Summary
Wir zeigen eine speicherbare, transportierbar Lipid-Doppelschicht Bildungssystem. Eine Lipid-Doppelschicht-Membran kann mit mehr als 80% Erfolgsquote innerhalb von 1 h gebildet werden, wenn eine gefrorene Membran Vorläufer auf Umgebungstemperatur gebracht wird. Dieses System wird mühsamen Prozesse reduzieren und Know-how mit Ionenkanälen verbunden.
Abstract
Eine künstliche Lipiddoppelschicht oder schwarze Lipidmembran (BLM) ist ein leistungsfähiges Werkzeug, Ionenkanäle und Protein-Wechselwirkungen, sowie für Biosensor-Anwendungen für die Untersuchung. Jedoch weisen herkömmliche BLM Bildungstechniken mehrere Nachteile, und sie erfordern häufig spezifische Know-how und eine aufwendige Arbeit. Insbesondere leiden herkömmliche BLMs von niedrigen Bildung Erfolgsraten und inkonsistent Membranbildung Zeit. Hier zeigen wir eine speicherbare und transportierbare BLM Erzeugungssystem mit kontrolliertem Ausdünnungs Zeit und verbesserte BLM Bildungsrate von üblicherweise verwendeten Folien ersetzt (Polytetrafluorethylen, Polyoxymethylen, Polystyrol) zu Polydimethylsiloxan (PDMS). In diesem Experiment wird ein poröser strukturierte Polymer wie PDMS-Dünnfilm verwendet. Zusätzlich, im Gegensatz zu konventionell verwendeten Lösungsmitteln mit niedriger Viskosität, erlaubt die Verwendung von Squalen eine kontrollierte Ausdünnungs Zeit über langsame Lösungsmittelabsorption durch PDMS, Membranlebensdauer verlängert wird. In der Werbunghinaus, indem eine Mischung aus Squalen und Hexadecan verwendet wurde, wurde der Gefrierpunkt der Lipidlösung erhöht (~ 16 ° C), außerdem wurden Membranvorläufern hergestellt, die auf unbestimmte Zeit gelagert werden können und ohne weiteres transportiert werden. Diese Membranvorstufen BLM Bildungszeit von reduzierten <1 h und erreicht eine BLM-Bildungsrate von ~ 80%. Außerdem zeigten Ionenkanal Gramicidin A Versuche mit der Durchführbarkeit des Membransystems.
Introduction
Künstliche Lipiddoppelschichtmembran oder schwarze Lipidmembran (BLM), ist ein wichtiges Werkzeug für die Mechanismen von Zellmembranen und Ionenkanäle, sowie für das Verständnis der Wechselwirkungen zwischen Ionenkanälen und Ionen / Moleküle. 1-7 Obwohl der Patch-Clamp - Methode Aufklären künstrekonstruierte Membranen Lipid - Doppelschicht als Alternative Werkzeuge für die Ionenkanal - Studien wird häufig der Goldstandard für die Zellmembran Studien betrachtet, ist es mühsam ist und hoch qualifizierten Operatoren für Ionenkanal - Messungen erfordert. 8 Während entstanden sind, sind 9,10 sie auch mit mühsamen assoziiert Prozesse und spezifisches Know-how. Darüber hinaus sind Membranen auf mechanische Störungen anfällig. Daher Lipid - Doppelschicht - Technologien bisher eingeführt haben nur begrenzte praktische Anwendungen. 11
Um die Robustheit und Langlebigkeit der Lipidmembranen, Costello et al zu verbessern. 12 und Ide und Yanagida
Die Entwicklung einer Lipid-Doppelschicht-Plattform hat sich um zunehmende Robustheit und Langlebigkeit der BLMs in erster Linie drehte. Obwohl die Langlebigkeit der BLMs hat su gewesenbstantially kürzlich verbessert wurden ihre Anwendungen wegen mangelnder Transportfähigkeit und Lagerbarkeit begrenzt. Um diese Probleme zu überwinden, Jeon et al. Eine speicherbare Membransystem erzeugt und stellte eine Membran Vorläufers (MP). 16 auf einen MP konstruieren, bereiteten sie ein Gemisch aus n- Decan und Hexadecan , enthaltend 3% DPhPC (1,2-diphytanoyl- sn - glycero-3-Phosphatidylcholin) zur Steuerung des Gefrierpunktes der Lipidlösung , so dass sie bei ~ 14 ° C (unterhalb der Raumtemperatur, oberhalb typischen Kühlschranktemperatur einfrieren würde). In diesem Experiment wurde die MP verteilt auf eine kleine Öffnung auf eine Polytetrafluorethylen (PTFE) -Folie und anschließend in einem Kühlschrank bei 4 ° C eingefroren. Wenn der MP auf Raumtemperatur gebracht wurde, aufgetaut die MP und eine Lipiddoppelschicht automatisch gebildet wurde, die Expertise Eliminieren typischerweise mit Membranbildung verbunden. Allerdings war die Erfolgsquote der BLM vom MP gemacht so günstig wie ~ 27%, und die Membran Formation war inkonsistent (30 min bis 24 h), die Begrenzung der praktischen Anwendungen.
