Summary
In vivo mikrodialys har aktiverat insamling av molekyler som finns i hjärnan interstitiell vätska (ISF) från vaken, fritt-beter sig djur. För att kunna analysera relativt stora molekyler i ISF, fokuserar den nuvarande artikeln specifikt på protokollet mikrodialys med sonder med hög molekylvikt avskurna membran.
Abstract
In vivo mikrodialys är en kraftfull teknik för att samla in ISF från vaken, fritt-beter sig djur baserat på en princip som dialys. Mikrodialys är en etablerad metod som mäter relativt små molekyler inklusive aminosyror eller signalsubstanser, har det använts nyligen att också bedöma dynamiken i större molekyler i ISF med sonder med hög molekylvikt avskurna membran. När du använder sådana sonder, måste mikrodialys köras i en push-pull-läge för att undvika tryck ackumuleras inuti sonderna. Den här artikeln innehåller stegvisa protokoll inklusive stereotaxic kirurgi och hur du ställer in mikrodialys linjer att samla proteiner från ISF. Under mikrodialys, kan droger administreras antingen systemiskt eller genom direkt infusion i ISF. Omvänd mikrodialys är en teknik att direkt ingjuta föreningar i ISF. Införandet av droger i mikrodialys perfusion bufferten tillåter dem att diffunderar in ISF genom sonderna medan samtidigt samla ISF. Genom att mäta tau-protein som exempel, visar författaren hur dess nivåer ändras vid stimulerande neuronal aktivitet med omvänd mikrodialys av picrotoxin. Fördelar och begränsningar av mikrodialys beskrivs tillsammans med ansökan om utökad genom att kombinera andra in-vivo -metoder.
Introduction
ISF består av 15-20% av total hjärnvolym och erbjuder en kritisk för signaltransduktion, substrat transport och avfall clearance1mikromiljö. Därför får förmågan att samla ISF från levande djur större konsekvenser för olika biologiska processer samt sjukdom mekanism. In vivo mikrodialys är en av de få metoderna som prov och kvantifiera extracellulära molekyler från ISF från vaken, fritt rörliga djur och fungerar därmed som ett användbart verktyg i neurovetenskap forskning fält2,3. I denna metod, mikrodialys sonder med semipermeable membraner infogas i hjärnan och perfusion med perfusion buffert på relativt långsamma flödet klassar (0.1-5 µL/min). Under denna perfusion, extracellulära molekyler i ISF passivt diffunderar in sonden enligt koncentrationsgradient och samla som en dialysatet. Även om denna artikel fokuserar på metoden att provet ISF i hjärnan, kan både principen och metoden tillämpas till andra organ genom lämpliga ändringar om det behövs.
Mikrodialys var först anställd i 1960-talet, och sedan då det har använts i stor utsträckning att samla små molekyler inklusive aminosyror eller signalsubstanser i hjärnan. Dock har nyligen kommersiella tillgången av mikrodialys sonder med högmolekylära vikt avskurna membran (100 kDa-3 MDa) utökat sin ansökan till relativt större proteiner i ISF samt4,5,6 ,7. De studier som använder dessa sonder lett till konstaterandet att proteiner såsom tau eller α-synuclein som troddes länge vara exklusiv cytoplasmiska förekommer även fysiologiskt på ISF4,5,8.
En av svårigheterna med mikrodialys sonder med stora avskurna membran (typiskt över 1.000 kDa) är att de är mer mottagliga för ultrafiltrering vätskeförlust på grund av det inre trycket som ackumulerats i sonderna. Mikrodialys sonder används här har en unik struktur för att undvika det här problemet. Trycket kommer inte att byggas på grund av denna struktur, således mikrodialys med dessa sonder bör bedrivas i en ”push-pull”-läge med en sprutpump för att BEGJUTA sonderna (= push) och en rulle/peristaltiska pumpen att samla dialysatet ankomst från sonden utlopp (= pull) 9 (även om den behöver både push- och pull pumpar, på grund av trycket cancelling ventilationshål i sonderna, systemet tekniskt endast drivs av dra pumpen). Denna artikel börjar med stereotaxic kirurgin av en guide kanyl implantation och beskriver hur du ställer in mikrodialys linjer för att samla in ISF genom mikrodialys sonder med 1.000 kDa cut-off membran.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla djurstudier var granskas och godkänns av institutionella djur vård och användning kommittén av Graduate School of Medicine vid University of Tokyo.
