Summary
Cet article vidéo fournit une démonstration détaillée des procédures requises pour réussir à éliminer le pancréas de souris par la technique pour faire une analyse histologique et profils métaboliques.
Abstract
Nous avons enquêté sur le facteur de transcription spécifique de pancréas, 1 a cre-recombinase ; sarcome de LOX-stop-lox-Kristen rat, glycine, acide aspartique au codon 12 (Ptf1acre / +; LSL-KrasG12D / +) souche de souris comme un modèle de cancer pancréatique humain. L’objectif de nos études actuelles est d’identifier de nouveaux biomarqueurs métaboliques de la progression du cancer du pancréas. Nous avons effectué des profils métaboliques d’urine, selles, sang et extraits de tissus du pancréas, ainsi que des analyses histologiques du pancréas à l’étape de la progression du cancer. Le pancréas de souris n’est pas un organe solid bien défini comme chez les humains, mais il s’agit plutôt d’un tissu mou diffusément distribué qui n’est pas facilement identifiable par des individus peu familiers avec l’anatomie interne de la souris ou par des individus qui ont peu ou aucune expérience en spectacle dissections de souris d’orgue. Le but de cet article est de fournir un détail lavage démonstration visuelle pour guider les novices dans l’élimination du pancréas de souris par la technique. Cet article devrait être particulièrement utile aux étudiants et aux chercheurs de nouvelles pour la recherche qui nécessite la récolte du pancréas de souris par la technique de profilage métabolique ou des analyses histologiques.
Introduction
La souris est devenue un important modèle animal du cancer pancréatique humain1,2. Dans le Ptf1acre / +; LSL-KrasG12D / + modèle murin, la Kristen oncogène de rat sarcoma (K-Ras) intervient exclusivement dans le pancréas, aboutissant à l’initiation des lésions précancéreuses dans le pancréas, appelés les néoplasies intraépithéliales pancréatiques (paninés), que les progrès pour les adénocarcinomes canalaires pancréatiques, communément appelé PDACs3. Ce système de modèle de souris offre l’un des meilleurs modèles animaux disponibles pour cancer pancréatique humain4,5, avec l’avantage supplémentaire que les paninés émergent dans les cinq premiers mois de la vie et souvent progrès à PDAC dans un seule l’année4,5, alors que le cancer du pancréas survient plus fréquemment chez l’homme 60-70 ans.
Extraction du pancréas par dissection de la Ptf1acre / +; LSL-KrasG12D / + souris à divers âges permet un examen histologique détaillé longitudinal du développement du cancer du pancréas, allant dès les premiers stades de PanIN grâce à la progression à l’ACPE3,4 , 5. récolte du pancréas à des âges allant de cinq à quinze mois peut également servir à préparer les tissus extraits pour caractériser les changements globaux dans le métabolisme des4 pancréas qui se produisent pendant la transition de santé à des tissus malades 6,,7.
Cet article présente un guide visuel complet des étapes requises pour effectuer une extraction de pancréas de souris et fournit des lignes directrices pour le stockage d’un pancréas pour une analyse ultérieure. Ce guide sera également utile pour les personnes effectuant des recherches sur d’autres maladies du pancréas, y compris diabète de type I et devraient être particulièrement utiles aux étudiants et aux chercheurs de nouveau à la recherche impliquant la cueillette du pancréas de souris à l’aide dissection des profils métaboliques ou des analyses histologiques.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
les procédures effectuées dans la vidéo et décrites ci-dessous ont été approuvés par l’utilisation Comité (IACUC) à l’Université de Miami et d’institutionnels animalier.
1. préparation et Test de stimulation
- établir deux zones distinctes pour l’intervention chirurgicale, la table d’opération et la table après l’opération. Scène de ces deux domaines avec tous les matériaux et tous les ustensiles nécessaires.
Table
- stade d’exploitation sous une hotte ventilée. Organiser la table avec l’équipement d’une manière qui permet la performance continue et sans encombre de la procédure.
- Établit un tableau postopératoire dans la même pièce et près de la table principale de l’opération. Maintenir les deux tables comme des environnements stériles tout au long de la procédure.