In dieser Studie wird ein Polydimethylsiloxan (PDMS) Dünnfilm anstelle einer herkömmlichen hydrophoben dünnen Filmen (PTFE, Polyoxymethylen, Polystyrol) bis (a) Steuerherstellungszeit und (b) erhöhen die Erfolgsrate der BLM Bildung verwendet, wie zuvor von Ryu berichtet et al. 17 Hierin wurde die Membranbildung durch Extraktion von Lösungsmitteln erleichtert aufgrund der porösen Natur des PDMS, und die Zeit für die Membranbildung erforderlich war erfolgreich in dieser Studie kontrolliert. In diesem System, da die Lipidlösung in die PDMS-Dünnfilm, eine konsistente Membranbildungszeit absorbiert wurde, wurde erreicht. Außerdem wurde Membranlebensdauer verlängert durch langsame Absorption von Lösungsmitteln in die PDMS-Dünnfilm, ein Ergebnis der Zugabe von Squalen zu der Lipidlösung. Wir führten optischen und elektrischen Messungen zu überprüfen, dass Membranen mit dieser Technik sind für i geeignet gebildetauf den Kanälen Studien.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Herstellung der Lösung
- Herstellung der Pufferlösung:
- Formulierung Pufferlösung aufzulösen 1 M KCl (Kaliumchlorid), 10 mM Tris-HCl (Tris-Hydrochlorid) und 1 mM EDTA (Ethylendiamintetraessigsäure) in destilliertem Wasser und pH-Einstellung auf 8,0.
- Filtern Sie die Lösung, die ein 0,20 um-Filter. Zu sterilisieren, autoklaviert die Lösung bei 121 ° C für 15 min.
- Herstellung von Lipid-Lösung für Pre-Malerei:
- Um die Lipidlösung für Vorlackierung formulieren, lösen sich 3% DPhPC (1,2-diphytanoyl- sn - glycero-3-Phosphatidylcholin) Lipid (w: v) in einer Mischung von 2: 8 n decan und Hexadecan (v: v). Rühre über Nacht einen Rotator verwenden.
- Herstellung von Lipid-Lösung für die Membranbildung:
- Um die Lipidlösung für die Membranbildung zu formulieren, lösen sich 0,1% DPhPC (1, 2-diphytanoyl- sn - glycero-3-Phosphatidylcholin) Lipid (w: v) in einer Mischung von 2: 8 squalene und Hexadecan (v: v). Rühre über Nacht einen Rotator verwenden.
2. Bildung eines PDMS Thin Film
- Mischungs PDMS und Härter in einem 9: 1 (w / w) -Verhältnis in einem Mischbecher das PDMS-Präpolymer zu bilden. In 5 g PDMS-Präpolymer in eine Petrischale der PDMS-Dünnfilm zu bilden (Dicke von 200 bis 250 & mgr; m). Verbreiten PDMS Vorpolymer einer Schleuderbeschichtungsvorrichtung bei 800 Upm für 10 sec mit einem dünnen Film zu bilden.
- Platzieren Sie die Petrischale in einem Vakuumexsikkator bei einem Druck von 100 mTorr für 2 h Luftblasen zu entfernen. das Vorpolymer Dünnschicht, bake in einem Ofen für 5 h bei 70 ° C zu polymerisieren.