1. före kirurgiska ingrepp
- Innan du börjar kirurgi, torka allt med 70% etanol att upprätthålla sterila förhållanden. Termiska stöd med en värmedyna rekommenderas.
- Söva möss av intraperitoneal injektion av chloral hydrat (400 mg/kg). Bekräfta anesthetization genom att utföra en tå nypa. Rekommenderas användning av meloxikam SR vid induktion och buprenorfin vid återhämtning bud under minst 24 h.
- Raka håret med en kirurgisk clipper. Fixa en mus i musen och neonatal råtta adapter använda örat barer och en näsa klämma.
Obs: Det är viktigt att se till att musen huvudet är säkrad i detta skede och inte flytta sida-vid-sida. - Applicera vet salva på ögon att förhindra torrhet under anestesi.
2. stereotaxic kirurgi för Guide kanyl Implantation
- Ställ in musen och neonatal råtta adapter på stereotaxic apparaten. Gör ett snitt sagittally på huden över skallen med en skalpell. Torka av blod och bindväv på skallen med en fuktig bomullstuss.
- Bestämma koordinat för hjärnregionen intresseanmälan via hjärnan atlas. Innan du börjar mätningar, se till att mittlinjen är rak så att borrkronan kan vara flyttade A-P och stanna kvar på mittlinjen suturen hela tiden.
Obs: Denna artikel använder koordinaten (A / P: -3,1 mm, M/L:-2,5 mm, D/V:-1,2 mm, 12 grader) att rikta bakre hippocampus. - Nivå skalle A-P
- Bifoga en borr på offrade stereotaxic ram. Lägre borren tills den vidrör försiktigt lambda och registrera dess ventrala koordinat. Upprepa proceduren för bregma.
Obs: När skallen är planat, vertikal mätning av bregma är lika med lambda. Om inte, justera höjden på näsan klämman. När skallen blir planat, registrera anteriort/posteriort, laterala koordinaten för bregma.
- Bifoga en borr på offrade stereotaxic ram. Lägre borren tills den vidrör försiktigt lambda och registrera dess ventrala koordinat. Upprepa proceduren för bregma.
- Nivå skalle vänster-höger
- Flytta borret från bregma till koordinaten (A / P: -3,1 mm, M/L: 2,0 mm), lägre borren att skallen och registrera den lodräta koordinaten. Upprepa sedan proceduren för koordinaten (A / P: -3,1 mm, M/L:-2,0 mm).
Obs: Om skallen är planat, dessa vertikala mätningar av två ekvidistanta punkter från mittlinjen är lika. Om inte, justera höjden på örat barer.
- Flytta borret från bregma till koordinaten (A / P: -3,1 mm, M/L: 2,0 mm), lägre borren att skallen och registrera den lodräta koordinaten. Upprepa sedan proceduren för koordinaten (A / P: -3,1 mm, M/L:-2,0 mm).
- Borra ett burr hål noga i målet koordinaten (A / P: -3,1 mm, M/L:-2,5 mm) att implantera en guide kanyl. Om diametern på en burr hål inte är tillräckligt stor för en guide kanyl implantation, borra ett annat hål som överlappar med den första. Borra ett annat hål på höger (kontralateral sida) parietala ben och sätt en benskruv, som hjälper till att säkra dentala cement i 1.10 (se figur 1B).