- Place ce qui suit fournit sur la table d’opération : un bocal avec couvercle, un tube de 15 mL, une paire de ciseaux chirurgicaux, un flacon d’éthanol à 70 %, deux planches de mousse, deux pinces, deux seringues de 1 mL 21 jauge, deux tubes de 50 mL, tube à un centrifuger , un flacon cryogénique, quatre blocs chirurgicaux, dix quilles, un distributeur de lingettes stérilisants et un conteneur pour objets acérés.
- Placer les fournitures suivantes sur la table après l’opération : une balance analytique, une 4 L dewar d’azote liquide, un peu profond large bouche dewar, un rack de microtube flottante, une paire de ciseaux chirurgicaux, deux pinces, quatre flacons cryogéniques et un distributeur de lingettes stériles.
- Remplir un 50 mL et un tube de 15 mL à 75 % du volume de formaline.
- à l’aide d’une épingle dans chaque coin, apposer un tampon chirurgical à un panneau de mousse approximative de 30 cm x 30 cm pour servir le jury de la dissection. Utilisez les quatre broches restantes au cours de l’opération. Préparer un petit panneau de mousse avec un tampon de transférer les organes à la table après l’opération chirurgicale.
ATTENTION : Isoflurane (99,9 %) est un produit chimique toxique et doit être utilisé dans une hotte de ventilation pour assurer le niveau maximal de sécurité de l’opération de nettoyage de déchets gaz anesthésique 8. Informations supplémentaires au sujet des risques à des chercheurs associés à l’utilisation de la méthode open-déplacer l’isoflurane peuvent être trouvées dans un article par Taylor et Mook 8. - Placer un patin chirurgical dans le bocal en verre et de trempage avec quelques gouttes d’isoflurane (99,9 %) et placer une serviette en papier sur le dessus pour empêcher tout contact de la souris avec l’isoflurane. De même, utilisez un bloc chirurgical pour ligne le tube restant et laissez tremper avec quelques gouttes d’isoflurane et placez un coussin supplémentaire sur le dessus pour empêcher tout contact entre la souris et l’isoflurane.
- Pour l’azote liquide dans la bouche large peu profonde dewar jusqu’au repère de remplissage maximum est atteint. Chambre de
- Place la souris sélectionnée pour la dissection dans l’anesthésie, c'est-à-dire le bocal en verre avec un tampon imbibé de quelques gouttes d’isoflurane (99,9 %), couvert avec le couvercle, pendant environ 1 min.
Remarque : Cette période varie de la souris à la souris. Une fois que la souris est inconsciente, retirez-la de la chambre et placez-la sur le Conseil d’exploitation. - Orienter la souris de sorte qu’il est couché la face ventrale vers le haut et avec sa tête dirigé à l’opposé de la scientifique. Placez la tête à l’intérieur du tube, bordée d’un bloc chirurgical imbibé de quelques gouttes d’isoflurane (99,9 %) et effectuer un test de stimulation par une pincée de pied pour s’assurer que la souris ne répond pas aux stimuli.
- Si ce test échoue et que la souris répond pour le test du pincement pied, répétez l’étape 1.8.
2. Première Incision, perforation du coeur et l’euthanasie
- Pin les membres de la souris sur le panneau isolant chirurgicale et mouiller la partie ventrale de la souris avec l’éthanol à 70 %.
- Pincer la fourrure/peau près de l’ouverture urétrale avec une pince et tirez légèrement vers le haut. Faites une incision avec des ciseaux chirurgicaux dans la cavité abdominale à partir de l’ouverture urétrale, la ligne médiane et se termine à menton.
- Près le point de départ de l’incision initiale, prends un côté de la fourrure/peau avec la pince et produit une autre incision avec des ciseaux vers le bas et en diagonale vers la patte arrière.
- Répéter cela de la même manière sur le côté opposé.
Remarque : La fourrure et la peau peut être épinglée pour créer une ouverture plus large, mais n’est pas nécessaire.
- Localiser le coeur et supprimer le péricarde, qui est le sac autour du coeur, pour éviter l’obstruction de l’aiguille de la seringue.
