li, X., Wang, X., Yang, Y., Li, R., He, Q., Fang, X., Luu, D. T., Maurel, C., Lin, J. Single-molecule analysis of PIP2; 1 dynamics and partitioning reveals multiple modes of Arabidopsis plasma membrane aquaporin regulation. Plant Cell. 23 (10), 3780-3797 (2011).
- Li, R., Liu, P., Wan, Y., Chen, T., Wang, Q., Mettbach, U., Baluska, F., Samaj, J., Fang, X., Lucas, W. J., Lin, J. A membrane microdomain-associated protein, Arabidopsis Flot1, is involved in a clathrin-independent endocytic pathway and is required for seedling development. Plant Cell. 24 (5), 2105-2122 (2012).
- Staiger, C. J., Sheahan, M. B., Khurana, P., Wang, X., McCurdy, D. W., Blanchoin, L. Actin filament dynamics are dominated by rapid growth and severing activity in the Arabidopsis cortical array. J. Cell Biol. 184 (2), 269-280 (2009).
- Ueda, H., et al. Myosin-dependent endoplasmic reticulum motility and F-actin organization in plant cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 107 (15), 6894-6899 (2010).