- Skär en cirkulär låsning bit från baksidan av locket på ett 1,5 mL centrifugrör med ett rakblad och göra en '' krona ''. Denna krona används för att förhindra dentala cement sprider sig till huden. Placera den på skallen så att de burr hål i steg 2,5 stannar inom cirkeln (se figur 1).
- Inrätta en stereotaxic församling genom att sätta en guide kanyl på den kortare arm av en stereotaxic adapter och fästes med en cap-mutter. Ange den längsta armen av stereotaxic adaptern på elektroden klämman. Fäst den på manipulatorn av stereotaxic apparaten (se figur 1A).
- Rotera den D-V stereotax församlingen på manipulator armen 12 grader (se figur 1B). Flytta guide kanylen i burr hålet gjort i 1.6. Infoga guide kanylen långsamt in i hjärnan genom att sänka det av 1,2 mm.
Obs: Vinkeln på sonden är specifika för hippocampus; andra regioner kan kräva andra vinklar eller ingen vinkel alls. Konsultera en brain atlas för exakta koordinater. Torka ytan av skallen, eftersom om inte cement fastnar inte och cement cap kan bli rubbas - Lägg till dentala cement inom kronan att fullt ut täcka båda metalldelen av guide kanylen och ben skruven nog att säkra dem. Applicera ytterligare dentala cement om det är en del av skallen utsätts.
- Vänta tills dentala cement är helt torkat (~ 12-20 min). Ta bort stereotaxic adaptern från elektroden klämman. Ta bort locket muttern och ersätta stereotaxic adaptern med en dummy sond och dra fast muttern cap.
- Släpp musen från den stereotaxic apparaten och hus musen ensam i en enskild bur.
Obs: Musen bör inte lämnas utan uppsikt tills den har återfått tillräcklig medvetande för att upprätthålla sternala koordinationsrubbning. Kontrollera musen dagligen tills dagen i mikrodialys. Musen får NSAID såsom karprofen om det verkar vara i smärta. Väntar 2 veckor behövs för sömn-vakna studier så musen habituates att den nya miljö10, men andra typer av studier kan kräva kortare återhämtningsperioder (t.ex. 1-2 dagar).
3. mikrodialys Setup
- Kvalitet-check av sonder: Fyll en disponibel 1ml spruta med destillerat waterand ansluter den till eluttaget (kortare port) av en sond som använder en byton tub. Täcka ventilationshålen med fingrarna och trycka ned sprutkolven så försiktigt för att ingjuta vatten till sonden. Kontrollera att vattnet verkar från sondens mynning och det finns inget läckage på ytan av ett mikrodialys membran.
- Aktivering av sonder: Sänk membranen i en sond i etanol (70-100%) i två sekunder. Sedan, ingjuta destillerat vatten i sonden igen med en spruta igen.
- Beredning av perfusion buffert: för att undvika vidhäftning av målmolekyler att sladdarna, lägga till BSA av späda 30% BSA lösning till 4% med artificiell CSF (1.3 mM CaCl2, 1,2 mM MgSO4, 3 mM KCl, 0,4 mM KH2PO4, 25 mM NaHCO3 , 122 mM NaCl, pH = 7,35), som bäst matchar electrolytekoncentrationen i CSF, omedelbart före användning. Filtrera perfusion bufferten genom en spruta filterenhet med 0.1 µm porstorlek.
Obs: 4% BSA förbättrar återhämtningen för klibba proteiner men kan kraftigt begränsa leverans av föreningar, särskilt för föreningar som har höga BSA-bindande. Detta är en fördel att använda lägre koncentration av BSA (exempelvis 0,15%) i vissa fall3. Observera att BSA kan samla mycket enkelt när upprörd av vortex eller uppståndelse plate. Dessa aggregat kan täppa sonder eller membran porer. Var försiktig när du förbereder en BSA lösning att begränsa denna sammanläggning - Förbered två separata rader för in- och utlopp (se figur 1 c) och Anslut båda linjerna med en anslutning nål. Fyll en disponibel 3 mL-sprutan som är fylld med perfusion buffert och Anslut den med inloppet slutet av slangen med en trubbig-end nål. Fyll hela slangen med perfusion buffert genom att köra sprutpumpen.