- Saisir le péricarde avec la pince et couper avec des ciseaux. Effectuer la ponction cardiaque en insérant avec précaution l’aiguille de la seringue dans le coeur battant et lentement commencer à rentrer le piston.
- Pour la collecte de sang optimale, utiliser le piston de l’aiguille afin d’imiter l’action de pompage du cœur et éviter de tirer trop vite.
Remarque : En général environ 1 mL de sang peuvent être collecté. - à l’issue de la collection de sang, dissiper le sang dans le tube à centrifuger et jeter la seringue dans le récipient de dièses.
- Après la ponction cardiaque est effectuée, procéder à l’euthanasie en enlevant les attaches reliant cœur.
Remarque : L’héparine, un anticoagulant, n’a pas ajouté à la seringue dans cette procédure avant la ponction cardiaque pour permettre au sang de coaguler pour collection de sérum dans la présente étude spécifique. Toutefois, si le chercheur voulait empêcher la coagulation du sang afin de recueillir le plasma, héparine pourrait être ajouté à la seringue avant la ponction cardiaque.
- Si l’étude implique le génotypage de la souris, découper une partie de l’oreille avec les ciseaux et le placer dans un tube à centrifuger pour une vérification de génotype.
3. Extraction de pancréas
- localiser l’estomac sur le côté gauche de la souris. Commencez doucement (afin d’éviter les déchirures) séparant le pancréas de l’estomac et du duodénum à l’aide de deux pinces.
Remarque : Lorsque le démontage du pancréas de l’estomac et des intestins, il est très important que les pinces servent doucement pour guider le tissu du pancréas loin des organes et à ne pas écraser ou déchirer le pancréas avec la pince.- Continuent de diviser le pancréas provenant des sections jéjunum et iléon intestin grêle et enfin du caecum du gros intestin.
- Au caecum, repositionner la pince et continuer la séparation du pancréas le long du côlon restant vers le rectum.
Remarque : À ce stade, il est facile à couper et enlever la portion de l’estomac à la région du côlon qui précède immédiatement le rectum. - Localiser le pancréas et joint rate. Faites glisser le pancréas vers le côté droit de la souris. Séparez les connexions restantes entre le pancréas et la cavité thoracique par la pince à détacher complètement le pancréas et la rate attenante.
- Enlever le pancréas et étalez-le à l’examen. Laissez la rate attachée au pancréas pour fins d’identification.
Tissu conjonctif
- Supprimer tous, tissus gras et mésentériques par le pancréas.
Remarque : Ce tissu est plus blanc, en couleur et donc peut être aisément distingué des tissus du pancréas qui sont plus rose en couleur. Cela est particulièrement important si le pancréas entier doit être enlevé. Par exemple, si le pancréas doit être pesé et par rapport au poids corporel ou entre groupes d’animaux. Dans le Ptf1a cre / + ; LSL-Kras G12D / + modèle de souris, plus précisément dans les mois plus âgés, tissu pancréatique fibreux dur pourrait être présent. Dans ce cas, l’extraction soigneuse du pancréas doit être effectuée comme les intestins pourraient être entrelacées dans un tissu tumoral. Dans les cas avancés, rate anormale et le tissu hépatique peuvent également être présents.
- Supprimer tous, tissus gras et mésentériques par le pancréas.
- Si vous le souhaitez, supprimer des autres organes à ce stade.
4. collecte de données et stockage
- après l’extraction des organes, déplacer les échantillons dans la zone postopératoire pour préservation.
- Peser chaque organe et rangez-les dans leur flacon cryogénique respectif.
Remarque : le long de with la masse de l’échantillon, d’irrégularités doivent être enregistrées pour référence ultérieure. - Une fois que les organes sont pesés, placez-les dans l’azote liquide pour snap gel.
- Après le snap gel, stocker les organes à-80 ° C pour le stockage à long terme.
- Placer les échantillons de formol stocké sur le comptoir toute la nuit et le lendemain matin changer leur solution de formol à l’éthanol à 70 %.
