Summary
Nós demonstramos um sistema armazenável e transportável de lípidos em bicamada. Uma membrana de bicamada de lípido pode ser formado dentro de 1 hora com uma taxa de sucesso superior a 80% quando um precursor de membrana congelada é levada até à temperatura ambiente. Este sistema irá reduzir os processos laboriosos e conhecimentos associados com canais de íons.
Abstract
Uma bicamada lipídica artificial, ou membrana lipídica preto (BLM), é uma ferramenta poderosa para estudar canais iônicos e interações proteína, bem como para aplicações de biossensores. No entanto, técnicas de formação de BLM convencionais têm várias desvantagens e que muitas vezes exigem conhecimentos específicos e processos laboriosos. Em particular, MBL convencionais sofrem de taxas de sucesso de formação baixos e tempo de formação da membrana inconsistente. Aqui, nós demonstramos um sistema de formação de BLM armazenável e transportável com o tempo de desbaste-out controlado e maior taxa de formação de BLM, substituindo filmes tradicionais (politetrafluoretileno, polioximetileno, poliestireno) de polidimetilsiloxano (PDMS). Nesta experiência, um polímero poroso estruturado tal como película fina de PDMS é usado. Além disso, ao contrário de solventes convencionalmente utilizados com baixa viscosidade, o uso de esqualeno permitido um tempo de desbaste de saída controlada por via de absorção lenta solvente por PDMS, prolongando tempo de vida da membrana. Em anúnciodição, usando uma mistura de esqualeno e hexadecano, o ponto de congelação da solução de lípido foi aumentada (~ 16 ° C), além disso, os precursores de membrana foram produzidas, que pode ser armazenado indefinidamente e facilmente transportado. Estes precursores de membrana ter reduzido BLM tempo de formação de <1 h e alcançou uma taxa de formação de BLM de ~ 80%. Além disso, as experiências de canal iónico com gramicidina Um demonstraram a viabilidade do sistema de membrana.
Introduction
Artificial membrana bicamada lipídica, ou membrana lipídica preto (BLM), é uma ferramenta importante para a elucidação mecanismos de membranas celulares e canais iônicos, bem como para compreender as interacções entre canais de íons e íons / moléculas 1-7 Embora o método de patch-clamp. é muitas vezes considerado o padrão ouro para estudos da membrana celular, é trabalhoso e requer operadores altamente qualificados para medições de canais de íons. 8 enquanto membranas bicamada lipídica artificialmente reconstituídos surgiram como ferramentas alternativas para estudos de canais iônicos, 9,10 eles também estão associados com laboriosa processos e conhecimentos específicos. Além disso, as membranas são susceptíveis a perturbações mecânicas. Aplicações práticas, portanto, tecnologias bicamada lipídica introduzidas até à data têm limitado. 11
A fim de aumentar a robustez e a longevidade das membranas de bicamada lipídica, Costello et al. 12, e IDE e Yanagida
O desenvolvimento de uma plataforma de bicamada lipídica tem girado principalmente em torno crescente robustez e longevidade da MBL. Embora a longevidade de MBL tem sido substantially reforçada recentemente, as respectivas candidaturas foram limitadas devido à falta de transportabilidade e capacidade de armazenamento. Para superar esses problemas, Jeon et al. Criado um sistema de membrana armazenável e introduziu um precursor de membrana (MP). 16 Para construir uma MP, eles prepararam uma mistura de decano n- e hexadecano contendo 3% DPhPC (1,2-diphytanoyl- sn-glicero-3-fosfatidilcolina) para controlar o ponto de congelação da solução de lípido tal ordem que não congele a ~ 14 ° C (abaixo da temperatura ambiente, acima da temperatura do típico frigorifico). Nesta experiência, o PM foi espalhada sobre uma abertura pequena em um filme de politetrafluoroetileno (PTFE) e subsequentemente congelado num frigorífico a 4 ° C. Quando o PM foi levada até à temperatura ambiente, a MP descongeladas e uma bicamada de lípido foi formado automaticamente, eliminando a experiência tipicamente associados com a formação da membrana. No entanto, a taxa de sucesso de BLM feita a partir da MP era tão baixa quanto ~ 27%, e formatio membranaN foi inconsistente tempo (30 min a 24 h), o que limita as suas aplicações práticas.
