Summary
Hierin beschrijven we een chirurgische ingreep die laat zien hoe u permanente ligatie van de linker-anterieure aflopende coronaire slagader bij muizen bereikt. Dit model is van groot belang om de pathofysiologie van myocardiaal infarct en de gelijktijdige biologische processen te onderzoeken.
Abstract
Myocardinfarct (MI) en acute coronaire ziekten behoren tot de meest prominente doodsoorzaken in de populatie met westerse levensstijl. De Murine modellen van Mi met permanente ligatie van linker-anterior aflopend (LAD) coronaire hartslag nauw bootst mi bij de mens. Murine modellen profiteren van de uitgebreide genetische techniek die tegenwoordig beschikbaar is. Hier stellen we een reproduceerbare Murine chirurgische model van myocardinfarct door permanente LAD coronaire ligatie. Onze techniek omvat anesthesie met ketamine/xylazine die snel kan worden teruggedraaid door toediening van een antagonist, intubatie zonder tracheotomie voor mechanisch geassisteerde ventilatie, ventilatie met toepassing van Extrinsieke positieve end-expiratory Pressure (PEEP) om te voorkomen dat alveolaire instorting, een Thoracotomie methode die beperkt is tot de minimale chirurgische letsels aan skeletspieren, en Long inflatie zonder thoracentese. Deze methode is dun invasief, reproduceerbaar en vermindert de sterfte en complicaties na de operatie.
Introduction
Acuut myocardinfarct (MI) is de ernstigste expressie van ischemische hartziekten (IHD). IHD zijn de belangrijkste oorzaak van de morbiiteiten en de dood wereldwijd, vooral in westerse landen1. Het heeft dus een enorme economische impact op gezondheidszorgstelsels2. MI wordt gekenmerkt door de occlusie van een coronaire slagader door atherosclerotische plaque en de daaropvolgende arrestatie van de bloedstroom in grote delen van het myocardium. Gebrek aan zuurstoftoevoer in het myocardium leidt tot ischemische dood van cardiomyocyten. Deze pathologische aandoening activeert reacties in het ventriculaire weefsel dat uiteindelijk leidt tot tekortkomingen in ventriculaire functies, remodellering en hartfalen3. MI is een complexe pathofysiologische aandoening waarbij meerdere en ingewikkelde biologische processen bestaande uit gereguleerde celdood, reactie op oxidatieve stress, ontsteking, wondgenezing, fibrose en ventriculaire remodellering. Sommige van deze biologische reacties zijn gemodelleerd als individuele processen in vitro zoals necrose-geïnduceerde vrijlating van schade-geassocieerde moleculaire patronen en geassocieerde inflammatoire reacties4. Deze vereenvoudigde modellen zijn essentieel om MI te begrijpen. Maar alleen een in vivo model kan een realistisch beeld geven van de complexiteit van de biologische processen die zijn betrokken bij de respons op MI.
Hoewel modellen van MI bij grotere dieren zoals varkens meer in verband kunnen staan met menselijke pathofysiologie van MI, ligt de kracht van de Murine-modellen in de mogelijkheden die worden geboden door genetische manipulatie die geavanceerder is dan bij andere zoogdieren. Andere niet-verwaarloosbare aspecten zijn de relatief lage kosten en de eenvoud van de chirurgische Setup.
Het is de moeite waard om te vermelden dat modellen van ischemie-reperfusie van het myocardium verschillende uitkomsten kunnen vertonen dan permanente MI-modellen. Biologische processen zoals het type celdood betrokken, kwaliteit/amplitude of kinetiek van inflammatoire en wondgenezing reacties in het myocard weefsel kan variëren afhankelijk van het model5,6,7. Dit Protocol van permanente coronaire occlusie kan echter gemakkelijk worden aangepast om een ischemie-reperfusie model te verkrijgen.
Deze methode is relevant voor studies die verband houden met de fysioathologie van MI zonder reperfusie en maakt het mogelijk om pathologische processen te monitoren die optreden bij coronaire occlusie (minuten) tot laat stadium hartfalen (weken) bij het lokale hartweefsel en systemische Niveaus.
Protocol
Dierproeven die in dit protocol worden beschreven, zijn beoordeeld en goedgekeurd door het ethisch comité voor dieren van Vaud.