Remarque : Ces échantillons doivent être stockés à 4 ° C pour le stockage à long terme. - Pour le stockage à long terme, figer le sang et l’oreille punch à-80 ° C.. Pour la collecte de sérum du sang, permettent au sang de coaguler pendant 30 min puis centrifuger à elle. Retirer la partie de sérum à l’aide d’une pipette et ensuite stocker à -80 ° C.
5. Clean Up
- désinfectez tous la dissection des outils avec les lingettes stérilisants. Capuchon du tube doublé avec l’isoflurane imbibé bloc chirurgical. Remplacer le plateau chirurgical sur le panneau isolant avec un coussin frais chirurgicaux. Éliminer les parties de la souris qui n’ont pas recueillis par la facilité de ' politique d’élimination des animaux s.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
La figure 1 montre une vue d’ensemble de la zone d’environnement d’exploitation et la Figure 2 montre la zone de fonctionnement du poste. Bien que ce paramètre fournit la quantité minimale de matériel et mise en scène, les personnes peuvent choisir de modifier ceci pour mieux répondre à des besoins individuels. Le protocole doit être optimisé selon les besoins spécifiques de l’expérience. Cette procédure est menée d’une manière qui met fin à la vie d’une souris, nécessitant une euthanasie correcte9. Lorsque le chercheur est prêt, la souris est placée dans la chambre de l’anesthésie avec les pads imbibés isoflurane (Figure 3).
Une fois que la souris est inconsciente, retirez la souris et placez-la face dorsale au Conseil d’administration. Une procédure d’orteil-pincement doit être effectuée pour s’assurer que la souris ne répond pas à la douleur (Figure 4). Appliquer l’éthanol à 70 % pour stériliser la zone de l’incision initiale. Le tirage de sang terminal doit être mené en premier lieu, avant le retrait de pancréas, afin d’assurer la récupération de sang adéquat. Avant le retrait de sang, le péricarde devrait être retiré pour éviter tout colmatage de l’aiguille de 21 G d’ouverture. Après avoir terminé le sang terminal dessiner, le cœur se détache comme une méthode secondaire de l’euthanasie et le pancréas est ensuite retiré.
Commencez par localiser l’estomac, ce qui fournit un bon point de départ pour l’enlèvement du pancréas (Figure 5). Remarque : Un soin extrême doit être exercé au moment du retrait du pancréas, qui est un tissu délicat et fragile, et donc toutes les opérations doivent être effectuées avec une force douce. À l’aide de pinces, d’abord la dissection commence à tirer doucement sur le pancréas de l’estomac et continuent de diviser le tissu pancréatique le revêtement extérieur du tractus gastro-intestinal (GI) de travail de l’estomac au duodénum, jéjunum et iléon ( Figure 6). Une fois le caecum est atteinte, un enlèvement plus facile du pancréas est réalisé en repositionnant la pince afin qu’une pince tient le caecum et l’autre pince sert à continuent de diviser le pancréas du gros intestin (Figure 7). Après le retrait du gros intestin, le pancréas est placé sur le côté droit de la souris et toutes les pièces jointes restantes sont sectionnés()Figure 8).
Le pancréas doit être sont déployée dans pour inspection et toute anomalie doit être enregistré (Figure 9). Dans le Ptf1acre / +; LSL-KrasG12D / + souris de souche, le pancréas pourraient contenir une tumeur durcie (Figure 10). Autres organes devraient également être examinés pour métastases potentielles. Une fois que le pancréas a été supprimé, il doit être pesé et le poids enregistré. Une partie du pancréas devrait être congelés dans l’azote liquide pour des analyses métaboliques profilage clin d’oeil ou d’autres tests et une partie du pancréas doivent être placés dans du formol pour des analyses histologiques. La figure 11 illustre le stockage initial des divers organes prélevés par la dissection pour utilisation dans une analyse ultérieure. Les organes prélevés par dissection et stockées pour une étude plus approfondie dépendra des objectifs du chercheur individuel.