- Stoppa sprutpumpen och ersätta anslutning nålen mellan inlopp och utlopp linje med en aktiverad mikrodialys sond från steg 3.3 (se figur 1 c). Före detta byte, att sätta cap muttern på sonden.
- Montera rullen röret i outlet slangen på en rulle pump. Starta sprutpumpen på 10 µL/min och sedan rullen pumpen vid något långsammare flödet (9,5-9,8 µL/min). Se till att avlägsna alla luftbubblor i hela slangen, som kan påverka återhämtningen när de anger sonden.
- Söva musen från steg 1.12 på samma sätt som i steg 1.2. Placera musen kragen runt halsen. Ta bort kappmutter och overksam sonden och långsamt infoga en mikrodialys sond från 3.4 genom guide kanylen och dra fast muttern cap.
- Plats musen i buren ansluten till ett gratis-moving system och tjuder musen med kragen. Hålla igång både sprutpumpen och rulle pump på angivna flödet i steg 3.5 för minst 1 h.
Obs: För att uppnå ISF kollektion från vaket djur, använder denna artikel en gratis-moving system, där buren själv svarar på ett djurs rörelse att hålla sladdarna från vridning. Alternativt, flytande lekare tillgängliga från olika företag kan också användas. - Stannar rullen pump först och sedan sprutpumpen. Ange önskat flöde. Kör sprutan pump 20% snabbare än den rulle pumpen.
Obs: till exempel, om du kör på 1 µL/min, driva sprutpumpen på 1,2 µL/min. optimalt flöde bör bestämmas empiriskt för varje molekyl. - Insamling av ISF prov: placera den fria änden av utlopp slang på kyld bråk insamlare.
Obs: Lämpligt urval volym varierar beroende på analyser som används för analys. - Efter slutförandet av experimentet, ta bort sonden. (Söva musen som behövs.) Hantera musen återhämtning på samma sätt som i steg 2.11. Analysera insamlade ISF genom metoder såsom HPLC eller ELISA.
- För att tvätta hela slangen efter mikrodialys, Anslut inlopp och utlopp sladdarna igen genom att ersätta sonden med anslutningen nål och köra utspätt blekmedel i hela slangen och sedan spola med vatten. Torka och förvara det för upprepad användning.
Obs: Andra typer av sladdarna är acceptabla, men BSA i perfusion buffert kan täppa sladdarna med liten diameter, således dessa slangar betraktas som engångsbruk. Sladdarna kan bäras eller igensatt efter flera användningsområden, så se till att flödet är konsekvent varje gång innan användning.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
För att stimulera eller hämma neuronal aktivitet i omvänd mikrodialys11,12,13, picrotoxin, GABAA -receptorantagonist eller tetrodotoxin, Na+ kanal blockerare har använts. Det har visats att tau release stimuleras av ökning av neuronal aktivitet13,14. Konsekvent med dessa tidigare iakttagelser, när 50 µM picrotoxin (PTX) administrerades via omvänd mikrodialys (se diskussion för mer detaljer) i vaken C57B6/J möss ökade ISF endogena tau nivåer mätt med ELISA jämfört med fordonet kontrollen (DMSO)) (Se figur 2).