Neste estudo, um polidimetilsiloxano (PDMS) de película fina é usado em vez de um filmes convencionais hidrofóbicos finas (PTFE, polioximetileno, polistireno) a (a) Tempo de controle de fabricação e (b) aumentar a taxa de sucesso da formação de BLM como previamente relatado por Ryu et al. 17 Aqui, a formação da membrana foi facilitada por extracção de solventes, devido à natureza porosa do PDMS, e o tempo necessário para a formação da membrana foi controlado com sucesso neste estudo. Neste sistema, como a solução de lípido foi absorvido pela película delgada de PDMS, um tempo de formação de membrana consistente foi alcançado. Além disso, a vida útil da membrana foi prolongada devido à absorção lenta de solventes para o PDMS de filme fino, um resultado da adição de esqualeno com a solução de lípido. Realizamos medições ópticas e elétricas para verificar se membranas formadas usando esta técnica são adequados para iem estudos de canais.
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Protocol
1. Preparação de Soluções
- Preparação de solução tampão:
- Para formular uma solução tampão, dissolve-se 1 M de KCl (cloreto de potássio), Tris-HCl 10 (Tris-hidrocloreto), e 1 mM de EDTA (ácido etilenodiaminotetraacético) em água destilada e ajustar o pH a 8,0.
- Filtrar a solução através de um filtro de 0,20? M. Para esterilizar, autoclave a solução a 121 ° C durante 15 min.
- Preparação da solução de lípidos para a pré-pintura:
- Para formular a solução de lípido para pré-pintura, dissolver 3% DPhPC (1,2-diphytanoyl--sn-glicero-3-fosfatidilcolina) lípido (w: v) numa mistura de 2: 8 e n -decano hexadecano (v: v). Agita-se durante a noite utilizando um rotor.
- Preparação da solução de lipidos para a formação da membrana:
- Para formular a solução de lipidos para a formação da membrana, dissolver 0,1% DPhPC (1, 2-sn-glicero diphytanoyl--3-fosfatidilcolina) lípido (w: v) numa mistura de 2: 8 squalene e hexadecano (v: v). Agita-se durante a noite utilizando um rotor.
2. Formação de um PDMS Thin Film
- Misture PDMS e agente de cura numa proporção de 9: 1 (w / w) em um copo de mistura de modo a formar o pré-polímero de PDMS. Adicionar 5 g de pré-polímero de PDMS para uma placa de Petri de modo a formar o PDMS película fina (espessura de 200-250 um). Espalhe PDMS pré-polímero utilizando um revestidor de centrifugação a 800 rpm durante 10 segundos para formar uma película fina.
- Colocar a placa de Petri num exsicador de vácuo a uma pressão de 100 mTorr durante 2 h, para remover as bolhas de ar. Para a polimerização a película fina de pré-polímero, cozer num forno durante 5 horas a 70 ° C.
- A fim de fazer um PDMS quadrados de película fina, cortar a película fina PDMS polimerizado em 2 x 2 cm, 2 quadrados. Usar um 500 um micro punção, para se fazer uma abertura no centro do PDMS de película fina. Aberturas pré-pintura com solução DPhPC lípido A 3% misturada em 2: 8 decano n- e hexadecano.
3. Fabricação Câmara e Assembly
- Para fabricar a câmara de BLM, design dois blocos simétricos da câmara usando o software de desenho 3D com dimensões exteriores de 4 cm x 1,5 cm x 1 cm e dimensões internas poços de 1,5 cm x 1,3 cm x 0,8 cm 17.
- Criar a câmara usando um bloco de PTFE com uma máquina CNC e siga as instruções do fabricante.
4. Conjunto de câmara
- Para montar a câmara, colocar a película fina pré-pintado-PDMS entre os dois blocos de PTFE de modo a que a abertura na película fina PDMS é alinhado com o orifício na câmara.
- Selar as bordas exteriores da câmara utilizando uma tampa de vidro com massa (facilitando a observação óptica). Imobilizar a câmara montada utilizando parafusos e porcas.
NOTA: Certifique-se de que a câmara for bem fechados para que não haja vazamento de líquido.