- Um ein Quadrat PDMS dünnen Film zu machen, schneiden Sie die polymerisierte PDMS - Dünnfilm in 2 x 2 cm 2 Plätzen. Verwenden Sie einen 500 & mgr; m Mikro Stanze eine Öffnung in der Mitte der PDMS dünnen Film zu machen. Pre-Farbe Öffnungen mit 3% DPhPC Lipidlösung gemischt in 2: 8 n- Decan und Hexadecan.
3. Kammer Herstellung und Assembly
- Zur Herstellung der BLM Kammer, Design zwei symmetrische Blöcke der Kammer mit Hilfe von 3D Zeichensoftware mit Außenabmessungen von 4 cm x 1,5 cm x 1 cm und Innen gut Abmessungen von 1,5 cm x 1,3 cm x 0,8 cm 17.
- Craft die Kammer einen PTFE-Block mit einer CNC-Maschine und den Anweisungen des Herstellers folgen.
4. Kammerversammlung
- Um die Kammer montieren, stellen Sie den vorlackiertes-PDMS-Dünnschicht zwischen den beiden PTFE-Blöcke, so dass die Öffnung auf dem dünnen Film PDMS ist mit dem Loch in der Kammer ausgerichtet ist.
- Verschließen Sie die Außenkanten der Kammer ein Deckglas mit Fett mit (optische Beobachtung zu erleichtern). Unbeweglichkeitseffekt die zusammengesetzte Kammer Muttern und Schrauben verwenden.
HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Kammer gut abgedichtet, so dass es keine Flüssigkeit austritt.
5. Bildung von Membran Precursor mit Beschleunigter Selbstorganisation Formation (MPES)
- Mit einer Pipette deponieren 0,5ul 0,1% DPhPC Lipid gemischt in 2: 8 n decan: Hexadecan auf die Apertur des dünnen Films PDMS mit der Kammer montiert.
- Vor der Verwendung speichern die Kammer in einem Gefrierschrank oder Kühlschrank unter 10 ° C.
6. Membranbildung und Verifikation
- Um einen BLM mit MPES bilden, ziehen Sie die Kammer aus dem Kühlschrank und suspendieren 2 ml Pufferlösung in jeder Seite der Kammer. Stellen Sie die Kammer beiseite für <10 min, bis die gefrorene Membran Vorläufer auftaut.
- Platzieren Sie die Kammer auf einen Mikromanipulators genau zu steuern die Höhe in Bezug auf die Lichtquelle und das Mikroskop. Ausleuchten einer Seite der Kammer als eine Lichtquelle eine Halogenfaseroptischen Illuminator mit der Apertur der PDMS-Dünnfilm für eine optische Beobachtung der BLM Bildungsprozesses zu erhellen.
- Auf der anderen Seite, legen Sie ein digitales Mikroskop vertikal in Bezug auf die Lichtquelle BLM Bildung zu beobachten (vergrößern um 200X).
- Um BLM Bildung bestätigen, beachten Sie die Mitte der Öffnung, wo die Farbe heller als der Ringspalt wird.
7. Elektrische Aufnahme
- Für die elektrische Messung vorbereiten Ag / Cl Elektroden eine 208 um dicke Silberdraht und Bleichmittel in Natriumhypochlorit> 1 min verwendet wird. Platzieren Sie die Ag / Cl Elektroden in jeder Seite der Kammer, tief genug eingetaucht werden in die Pufferlösung.
- Die Elektroden an der Mikroelektrode Verstärker. Mit Elektro Software, wenden Sie einen ± 10 mV Dreieckwellenform über die Membran eine Rechteckwelle zu erwerben. Stellen Sie Anlegen einer Spannung durch die Pfeile auf V_clamp (mV) angegeben klicken.
- Notieren Sie sich die elektrischen Eigenschaften der Membran durch die Record-Taste (roter Punkt-Symbol) klicken. Fahren Sie mit der Aufzeichnung, bis eine einheitliche Rechteckwelle beobachtet wird. Beenden Sie die Aufnahme durch das schwarze Quadrat-Symbol klicken.
8. Ionenkanal-Incorporation
NICHTE: Gramicidin A (gA) der Einbau erfolgt spontan bei der Bildung von BLM als gA ist direkt mit der Lipidlösung zugegeben.