Les échantillons de tissus et le sang peuvent être utilisés pour l’analyse histologique et pour le profil métabolique. Un exemple de l’analyse histologique des tissus du pancréas est illustré à la Figure 12. Profils métaboliques peuvent être effectuées sur les échantillons de tissus congelés clin d’oeil et l’échantillon de sang. Les spectres de la spectroscopie (RMN) représentant la résonance magnétique nucléaire des composants hydrophiles et hydrophobes des extraits de tissus du pancréas sont indiquées dans la Figure 13 a et 13 b, respectivement. Un spectre RMN représentatif prélevé sur un échantillon de sérum, préparé à partir de sang prélevé au moment d’une procédure de tirage au sort du sang terminal est illustré à la Figure 14.
Figure 1 : Mise en scène d’utiliser le domaine. Présentation générale des bons outils et les conditions de fonctionnement pour la dissection. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Mise en scène de post-opération domaine. Présentation générale des bons outils et les conditions de fonctionnement pour les procédures postopératoires. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Anesthésie chambre. Environnement adéquat pour l’anesthésie par l’intermédiaire de l’isoflurane. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Examen de stimulus. Le test de stimulation mené sur la souris avant l’incision initiale pour s’assurer que toute douleur ou inconfort n’est pas qu’endure. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Début de retrait du pancréas. L’orientation de la souris indiquant l’extraction initiale du pancréas, emplacement indiqué par le forceps. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Extraction de pancréas le long de l’intestin. Processus consistant à isoler le pancréas par le tractus gastro-intestinal. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 8 : Enlèvement pancréas. Placez le pancréas sur le côté droit de la souris. Toutes les pièces jointes restantes doivent être coupés pour supprimer entièrement le pancréas. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 9 : Examen du pancréas. Le pancréas avec la rate ci-joint examinée après le retrait de la souris. Rate est indiqué par la flèche verticale, et le pancréas est indiqué par la flèche horizontale. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 10 : Examen du pancréas. Le pancréas avec la rate ci-joint affichant une tumeur pancréatique examinée après le retrait de la souris. Rate est indiqué par la flèche verticale, et le pancréas est indiqué par la flèche horizontale. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 11 : Stockage d’organes enlevés. Rangement des organes et des échantillons prélevés, préparé pour le stockage à long terme et l’analyse future. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 12 : L’analyse histologique des tissus du pancréas. L’hématoxyline et éosine colorent des images du tissu du pancréas. A) tissu du pancréas normal d’un Ptf1acre /-; LSL-KrasG12D /- contrôle de la souris. B) tissu de PanIN par le pancréas d’un Ptf1acre / +; LSL-KrasG12D / + souris de l’étude. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 13 : Analyse de profils métaboliques. Spectres de spectroscopie (RMN) de résonance magnétique nucléaire proton unidimensionnel des composantes de la phase A) hydrophile et B) hydrophobe des extraits de tissus du pancréas après homogénéisation de tissu et soumis à l’extraction au chloroforme/méthanol. Les spectres de RMN ont été acquises à 850 MHz et ne peuvent être utilisées dans les analyses de profilage métaboliques. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 14 : Spectre de RMN du représentant du sérum. Le sang prélevé par la procédure de tirage au sort du sang terminal peut être utilisé pour l’analyse de profilage métabolique. Ce spectre présente un type spectre RMN de 850 MHz proton unidimensionnel recueillies sur du sérum obtenu à partir d’un échantillon de tirage de sang terminal. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Signification en ce qui concerne les méthodes existantes
Parmi les autres vidéos informels des dissections de souris, cet article vidéo fournit la première qualité professionnelle, des pairs, démonstration visuelle de toutes les étapes détaillées nécessaires pour l’extraction et la récolte du pancréas de souris par dissection10 . Avec le pancréas est un organe principal de l’activité métabolique et l’insuline production, la dissection et la récolte du pancréas permet la préservation des caractéristiques physiologiques11. En isolant le pancréas, les futures analyses peuvent être effectuées sur l’échantillon. Cette procédure permet la comparaison et l’étude des interactions entre d’autres tissus dans l’organisme même dans le même laps de temps.