5. Formação de membrana Precursor com Formação Acelerada de auto-montagem (EMA)
- Com uma pipeta, depositar 0,5ul de 0,1% de lípidos DPhPC misturado em 2: 8 n -decano: hexadecano para a abertura do PDMS de película fina montado com a câmara.
- Antes de utilizar, guardar a câmara num congelador ou frigorífico abaixo de 10 ° C.
6. formação da membrana e Verificação
- Para formar um BLM com MPES, retirar da câmara a partir do frigorífico e suspender a 2 ml de solução de tampão em cada lado da câmara. Defina a câmara de lado por <10 min até o precursor membrana congelada descongela.
- Coloque a câmara para um micromanipulador para controlar com precisão a elevação com respeito à fonte de luz e ao microscópio. Iluminar um dos lados da câmara, como uma fonte de luz, utilizando um halogéneo iluminador de fibra óptica para iluminar a abertura do PDMS de película fina de observação óptica do processo de formação de BLM.
- Por outro lado, coloque um microscópio digital verticalmente com respeito à fonte de luz para observar a formação de BLM (ampliar por 200 X).
- Para confirmar a formação BLM, observar o centro da abertura, onde a cor torna-se mais brilhante do que o anel.
7. gravação elétrica
- Para a medição elétrica, preparar eletrodos Ag / CL usando um fio de prata 208 um de espessura e água sanitária em hipoclorito de sódio para> 1 min. Colocar os eléctrodos de Ag / CL em cada lado da câmara a uma profundidade suficiente para ser mergulhado na solução tampão.
- Ligue os eléctrodos ao amplificador de microeletrodos. Utilizando software de electrofisiologia, aplicar uma forma de onda triangular mV ± 10 através da membrana para adquirir uma onda quadrada. Definir a aplicação de tensão, clicando nas setas indicadas na V_clamp (mV).
- Grave as propriedades elétricas da membrana, clicando no botão de registro (ícone de ponto vermelho). Prosseguir com a gravação até que uma onda quadrada uniforme é observada. Saia a gravação clicando no ícone quadrado preto.
8. Ion Canal Incorporação
NÃOE: Um gramicidina (GA) incorporação ocorre espontaneamente quando da formação de BLM, como GA é adicionado directamente à solução de lípido.
- Para observar as actividades de canal Ga, aplicam-se 100 mV através da membrana a uma taxa de amostragem de 5 kHz para medir o potencial de membrana que prende. Definir a aplicação de tensão, clicando nas setas indicadas na V_clamp (mV).
- Grave as propriedades elétricas da incorporação gA clicando no botão de registro (ícone de ponto vermelho). Continuar a gravação até saltos atuais é observado. Saia a gravação clicando no ícone quadrado preto.
- Após a aquisição de dados elétricos, filtrar os dados com um filtro passa-baixa Bessel a 100 Hz usando um software de eletrofisiologia.
- Observe saltos atuais na exploração dos dados potenciais filtrada (cada salto atual, ~ 0,15 NS, representa dimerização de um canal iônico GA) para verificar gA incorporação.
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Representative Results
Optimização das MPE Solução Composição
Diferentes composições de lípidos e solventes foram testados com sucesso para reconstituir membranas de bicamada lipídica da MPES. O sistema de MP com uma mistura de n- decano e hexadecano contendo 3% DPhPC 14 exibiram uma baixa taxa de sucesso de formação de membrana (~ 27%). Além disso, como o filme de PDMS extraiu-se continuamente solução de lípido, que era necessária para optimizar a composição de solvente para manter uma membrana em bicamada lipídica intacta. Portanto, esqualeno, que tem uma viscosidade de 12 cP a 20 ° C 18 foi usada em vez de N- decano, que tem uma viscosidade de 0,92 cP a 20 ° C. 19 Quando foi usada esqualeno, tanto a estabilidade e longevidade aumentada devido a uma taxa de diminuição da absorção de solvente por PDMS. a Tabela 1 compara o tempo de desbaste-out, tempo de vida e taxa de sucesso de membranas com diferentes composições de solventes.
Quando foi utilizada N- decano, a formação da membrana foi inconsistente e membranas rompida frequentemente dentro de um curto período de tempo, devido à rápida absorção de solvente por PDMS filmes finos. Por outro lado, quando foi usado o esqualeno, o tempo de ruptura da membrana foi adiada. Além disso, o tempo de formação da membrana tornou-se mais consistente, a taxa de sucesso da formação de membrana melhorada, e a longevidade das membranas aumentada.