- gA Kanal Aktivitäten gelten 100 mV über die Membran bei einer Abtastrate von 5 kHz zu messen Haltepotential der Membran zu beobachten. Stellen Sie Anlegen einer Spannung durch die Pfeile auf V_clamp (mV) angegeben klicken.
- Notieren Sie sich die elektrischen Eigenschaften des gA-Einbau durch die Record-Taste (roter Punkt-Symbol) klicken. Gehen Sie die Aufzeichnung, bis der Strom Sprünge beobachtet wird. Beenden Sie die Aufnahme durch das schwarze Quadrat-Symbol klicken.
- Nach dem elektrischen Datenerfassung, die Daten filtern, mit einem Tiefpass-Bessel-Filter bei 100 Hz eine Elektro Software.
- Beachten Sie Stromsprünge in der gefilterten Haltepotential Daten (jeder Stromsprung, ~ 0,15 nS, stellt Dimerisierung eines gA Ionenkanal) gA Einbau zu überprüfen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Optimierung der MPES Lösung Zusammensetzung
Verschiedene Zusammensetzungen von Lipiden und Lösungsmittel wurden getestet, um erfolgreich Lipid-Bilayer-Membranen aus MPES rekonstituieren. Das MP - System mit einem Gemisch aus n- Decan und Hexadecan , enthaltend 3% DPhPC 14 zeigte eine geringe Erfolgsrate der Membranbildung (~ 27%). Zusätzlich kann, wie kontinuierlich Lipidlösung extrahiert die PDMS-Film war es erforderlich, die Lösungsmittelzusammensetzung zu optimieren, eine intakte Membran-Lipid-Doppelschicht zu halten. Daher Squalen, der 18 bei 20 ° C verwendet wurde , eine Viskosität von 12 cP hat anstelle von n- Decan, die bei 20 ° C eine Viskosität von 0,92 cP hat. 19. Wenn Squalen verwendet wurde, sowohl die Stabilität und die Langlebigkeit erhöht aufgrund eines verminderte Geschwindigkeit der Lösungsmittelabsorption durch PDMS. In Tabelle 1 sind die Ausdünnungs Zeit, Lebensdauer und Erfolgsrate von Membranen mit unterschiedlichen Lösungsmittelzusammensetzungen.
Wenn n- Decan verwendet wurde, war die Membranbildung inkonsistent und Membranen häufig innerhalb einer kurzen Zeitspanne gebrochen, aufgrund der schnellen Absorption des Lösungsmittels durch PDMS - Dünnschichten. Auf der anderen Seite, wenn Squalen verwendet wurde, wurde Zeit Membranruptur verzögert. Zusätzlich Zeit der Membranbildung wurde konsistenter Erfolgsrate der Membranbildung verbessert und die Lebensdauer der Membranen erhöht.
Membranbildung aus Membran Precursor (MP)
Ein MP ist das gefrorene Form von Lipid-Lösung, die nach dem Auftauen bei Raumtemperatur leicht nutzbar wird. Die Lipidlösung , die ein Gemisch aus n- Decan und Hexadecan in einer kleinen Öffnung in einer PDMS - Dünnfilm gefriert unter 16 ° C, und ist unbegrenzt lagerfähig und transportfähig in gefrorener Form enthält. Figur 1 veranschaulicht den Zusammenbau eines PDMS - Dünnfilm mit einer PTFE chaMBER ein MP zu erzeugen. Vor der Verwendung wurde die PTFE Kammer aus dem Kühlschrank zur Membranbildung abgezogen. Hierbei wurde der PDMS-Dünnfilm mit der gefrorenen Lipidlösung, die zwischen zwei Hälften PTFE Kammern angeordnet. Wenn Pufferlösung anschließend auf die beiden Seiten der Kammer bei Raumtemperatur zugegeben wurde, bildete die Lipiddoppelschicht-Membran spontan beim Auftauen des gefrorenen Membranvorläufer (MP).
Beim Auftauen, verdünnt die Lipidlösung in Abbildung 2 beschrieben werden. Wenn die gefrorenen Membranvorläufer aufgetaut, zwei Monoschichten entlang der Grenzflächen zwischen Puffer und Lipidlösung in Kontakt gebracht wurden. 20 Nach der Bildung der Membran gA Monomere, die vorgemischt waren in der Lipid zeigte Lösung Channel-Aktivitäten.