Opmerking: voor deze experimenten gebruikten we mannelijke C57Bl/6J muizen met een gewicht tussen 25 g en 30 g en een leeftijd van 8-12 weken. Muizen werden gevoed Chow pellets en water ad libitum en gefokt onder conventionele omstandigheden. Chirurgische apparatuur werd eerder gesteriliseerd. De experimenteerder moet steriele chirurgische handschoenen en een chirurgisch masker dragen om besmetting en postoperatieve infecties te beperken.
1. anesthesie en tracheale cannulatie.
- Weeg de muis om te bepalen van de dosering van anestheticum drugs, postoperatieve analgetische medicatie en getijden volume van de ventilator. Verwarm het verwarmingspaneel voor op 37 °C. De chirurgische opstelling is afgebeeld in Figuur 1.
- Injecteer de muis intraperitoneaal met een mengsel van ketamine en xylazine in een dosis van respectievelijk 80 mg/kg en 10 mg/kg.
- Scheer de muis vacht snel op de keel en de linker kant van de ribbenkast met behulp van een elektrisch scheerapparaat.
- Controleer de diepte van de anesthesie door staart en/of achtervoeten te knijpen en het dier in een rugligging op de verwarmingskussen te vestigen. Plaats een klein gaas kompres onder het hoofd van het dier om oververhitting van de ogen te voorkomen. Breng oculaire gel om Oogdroogheid te voorkomen.
- Bevestig de vier ledematen met plakband op het oppervlak van het verwarmingskussen. Passeer een lus van 5-0 zijde hechting onder de bovenste snijtanden en plak de extremiteit van de lus met plakband op het verwarmingskussen. Dit houdt de mond van het dier open en vergemakkelijkt de cannulatie.
- Breng Ontharingscrème aan op de voorgeschoren gebieden en masseer gedurende 1 minuut zachtjes met een wattenstaafje. Veeg het teveel aan bont en room met een gaas. Gebruik druppels van 0,9% zoutoplossing en gaas om de incisie gebieden te reinigen. Breng stukjes steriel gaas aan op de geschoren keel en de thorax en week ze in iodopovidon.
Opmerking: wij raden de toepassing van een lokale verdoving drug (lidocaïne of bupivacain) naar incisies sites. - Stel de ventilator in op een getij volume van 7 mL/kg en een ventilatiesnelheid van 140 slagen/min.
Opmerking: van nu af aan werk onder een microchirurgie stereomicroscoop. - Houd de huid in het midden van de keel en voer een incisie van 0,5 cm na een caudal/cephalic lijn met behulp van een kleine schaar. Scheid de lobben van de speekselklier en scheid de fascia van de sternohyoid-spier voorzichtig met gebogen ontleden Tang totdat het strottenhoofd en de luchtpijp zichtbaar zijn. Veilige randen van de opening met oprolmechanismen bevestigd aan elastische banden.
Opmerking: doe deze stap zonder Incisie van de spieren. Een getrainde operator zal in staat zijn om het dier via de mondholte te intuberen zonder visualisatie van de luchtpijp die deze stap optioneel maakt. - Houd de tong zachtjes opzij. Steek met een tang de binnenste naald van een 16 G canule in de luchtpijp. Visualiseer de juiste invoeging in de luchtpijp door de keel incisie.
- Sluit de canule aan op de ventilator en zorg voor een correcte ventilatie door de Uitlaatslang in water te plaatsen. De aanwezigheid van bubbels duidt op een juiste intubatie.
Opmerking: om de weefsels nat te houden tijdens bedrijf plaats steriel gaas geweekt met 0,9% zoutoplossing en iodopovidon op de keel incisie. Controle van vocht tijdens de ingreep.
2. ligatie van LAD coronaire slagader
- Laat de voorste poot los van duct tape en beweeg de muis voorzichtig naar de rechterkant decubitus positie. Bevestig de linker anterieure ledemaat zodra het dier in de juiste positie is.
- Identificeer de lijn tussen de linker pectoralis minor en grote spieren en maak een schuine huid incisie op 1 cm met een schaar na de lijn. Met het ontleden van de bot micro schaar, aparte fascia van pectoralis spieren zonder Incisie. Handhaaf pectoralis spieren gescheiden met oprolmechanismen bevestigd aan elastische banden.