Figur 1: kirurgi setup och byggandet av mikrodialys kretsar. (A) inrätta en stereotaxic församling för en guide implantation med en cap mutter, en stereotaxic adapter och en guide kanyl. (B) Stereotaxic operationen att implantera en guide kanyl. Guide kanylen sätts in i hjärnan på 12 grader med avseende på vertikal. (C) byggande av ett inlopp slangar och en outlet-slangar. Tilloppet består av 70 cm FEP slangar (JF-70) och utlopp linjen består av JF-70 och rulle röret och 1/2 av FEP slangar. Anslutning nålar används för varje anslutning. (D) när hela slangen fylls med perfusion buffert, stoppa pumpen och Byt anslutning nål mellan inlopp och utlopp linje med en aktiverad mikrodialys sond. Se till att Anslut utgången av inlopp slangar till inlopp hamnen av en sond (längre port) och slutet av utlopp slang med utlopp port av en sond (kortare port). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2: representativa uppgifter visar ISF tau förändringar vid picrotoxin omvänd mikrodialys. Picrotoxin (PTX, 50 µM) eller DMSO levererades i hippocampus C57B6/J möss via omvänd mikrodialys. Picrotoxin snabbt ökat ISF endogena tau nivåer från dess basala nivåer (dvs. de genomsnittliga tau koncentrationerna under 3 h före PTX administrering) jämfört med DMSO behandling. Data visas som mean±SEM, n = 3 för DMSO, n = 4 för PTX. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Mikrodialys med hög molekylvikt avskurna membran har att drivas av en push-pull-läge, därför är det viktigt att flödet är korrekta och konstant. Felaktigheten i det flöde klassar kan vara orsaken till luft bubbla generation och inkonsekvens i provet koncentrationen. Om flödet är inkonsekvent, kontrollera alla anslutningar för läckage. Om problemet fortfarande kvarstår, kan det vara nödvändigt att starta om med nya sonder och sladdarna.
Microdilaysis sonder är kontinuerligt perfusion av perfusion bufferten. Därför finns det inte tillräckligt med tid för extracellulära molekyler att nå en fullständig jämvikt i perfusion bufferten. Följaktligen är koncentrationen i dialysatet mycket lägre än dess faktiska koncentration i ISF. För att uppskatta den verkliga koncentrationen av molekyler i ISF, är en noll flöde metod ofta används3,5,15. Denna metod mäter koncentrationen genom att ändra flödet. Det finns ett omvänt förhållande mellan koncentrationen och flödet. Därför kan koncentrationen av målmolekyler bestämmas genom att extrapolera den exponentiella kurvan tillbaka till den teoretiska noll flöde, vilket utgör den perfekta återhämtningen av molekyler. Men återhämtningen kan påverkas av olika faktorer såsom interaktion med membran eller vattenavvisande egenskaper av molekyler eller interaktion med andra proteiner, och man bör ha i åtanke att koncentrationen på den teoretiska nollan kanske inte nödvändigtvis motsvarar dess verkliga koncentrationen i ISF.
En sond isättning orsakar akut lokal skada i hjärnan. Från därför är de första flera fraktionerna normalt undantagna från ytterligare analys. I själva verket är ISF tau proteinnivån i hippocampus inte stabila i första 9-15 timme sannolikt eftersom den akuta skadan orsakar icke-specifika versionen av tau i ISF (författarens opublicerade anmärkning). Återhämtning efter sonden införande skada varierar från mål till mål. Pilotstudier skall utföras för att avgöra när varje mål når en steady-state-nivå för att avgöra när prover bör analyseras. Detta avgör ”startpunkt” för mikrodialys provtagning. En slutpunkt för provtagning är när målet är inte längre vid steady state (vanligtvis 3-5 dagar efter mikrodialys sond implantation; inte guide implantation). Start- och slutdatum för varje mål bör fastställas empiriskt av varje lab för varje mål.
Mikrodialys är särskilt användbart i kombination med läkemedelsbehandling. Läkemedel kan administreras systemiskt eller direkt infunderas i ISF. Omvänd mikrodialys är en metod som direkt genomsyrar små föreningar via sonder. Dialys uppstår dubbelriktat. Därför tillåter införandet av droger i perfusion bufferten dess diffusion men mikrodialys sonder till omgivande vävnad. Denna metod aktiverat lokaladministrationen av liten förening och samtidig insamling av ISF. Omvänd mikrodialys är mindre invasiva jämfört med en tryck injektion via kanyl och kan behålla mer konstant koncentration av läkemedel i målområdet.