Limites de la Technique
La plus grande limitation de cette procédure est la cessation de la vie de la souris, empêchant ainsi la collection longitudinale et l’échantillonnage de plusieurs échantillons de tissu de la même souris. Afin d’analyser les tendances liées à l’âge, le sexe ou autres quantificateurs, une population transversale doit être appliquée, comme nous l’avons fait pour notre étude du métabolisme biomarqueurs du cancer du pancréas. Une autre limitation de ce protocole est l’impossibilité d’interrompre la procédure. Une fois que l’euthanasie est lancée, la procédure doit effectuer dans son intégralité.
Étapes critiques au sein du protocole
Exécution de l’essai de stimulation en pinçant la patte arrière de la souris est essentielle pour garantir que la souris reçoit un traitement humain. Si la souris ne réagit à ce stimulus, puis la procédure peut être effectuée comme prévu. Cependant, devrait la souris affiche une réponse en détresse à la suite de l’essai de stimulation, la souris doit être retournée à la chambre de l’anesthésie pour une période supplémentaire de temps et de l’essai répété jusqu'à ce qu’une réaction à l’épreuve de stimulation n’est pas observée12.
De même, la ponction cardiaque terminale suivie par la suppression des connexions vers le cœur, immédiatement après que l’échantillon de sang terminal est recueillie comme une méthode secondaire d’euthanasie assure le sacrifice humain de la souris. Pour garantir un tirage de sang efficace, le scientifique doit utiliser un mouvement de pompage avec la seringue qui est semblable à la pulsation de la souris, permettant une collecte maximal de sang pour l’analyse.
Modifications et dépannage
Les organes de formol pour solutions d’éthanol 70 % de commutation prépare les organes pour l’encastrement processus requis pour faire une analyse histologique. Solutions de stockage différent peuvent être exigées le scientifique choisisse réaliser d’autres expériences avec les organes. Avant l’analyse, il est important de limiter tout dégel potentiels des organes conservés dans le congélateur-80 ° C pour préserver l’intégrité de l’orgue.
Utilisation de la Ptf1acre / +; LSL-KrasG12D / + modèle murin minimise l’apparition de non-pancréas tumeurs et maladies primaires13. Ainsi, il est important de noter toute irrégularité qui se manifeste au pancréas ou d’autres organes au cours de la dissection et la collection d’échantillons pour analyse.
Applications futures
Récolte du pancréas de souris par dissection permet plusieurs types d’analyses à effectuer sur le même échantillon. Le plus populaire d'entre eux inclure, mais ne se limitent pas à, la microscopie en fluorescence, hématoxyline et éosine histologie, immunohistochimie, spectrométrie de masse et résonance magnétique nucléaire la spectroscopie6,7, 14 , 15. les maladies comme le diabète, pancréatite, cancer du pancréas et peuvent être étudiés en utilisant les techniques mentionnées ci-dessus16.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
MAK reconnaît le soutien pour ce travail de la National Institutes of Health / Institut National du Cancer grant nombre - 1R15CA152985-01 a 1. Ce projet a également été soutenu par le programme de prix recherche Undergraduate Université Miami, les possibilités de doctorat-premier cycle Université de Miami pour le programme de bourses et le programme des boursiers Miami University Summer.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Glass Jar | Corning | 3140-150 | The glass jar used in the video has been discontinued. This is its replacement. |
| Lid of Glass Jar | Corning | 9985-150 | The glass jar lid used in the video has been discontinued. This is its replacement. |
| 15 mL Falcon Tubes | Fisher Scientific | 339650 | |
| Surgical Scissors | Fisher Scientific | 9201 | |
| Squeeze bottle | Fisher Scientific | 03-409-10DD | |
| 100% Ethanol | Fisher Scientific | 22-032-103 | |
| Formalin | Fisher Scientific | 245-684 | |
| Foam Boards | Therapak | 562908 | |
| Forceps | Fisher Scientific | 200205SHN | |
| 1 mL 21G Syringes | BD Biosciences | 309624 | |
| 50 mL Falcon Tubes | Fisher Scientific | 339652 | |
| 2.0 mL Microcentrifuge Tubes | Fisher Scientific | 02-681-258 | |
| Surgical Pads | Fisher Scientific | S67011 | |
| T-Pins Length: 2" | Advance Store Products | X32T-05 | |
| Sterilizing Wipes | Professional Disposables International Inc. | Q85084 | |
| Sharps Container | Fisher Scientific | 14-827-122 | |
| Analytical Balance | Marshall Scientific | ME-AE200 | |
| 4L Dewar | Taylor-Wharton | 4LD | |
| Shallow Wide Mouth Dewar | Fisher Scientific | F3087-V | |
| Floating Microtube Rack | VWR | 60986-100 | |
| Cryogenic Vial 1.2 mL, Sterile | Fisher Scientific | 10-500-25 | |
| Isothesia (Isoflurane) | Henry Schein Animal Health | 050033 | |
| Liquid Nitrogen | Wright Brothers | NIT-60-XX | |
| Mouse Kras Strain | The Jackson Laboratory | OO8179 | |
| Mouse Cre Strain | MMRRC | OOO435-UNC |
References
- Fesinmeyer, M. D., Austin, M. A., Li, C. I., De Roos, A. J., Bowen, D. J. Differences in Survival by Histologic Type of Pancreatic Cancer. Cancer Epidemiol Biomarkers Prev. 14 (7), 1766-1773 (2005).