A formação de membrana da membrana Precursor (MP)
Uma MP é a forma congelada de solução de lípido, que se torna facilmente utilizável durante o descongelamento à temperatura ambiente. A solução de lípido contendo uma mistura de decano n- e hexadecano em uma pequena abertura numa película fina PDMS congela abaixo de 16 ° C, e é indefinidamente armazenável e transportável, sob a forma congelada. A Figura 1 ilustra a montagem de um PDMS com uma fina película de PTFE chaMBER para produzir uma MP. Antes da utilização, a câmara de PTFE foi retirada do refrigerador para a formação da membrana. Nisto, o PDMS película fina que contém a solução lipidica congelado foi colocada entre duas metades de câmaras de PTFE. Quando solução tampão foi subsequentemente adicionada à ambos os lados da câmara, à temperatura ambiente, a membrana de bicamada lipídica formado espontaneamente durante o descongelamento do precursor de membrana congelada (MP).
Após a descongelação, a solução de lípido diluído, tal como descrito na Figura 2. Quando o precursor de membrana congelada descongelada, duas monocamadas ao longo das interfaces entre tampão e solução de lípidos foram colocados em contacto. 20 Após a formação da membrana, monómeros gA que foram pré-misturados no lípido solução apresentaram actividades de canal.
Observação óptica das membranas
A fim de verificar opticamente a formação da membrana, nósluz transmitida usado para visualizar a membrana. Após a formação da membrana, a membrana parecia mais brilhante do que o ambiente devido ao processo de desbaste-out, e o centro da abertura (o local de formação da membrana) era mais brilhante do que o anel. A Figura 3 mostra a formação da membrana observada através de microscopia digital. A membrana-diluído com sucesso após a descongelação.
Medição eléctrica de uma bicamada lipídica
Medimos correntes elétricas através da membrana usando um amplificador para calcular a espessura da membrana. eléctrodos Ag / AgCl foram submersas em ambas as câmaras para aparelhos de medição. Quando 10 mV onda triangular pico-a-pico foi aplicada através da membrana, a onda triangular foi convertido a uma onda quadrada de corrente devido à característica da membrana de bicamada lipídica (agindo como um condensador). 21 Como um resultado, nós capaz de estimar a espessura da membranausando a seguinte equação:
onde (t) representa a corrente elétrica e C representa a capacitância através da membrana. V representa a tensão aplicada pico-a-pico (20 mV para 0,0625 seg). Aqui, C pode ser expressa com, a permitividade do espaço livre (8,85 x 10 12 M / m 2), a constante dieléctrica de lípidos (2,1), 22 A, a área da membrana (1,29 x 10 ~ 7 M 2), e d, a espessura da bicamada. Com os dados ópticos na Figura 3 e dados eléctricos, calculou-se a espessura da membrana a ser ~ 4 nm. Além disso, a membrana reconstituído satisfeito um selo nível giga-ohm (> 1 GÊ), que é normalmente necessária para estudos de canais de iões 23.
Ion Canal Atividades de Gramicidin A (GA)
Para verificar viabilidade do rastreio canal iônico com a bicamada lipídica formada a partir da MP, incorporamos gA, um dos canais iônicos mais utilizados para a verificação da formação da membrana. Gramicidin Um incorpora na membrana como duas subunidades distintas que posteriormente dimerizar. 7 Ion canais de forma mediante a dimerização da AG, e os íons permear através do canal de iões AG. A Figura 4 ilustra a incorporação e dimerização do GA. Após a gA dimerização, GA níveis de condutância de canal foram 28 pS, consistente com os resultados de relatórios anteriores 3.