Innan du börjar omvänd mikrodialys, bör den inre volymen hos hela slangen beaktas för att beräkna tidpunkten för behandling och provtagning. Den inre volymen hos hela slangen används i denna artikel är exempelvis 91,5 µL (se Tabell av material för inre volymen hos varje slangar). Därför, när flödet är 1,0 µL/min, det tar 91,5 min för perfusion bufferten som innehåller läkemedel för att nå bråkdel samlaren. Däremot, när läkemedel levereras systemiskt, bör inre volymen på utlopp slang (56,5 µL i detta fall) övervägas.
In vivo mikrodialys metod erbjuder flera fördelar jämfört med andra tekniker. Till exempel, medan hjärnan homogenates sannolikt består av både extracellulära och intracellulära proteiner, samlar mikrodialys specifikt extracellulära proteiner från ISF. För det andra kan en enda mikrodialys sond samla ISF vid olika tidpunkter från samma djur. Målkoncentration i varje prov kan normaliseras mot en % originalplan. Detta normaliserar absoluta koncentrationen mellan djur så relativa skillnader kan jämföras. Detta ökar kraften hos en studie och vanligtvis minskar djurens nummer behövs för ett experiment när man jämför relativa skillnader i proteinnivåer efter drug administration/manipulation. Däremot, är den största begränsningen av mikrodialys begränsning av storleken på målmolekylen.
Mikrodialys kan kombineras med andra in-vivo -tekniker. Till exempel kan utför mikrodialys regulatable transgena möss uppskatta i vivo omsätter mål protein16. I kombination med EEG, mätning användes för att mäta elektrisk aktivitet under omvänd mikrodialys11. Och optogenetik aktiverat manipulation av neuronal aktivitet i hjärnan medan samtidigt samla ISF17.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författaren har något att avslöja.
Acknowledgments
Detta arbete stöds av '' bidrag för vetenskaplig forskning på innovativa områden (Brain Protein åldrande och demens Control)(15H01552) från MEXT och bidrag för unga forskare (B) (16K 20969). Författaren tack Dr. David M. Holtzman och Dr John R. Cirrito för tekniska råd under utvecklingen av denna metod.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| The Univentor 820 Microsampler | Univentor | 8303002 | Refrigerated fraction collector |
| Syringe pump | KD scientific | KDS-101 | |
| Roller pump | Eicom microdialysis | ERP-10 | |
| Raturn Stand-Alone System | BASi | MD-1409 | Free-moving system |
| Dual species cage kit | BASi | CX-1600 | |
| AtmosLM Microdialysis probe (shaft length 8 mm, membrane length 2 mm) | Eicom microdialysis | PEP-8-02 | Shaft length for a probe, a guide, a dumy probe and a stereotaxic adaptor should be identical. |
| Microdialysis guide (shaft length 8 mm) | Eicom microdialysis | PEG-8 | |
| Microdialysis dummy probe (shaft length 8 mm) | Eicom microdialysis | PED-8 | |
| Bone screw | BASi | MD-1310 | |
| Super bond C&B set | Sunmedical | Dental cement | |
| Small animal Stereotaxic Instrument with digital display console | Kopf | Model 940 | Stereotaxic apparatus |
| Mouse and neonatal rat adaptor | Stoelting | 51625 | |
| Standard Ear Bars and Rubber Tips for Mouse Stereotaxic | Stoelting | 51648 | |
| Albumin solution from bovine serum | Sigma | A7284-50ML | 30% BSA solution |
| FEP tubing (70 cm) | Eicom microdialysis | JF-10-70 | Internal volume = 0.5 µL/cm |
| Teflon tubing (50 cm) | Eicom microdialysis | JT-10-50 | Internal volume = 0.08 µL/cm |
| Byton tube | Eicom microdialysis | JB-30 | |
| Intramedic luer stab adaptor 23G | BD | 427565 | Blunt end needle |
| Roller tube | Eicom microdialysis | RT-5S | Internal volume = 4 µL |
| Cap nut | Eicom microdialysis | AC-5 | |
| 0.25 mL microcentrifuge tube with cap | QSP | 503-Q | Tubes for fraction collector |
| Sterotaxic adaptor (shaft length 8 mm) | Eicom microdialysis | PESG-8 | |
| Connection needle | Eicom microdialysis | RTJ | |
| Mouse animal collar | BASi | MD-1365 | |
| High Speed Rotary Micromotor kit | FOREDOM | K.1070 | Drill |
| Picrotoxin | Sigma | P1675 | |
| Screw driver for bone screws | |||
| Scalpel | |||
| Cotton swab | |||
| Surgical clipper |
References
- Lei, Y., Han, H., Yuan, F., Javeed, A., Zhao, Y. The brain interstitial system: Anatomy, modeling, in vivo measurement, and applications. Progress in Neurobiology. 157, 230-246 (2017).