Optische Beobachtung von Membranen
Um die Membranbildung optisch überprüfen, wirgebrauchte Durchlicht um die Membran zu visualisieren. Nach der Membranbildung die Membran erschien heller als die Umgebung aufgrund des Ausdünnungsprozesses und der Mitte der Öffnung (der Stelle der Membranbildung) war heller als der Anulus. 3 zeigt die Membranbildung über digitale Mikroskopie beobachtet. Die Membran erfolgreich Ausdünnungs beim Auftauen.
Elektrische Messung eines Lipid Bilayer
Wir messen elektrische Ströme durch die Membran einen Verstärker mit Membrandicke zu berechnen. Ag / AgCl-Elektroden wurden für die elektrische Messung in beiden Kammern untergetaucht. Bei 10 mV Spitze-zu-Spitze - Dreieckwelle auf die Membran aufgebracht wurde, wurde die Dreieckswelle in eine Rechteckwelle von Strom umgewandelt aufgrund der Charakteristik der Lipiddoppelschichtmembran (als Kondensator wirkt). 21. Als Ergebnis waren wir Lage, die Dicke der Membran zu schätzenVerwendung der folgenden Gleichung:
wobei I (t) elektrischen Strom darstellt und C über die Membrankapazität. V steht für die angewandten Spitze-zu-Spitze-Spannung (20 mV für 0,0625 sec). Hierbei kann mit C ausgedrückt werden, die Permittivität des freien Raums (8,85 x 10 12 F / m 2), die Dielektrizitätskonstante von Lipiden (2.1), 22 A, die Fläche der Membran (~ 1,29 x 10 -7 m 2), und d ist die Dicke der Doppelschicht. Mit den optischen Daten in Abbildung 3 und elektrische Daten, wir die Dicke der Membran berechnet ~ 4 nm sein. Darüber hinaus erfüllt das aufgelöste Membran eine GigaOhm Ebene Dichtung (> 1 GOhm), die in der Regel für Ionenkanalstudien erforderlich ist. 23
Ionenkanal - Aktivitäten von Gramicidin A (gA)
Zur Machbarkeit von Ionenkanal-Screening mit der Lipiddoppelschicht verifizieren aus dem MP gebildet, wir eingebaut gA, einer der am häufigsten verwendeten Ionenkanäle für die Überprüfung der Membranbildung. Gramicidin A enthält in die Membran als zwei getrennte Untereinheiten , die anschließend dimerisieren. 7 Ionenkanäle bilden nach Dimerisierung von gA und Ionen durchdringen durch das gA Ionenkanal dar. 4 Einbau und Dimerisierung von gA zeigt. Bei gA Dimerisierung waren gA Kanalleitwert Ebenen 28 pS, im Einklang mit den Ergebnissen früherer Berichte. 3
| lipid~~POS=TRUNC | Lösungsmittel | Ein Ausdünnen Zeit (min) | Lebensdauer (min) | Erfolgsrate |
| 0,1% | 2: 8 Squalen: Hexadecan | 50,6 (± 30,9) | 52,4 (± 30,9) | 77,8% |
| 0,1% | 2: 8 n decan: Hexadecan | 13,2 (± 12,3) | 10,8 (± 7,8) | 75,2% |
| 1% | 2: 8 n decan: Hexadecan | 15,8 (± 8,8) | 26,2 (± 25,3) | 69,3% |
| 1% | 2: 8 n decan: Hexadecan | 13,8 (± 13,3) | 23,6 (± 30,1) | 55,6% |
| 1% | 2: 8 n decan: Hexadecan | 13,6 (± 10,3) | 8,9 (± 3,0) | 50,0% |
Tabelle 1 : Optimierung der MPES Lösungszusammensetzung. 0,5 & mgr; l der Lipidlösung wurde auf einen PDMS Dünnschicht Öffnung (500 & mgr; m Durchmesser) suspendiert. Hier haben wir variiert Lipidkonzentration, Zusammensetzung des Lösungsmittels und Pre-Malerei. 17. Adaptiert mit Erlaubnis von Ryu, H. et al. 7