| concentração de lípido | Solvente | Diluindo-out tempo (min) | Lifetime (min) | Taxa de sucesso |
| 0,1% | 2: 8 esqualeno: hexadecane | 50,6 (± 30,9) | 52,4 (± 30,9) | 77,8% |
| 0,1% | 2: 8 n decano: hexadecane | 13,2 (± 12,3) | 10,8 (± 7,8) | 75,2% |
| 1% | 2: 8 n decano: hexadecane | 15,8 (± 8,8) | 26,2 (± 25,3) | 69,3% |
| 1% | 2: 8 n decano: hexadecane | 13,8 (± 13,3) | 23,6 (± 30,1) | 55,6% |
| 1% | 2: 8 n decano: hexadecane | 13,6 (± 10,3) | 8,9 (± 3,0) | 50,0% |
Tabela 1. Optimização das MPE composição da solução. 0,5 ul de solução de lípido foi suspenso sobre uma abertura de película fina de PDMS (500 um de diâmetro). Aqui, nós variou a concentração de lipídios, composição do solvente e pré-pintura. 17. Adaptado com permissão de Ryu, H. et al. 7
Figura 1. Diagrama esquemático do sistema de formação de membrana. A dimensão exterior de cada metades da câmara foi de 4 cm x 1,5 cm x 1 cm, e o tamanho do poço interior era de 1,5 cm x 1,3 cm x 0,8 cm. O poço interior era grande o suficiente para acomodar 2 ml de solução tampão. Em cada bloco de PTFE havia buracos para ter o PDMS contato película fina com solução tampão. O outro lado foi selado com uma tampa de vidro para observação óptica de BLM. Finalmente, os blocos de câmara foram reforçados com parafusos e porcas para evitar fuga de líquido.4258 / 54258fig1large.jpg "target =" _ blank "> Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2. Diagrama esquemático do congelado Membrane Precursor com Expedited auto-montagem (EMA) formação. Solução lipídica nas PDMS abertura de película fina podem ser congelados por um período indefinido. Quando o precursor de membrana congelada foi trazida para a temperatura ambiente para descongelar, a formação de bicamada lipídica é facilitada devido à extracção de solvente hidrófobo para o PDMS película fina. Como monómeros IG foram adicionado diretamente na solução lipídica, canais iônicos gA formadas imediatamente após a formação da membrana. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Figura 3. Diagrama microscópica do processo de diluição limite. Após o descongelamento das MPE e subsequente absorção de solventes hidrofóbicos, o processo de desbaste-out foi facilitada na abertura do PDMS de película fina, e a membrana foi formado dentro de dois minutos após a descongelação. por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4. Medidas elétricas mediante incorporação de gramicidin A. atual salta sobre a incorporação e dimerização do gA na membrana é mostrado. Observou-se uma amplitude de ~ 28 pS mediante a dimerização de monômeros Ga (100 mV segurando potencial; 100 Hz Bessel filtro low-pass).rget = "_ blank"> Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Potassium Chloride | Sigma-Aldrich | P9333 | For buffer solution |
| Tris-hydrochloride | Sigma-Aldrich | 1185-53-1 | For buffer solution |
| Ethylenediaminetetraacetic acid | Sigma-Aldrich | 60-00-4 | For buffer solution |
| n-decane | Sigma-Aldrich | 44074-U | For lipid solution |
| Hexadecane | Sigma-Aldrich | 544-76-3 | For lipid solution |
| Squalene | Sigma-Aldrich | S3626 | For lipid solution |
| Gramicidin A | Sigma-Aldrich | 11029-61-1 | Membrane protein |
| 1,2-diphytanoyl-sn-glycero-3-phosphocholine | Avanti Polar Lipids, Inc. | 850356 | For membrae formation |
| Sylgard 184a and 184b elastromer kit | Dow Corning Asia | To produce PDMS thin film | |
| 0.2 μm filter | Satorius stedim | 16534----------K | To filter buffer solution |
| Rotator | FinePCR | AG | To dissolve lipid homogeneously |
| Autoclave | Biofree | BF-60AC | To sterilize buffer solution |
| Spin coater | Shinu Mst | SP-60P | To spread PDMS prepolymer |
| Vaccum dessiccator | Welch | 2042-22 | To remove air bubble in PDMS prepolymer |
| 500 μm punch | Harris Uni-Core | 0.5 | To create an aperture on the PDMS thin film |
| CNC machine | SME trading | SME 2518 | To fabricate membrane formation chamber |
| Halogen fiber optic illuminator | Motic | MLC-150C | To illuminate the aperture of PDMS thin film for optical observation |
| Digital microscope | Digital blue | QX-5 | To optically observe lipid bilayer membrane formation |
| Electrode | A-M Systems | To electrically observe membrane formation | |
| Microelectrode amplifier (Axopatch amplifier) | Axon Instruments | Axopatch 200B Amplifier | To measure capacitance of the membrane (described as microelectrode amplifier in the manuscript) |
References
- Hanke, W., Schulue, W. Planar lipid bilayers: methods and applications. , Academic Press. (2012).