- Kushikata, T., Hirota, K.
- Cirrito, J. R., et al. In vivo assessment of brain interstitial fluid with microdialysis reveals plaque-associated changes in amyloid-beta metabolism and half-life. The Journal of Neuroscience. 23 (26), 8844-8853 (2003).
- Emmanouilidou, E., et al. Assessment of α-synuclein secretion in mouse and human brain parenchyma. PLoS One. 6 (7), 1-9 (2011).
- Yamada, K., et al. In vivo microdialysis reveals age-dependent decrease of brain interstitial fluid tau levels in P301S human tau transgenic mice. The Journal of Neuroscience. 31 (37), 13110-13117 (2011).
- Ulrich, J. D., et al. In vivo measurement of apolipoprotein E from the brain interstitial fluid using microdialysis. Molecular Neurodegeneration. 8 (1), 13 (2013).
- Emmanouilidou, E., et al. GABA transmission via ATP-dependent K+ channels regulates α-synuclein secretion in mouse striatum. Brain. 139 (3), 871-890 (2016).
- Takeda, S., et al. Seed-competent high-molecular-weight tau species accumulates in the cerebrospinal fluid of Alzheimer's disease mouse model and human patients. Annals of Neurology. 80 (3), 355-367 (2016).
- Yamada, K. In vivo Microdialysis of brain interstitial fluid for the determination of extracellular tau levels. Methods in Molecular Biology. 1523, 285-296 (2017).
- Kang, J. -E., et al. Amyloid-β dynamics are regulated by orexin and the sleep-wake cycle. Science. 326 (November), 1005-1008 (2009).
- Cirrito, J. R., et al. Synaptic activity regulates interstitial fluid amyloid-beta levels in vivo. Neuron. 48 (6), 913-922 (2005).
- Bero, A. W., et al. Neuronal activity regulates the regional vulnerability to amyloid-β deposition. Nature Neuroscience. 14 (6), 750-756 (2011).
- Yamada, K., et al. Neuronal activity regulates extracellular tau in vivo. Journal of Experimental Medicine. 211 (3), 387-393 (2014).
- Pooler, A. M., Phillips, E. C., Lau, D. H. W., Noble, W., Hanger, D. P. Physiological release of endogenous tau is stimulated by neuronal activity. EMBO Reports. 14 (4), 389-394 (2013).
- Castellano, J. M., et al. Human apoE isoforms differentially regulate brain amyloid-β peptide clearance. Science Translational Medicine. 3 (89), 89ra57 (2011).
- Yamada, K., et al. Analysis of in vivo turnover of tau in a mouse model of tauopathy. Molecular Neurodegeneration. 10 (1), 55 (2015).
- Taylor, H., et al. Investigating local and long-range neuronal network dynamics by simultaneous optogenetics, reverse microdialysis and silicon probe recordings in vivo. Journal of Neuroscience Methods. 235, 83-91 (2014).