Abbildung 1 Schematische Darstellung der Membranbildungssystems. Die äußere Abmessung jedes Hälften der Kammer betrug 4 cm x 1,5 cm x 1 cm, und die Größe des inneren und betrug 1,5 cm x 1,3 cm x 0,8 cm. Der innere und war groß genug, um 2 ml einer Pufferlösung aufzunehmen. Auf jeder PTFE-Block gab es Löcher, die PDMS-Dünnschicht Kontakt mit Pufferlösung zu haben. Die andere Seite wurde für die optische Beobachtung der BLM mit einem Deckglas verschlossen. Schließlich wurden die Kammerblöcke mit Schrauben und Muttern verstärkten Flüssigkeitsleckage zu vermeiden.4258 / 54258fig1large.jpg "target =" _ blank "> Bitte hier klicken, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Abbildung 2. Schematische Darstellung der gefrorenen Membran Precursor mit Beschleunigter Selbstorganisation (MPES) Bildung. Lipid - Lösung auf den PDMS Dünnschicht Apertur kann auf unbestimmte Zeit eingefroren werden. Wenn die gefrorenen Membranvorstufe in Raumtemperatur gebracht wurde auftauen wird Lipiddoppelschichtbildung in die PDMS-Dünnschicht aufgrund Extraktion von hydrophoben Lösungsmittel erleichtert. Als gA Monomere wurden in der Lipidlösung direkt hinzugefügt, gebildet gA Ionenkanäle unmittelbar nach der Membranbildung. Bitte hier klicken , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
= "/ Files / ftp_upload / 54258 / 54258fig3.jpg" />
Abbildung 3. Microscopic Diagramm des Ausdünnungsprozesses. Nach dem Auftauen der MPES und anschließender Absorption von hydrophoben Lösungsmitteln, die Ausdünnungsprozeß wurde auf die Öffnung des PDMS - Dünnfilm erleichtert, und die Membran wurde innerhalb von zwei Minuten nach dem Auftauen gebildet. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Abbildung 4. Elektrische Messungen beim Einbau von Gramicidin A. Aktuelle springt bei der Gründung und Dimerisierung von gA in die Membran gezeigt. Eine Amplitude von ~ 28 pS wurde auf Dimerisierung von gA Monomeren (; 100 Hz Bessel-Tiefpassfilter 100 mV Haltepotential) beobachtet.rget = "_ blank"> Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Potassium Chloride | Sigma-Aldrich | P9333 | For buffer solution |
| Tris-hydrochloride | Sigma-Aldrich | 1185-53-1 | For buffer solution |
| Ethylenediaminetetraacetic acid | Sigma-Aldrich | 60-00-4 | For buffer solution |
| n-decane | Sigma-Aldrich | 44074-U | For lipid solution |
| Hexadecane | Sigma-Aldrich | 544-76-3 | For lipid solution |
| Squalene | Sigma-Aldrich | S3626 | For lipid solution |
| Gramicidin A | Sigma-Aldrich | 11029-61-1 | Membrane protein |
| 1,2-diphytanoyl-sn-glycero-3-phosphocholine | Avanti Polar Lipids, Inc. | 850356 | For membrae formation |
| Sylgard 184a and 184b elastromer kit | Dow Corning Asia | To produce PDMS thin film | |
| 0.2 μm filter | Satorius stedim | 16534----------K | To filter buffer solution |
| Rotator | FinePCR | AG | To dissolve lipid homogeneously |
| Autoclave | Biofree | BF-60AC | To sterilize buffer solution |
| Spin coater | Shinu Mst | SP-60P | To spread PDMS prepolymer |
| Vaccum dessiccator | Welch | 2042-22 | To remove air bubble in PDMS prepolymer |
| 500 μm punch | Harris Uni-Core | 0.5 | To create an aperture on the PDMS thin film |
| CNC machine | SME trading | SME 2518 | To fabricate membrane formation chamber |
| Halogen fiber optic illuminator | Motic | MLC-150C | To illuminate the aperture of PDMS thin film for optical observation |
| Digital microscope | Digital blue | QX-5 | To optically observe lipid bilayer membrane formation |
| Electrode | A-M Systems | To electrically observe membrane formation | |
| Microelectrode amplifier (Axopatch amplifier) | Axon Instruments | Axopatch 200B Amplifier | To measure capacitance of the membrane (described as microelectrode amplifier in the manuscript) |
References
- Hanke, W., Schulue, W. Planar lipid bilayers: methods and applications. , Academic Press. (2012).