- Mirzabekov, T. A., Silberstein, A. Y., Kagan, B. L. Use of planar lipid bilayer membranes for rapid screening of membrane active compounds. Methods Enzymol. 294, 661-674 (1999).
- Bayley, H., Cremer, P. S. Stochastic sensors inspired by biology. Nature. 413 (6852), 226-230 (2001).
- Fang, Y., Lahiri, J., Picard, L. G protein-coupled receptor microarrays for drug discovery. Drug. Discov. Today. 8 (16), 755-761 (2003).
- Majd, S., et al. Applications of biological pores in nanomedicine, sensing, and nanoelectronics. Curr. Opin. Biotechnol. 21 (4), 439-476 (2010).
- Kim, Y. R., et al. Synthetic Biomimetic Membranes and Their Sensor Applications. Sensors (Basel). 12 (7), 9530-9550 (2012).
- Ryu, H., et al. Investigation of Ion Channel Activities of Gramicidin A in the Presence of Ionic Liquids Using Model Cell Membranes. Sci Rep. 5, (2015).
- Wood, C., Williams, C., Waldron, G. J.
- Mueller, P., Rudin, D. O., Tien, H. T., Wescott, W. C. Reconstitution of cell membrane structure in vitro and its transformation into an excitable system. Nature. 194, 979-980 (1962).
- Montal, M., Mueller, P. Formation of bimolecular membranes from lipid monolayers and a study of their electrical properties. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 69, 3561-3566 (1972).
- Baaken, G., Sondermann, M., Schlemmer, C., Ruhe, J., Behrends, J. C. Planar microelectrode-cavity array for high-resolution and parallel electrical recording of membrane ionic currents. Lab Chip. 8 (6), 938-944 (2008).
- Costello, R., Peterson, I., Heptinstall, J., Byrne, N., Miller, L. A robust gel-bilayer channel biosensor. Adv. Mater. Opt. Electron. 8 (2), 47-52 (1998).
- Ide, T., Yanagida, T. An artificial lipid bilayer formed on an agarose-coated glass for simultaneous electrical and optical measurement of single ion channels. Biochem. Biophys. Res. Commun. 265 (2), 595-599 (1999).
- Jeon, T. J., Malmstadt, N., Schmidt, J. J.
- Malmstadt, N., Jeon, T. J., Schmidt, J. J. Long-Lived Planar Lipid Bilayer Membranes Anchored to an In Situ Polymerized Hydrogel. Adv. Mater. 20 (1), 84-89 (2008).
- Jeon, T. J., Poulos, J. L., Schmidt, J. J. Long-term storable and shippable lipid bilayer membrane platform. Lab. Chip. 8 (10), 1742-1744 (2008).
- Ryu, H., et al. Automated Lipid Membrane Formation Using a Polydimethylsiloxane Film for Ion Channel Measurements. Anal. Chem. 86 (18), 8910-8915 (2014).
- Yaws, C. Chemical Properties Handbooks: Physical, Thermodynamic, Environmental, Transport, Safety, and Health Related Properties for Organic and Inorganic Chemicals. , MC GRAW HILL HANDBOOKS. (1999).
- Windholz, M., Budavari, S., Stroumtsos, L. Y., Fertig, M. N. The Merck index. An encyclopedia of chemicals and drugs. , Merck & Co. (1976).
- Miller, C. Ion Channel Reconstitution. , Springer Science & Business Media. (1986).
- Miller, C. Open-state substructure of single chloride channels from Torpedo electroplax. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 299 (1097), 401-411 (1982).
- Benz, R., Frohlich, O., Lauger, P., Montal, M. Electrical capacity of black lipid films and of lipid bilayers made from monolayers. Biochim. Biophys. Acta. 394 (3), 323-334 (1975).
- Priel, A., Gil, Z., Moy, V. T., Magleby, K. L., Silberberg, S. D. Ionic requirements for membrane-glass adhesion and giga seal formation in patch-clamp recording. Biophys. J. 92 (11), 3893-3900 (2007).