- Jackson-Grusby, L. Modeling cancer in mice. Oncogene. 21 (35), 5504-5514 (2002).
- Heid, I., et al. Early requirement of Rac1 in a mouse model of pancreatic cancer. Gastroenterology. 141 (2), 719-730 (2011).
- Hingorani, S. R., et al. Preinvasive and invasive ductal pancreatic cancer and its early detection in the mouse. Cancer cell. 4 (6), 437-450 (2003).
- Shi, C., et al. KRAS2 Mutations in Human Pancreatic Acinar-Ductal Metaplastic Lesions Are Limited to Those with PanIN Implications for the Human Pancreatic Cancer Cell of Origin. Mol Cancer Res. 7 (2), 230-236 (2009).
- LaConti, J. J., et al. Distinct serum metabolomics profiles associated with malignant progression in the KrasG12D mouse model of pancreatic ductal adenocarcinoma. BMC Genomics. 16 (1), 1-10 (2015).
- Ludwig, M. R., et al. Surveying the serologic proteome in a tissue-specific kras(G12D) knockin mouse model of pancreatic cancer. Proteomics. 16 (3), 516-531 (2016).
- Taylor, D. K., Mook, D. M. Isoflurane Waste Anesthetic Gas Concentrations Associated with the Open-Drop Method. J Am Assoc Lab Anim Sci. 48 (1), 61-64 (2009).
- Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. J Pharmacol Pharmacother. 1 (2), 87-93 (2010).
- Li, D. S., Yuan, Y. H., Tu, H. J., Liang, Q. L., Dai, L. J. A protocol for islet isolation from mouse pancreas. Nature Protocols. 4 (11), 1649-1652 (2009).
- Auer, H., et al. The effects of frozen tissue storage conditions on the integrity of RNA and protein. Biotech Histochem. 89 (7), 518-528 (2014).
- Ma, J., Leung, L. S. Limbic System Participates in Mediating the Effects of General Anesthetics. Neuropsychopharmacology. 31, 1177-1192 (2006).
- Ijichi, H., et al. Aggressive pancreatic ductal adenocarcinoma in mice caused by pancreas-specific blockade of transforming growth factor-β signaling in cooperation with active Kras expression. Genes Dev. 20 (22), 3147-3160 (2006).
- Abiatari, I., et al. Moesin-dependent cytoskeleton remodelling is associated with an anaplastic phenotype of pancreatic cancer. J Cell Mol Med. 14 (5), 1166-1179 (2010).
- Goodpaster, A. M., Romick-Rosendale, L. E., Kennedy, M. A. a Statistical significance analysis of nuclear magnetic resonance-based metabonomics data. Analytical biochemistry. 401, 134-143 (2010).
- Yadav, D., et al. Idiopathic Tumefactive Chronic Pancreatitis: Clinical Profile, Histology, and Natural History After Resection. Clin Gastroenterol Hepatol. 1 (2), 129-135 (2003).