- Mirzabekov, T. A., Silberstein, A. Y., Kagan, B. L. Use of planar lipid bilayer membranes for rapid screening of membrane active compounds. Methods Enzymol. 294, 661-674 (1999).
- Bayley, H., Cremer, P. S. Stochastic sensors inspired by biology. Nature. 413 (6852), 226-230 (2001).
- Fang, Y., Lahiri, J., Picard, L. G protein-coupled receptor microarrays for drug discovery. Drug. Discov. Today. 8 (16), 755-761 (2003).
- Majd, S., et al. Applications of biological pores in nanomedicine, sensing, and nanoelectronics. Curr. Opin. Biotechnol. 21 (4), 439-476 (2010).
- Kim, Y. R., et al. Synthetic Biomimetic Membranes and Their Sensor Applications. Sensors (Basel). 12 (7), 9530-9550 (2012).
- Ryu, H., et al. Investigation of Ion Channel Activities of Gramicidin A in the Presence of Ionic Liquids Using Model Cell Membranes. Sci Rep. 5, (2015).
- Wood, C., Williams, C., Waldron, G. J.
- Mueller, P., Rudin, D. O., Tien, H. T., Wescott, W. C. Reconstitution of cell membrane structure in vitro and its transformation into an excitable system. Nature. 194, 979-980 (1962).
- Montal, M., Mueller, P. Formation of bimolecular membranes from lipid monolayers and a study of their electrical properties. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 69, 3561-3566 (1972).
- Baaken, G., Sondermann, M., Schlemmer, C., Ruhe, J., Behrends, J. C. Planar microelectrode-cavity array for high-resolution and parallel electrical recording of membrane ionic currents. Lab Chip. 8 (6), 938-944 (2008).
- Costello, R., Peterson, I., Heptinstall, J., Byrne, N., Miller, L. A robust gel-bilayer channel biosensor. Adv. Mater. Opt. Electron. 8 (2), 47-52 (1998).
- Ide, T., Yanagida, T. An artificial lipid bilayer formed on an agarose-coated glass for simultaneous electrical and optical measurement of single ion channels. Biochem. Biophys. Res. Commun. 265 (2), 595-599 (1999).
- Jeon, T. J., Malmstadt, N., Schmidt, J. J.
- Malmstadt, N., Jeon, T. J., Schmidt, J. J. Long-Lived Planar Lipid Bilayer Membranes Anchored to an In Situ Polymerized Hydrogel. Adv. Mater. 20 (1), 84-89 (2008).
- Jeon, T. J., Poulos, J. L., Schmidt, J. J. Long-term storable and shippable lipid bilayer membrane platform. Lab. Chip. 8 (10), 1742-1744 (2008).
- Ryu, H., et al. Automated Lipid Membrane Formation Using a Polydimethylsiloxane Film for Ion Channel Measurements. Anal. Chem. 86 (18), 8910-8915 (2014).
- Yaws, C. Chemical Properties Handbooks: Physical, Thermodynamic, Environmental, Transport, Safety, and Health Related Properties for Organic and Inorganic Chemicals. , MC GRAW HILL HANDBOOKS. (1999).
- Windholz, M., Budavari, S., Stroumtsos, L. Y., Fertig, M. N. The Merck index. An encyclopedia of chemicals and drugs. , Merck & Co. (1976).
- Miller, C. Ion Channel Reconstitution. , Springer Science & Business Media. (1986).
- Miller, C. Open-state substructure of single chloride channels from Torpedo electroplax. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 299 (1097), 401-411 (1982).
- Benz, R., Frohlich, O., Lauger, P., Montal, M. Electrical capacity of black lipid films and of lipid bilayers made from monolayers. Biochim. Biophys. Acta. 394 (3), 323-334 (1975).
- Priel, A., Gil, Z., Moy, V. T., Magleby, K. L., Silberberg, S. D. Ionic requirements for membrane-glass adhesion and giga seal formation in patch-clamp recording. Biophys. J. 92 (11), 3893-3900 (2007).