- Stel de ventilator in met een positieve eind expiratoire druk (PEEP) van 3 cm H2O.
- Open de borstholte met behulp van stompe Tang op de 3RD intercostale ruimte tussen 3RD en 4th ribben. Vermijd het aanraken van de inwendige thoracische slagader omdat er gevaar is voor bloedingen. Raak geen hart of longen aan. Breng twee OPROLMECHANISMEN in de ribcage aan, één op elke rib (Figuur 2a).
- Met een gebogen fijne Tang, verwijder voorzichtig het hartzakje en trek het uit elkaar zonder het hart en de longen te schaden.
- Zoek linker anterieure aflopende (LAD) coronaire slagader. LAD slagader verschijnt als een oppervlakkige heldere rode lijn die loopt van de rand van de linker oorschelp naar de Apex.
- Gebruik een naald houder om een 7-0 zijde hechting door te geven onder de LAD 2 tot 3 mm onder de linker atria. Trek de zijde langzaam om te voorkomen dat een scheuren van hartweefsel. Bind de ligatuur met drie knopen. Het linker deel van de linkerventrikel zal onmiddellijk verbleken na het ligatie (Figuur 2b-E).
Opmerking: het is belangrijk om niet te diep in de ventriculaire holte te gaan of te oppervlakkig te blijven. Voor Sham-bediende dieren, trek de hecht zijde onder de jongen en verwijder het langzaam te vermijden weefsel scheuren. - Laat de rib-oprol pers los, houd de 3RD -rib met een tang en maak twee pasjes met een 6-0-zijde hechting onder de 3RD en 4th ribben.
Let op: laat het hart of de longen niet perforeren. Draai de knopen nog niet aan. - Zet drie druppels van 37 °C 0,9% zoutoplossing op de opening en sluit de expiratie uitlaatbuis voor 2 of 3 Ademhalings cycli om de longen goed te blazen. Draai de hecht en bevestig met twee worpen.
- Laat Optrek kers de spieren vasthouden en Help ze hun juiste plaats te achterhalen.
- Nauwe thoracische huid met twee steken van 5-0 hecht zijde en veilig met twee worpen. Nauwe keel huid met een steek van 5-0 hecht zijde en veilig met twee worpen.
3. postoperatieve procedures en follow-up.
- Verwijder zelfklevende tape banden van de ledematen. Zet een kompres op de verwarmingskussen aan de rechterkant van het dier.
Opmerking: de algehele procedure van anesthesie tot dit punt mag niet langer duren dan 40-45 min. Injecteer eventueel IP 0,2 mL atipamezol in een concentratie van 0,1 mg/mL om het wakker worden te versnellen. - Intraperitoneaal injecteert 0,3 mL 5% glucoseoplossing voorverwarmd bij 37 °C.
- Zet het dier voorzichtig op ventrale decubitus op het kompres pad.
- Stop ventilator; Als de muis spontaan ademt, voorzichtig verwijderen canule.
- Injecteer subcutane (SC) 0,1 mg/kg buprenorfine en zet muizen in een voorverwarmde kooi verhit op 30 ° en geventileerd met een 100% O2 voor een minimum van 1 h. monitor muizen voor elke levensbedreigende aandoening, zoals overmatige dyspneu of bloeding.
- Tijdens de twee eerste dagen na de operatie, monitor muis tweemaal daags. Injecteer SC 0,1 mg/kg buprenorfine tweemaal daags. Intraperitoneaal injecteert 0,3 mL 0 van 5% glucoseoplossing tweemaal daags. Geef muizen een zacht dieet en water ad libitum. Warm het dier zo nodig op.
Opmerking: naast opioïden moeten dieren worden voorzien van niet-steroïdale anti-inflammatoire geneesmiddelen gemengd in dieet of verdund in drinkwater. - Vanaf dag drie, Injecteer SC 0,1 mg/kg buprenorfine tweemaal daags als het dier ongewone tekens vertoont met betrekking tot het algemene uiterlijk, de ademhaling of het gedrag. Intraperitoneaal injecteert 0,3 mL van 5% glucoseoplossing tweemaal daags als het dier nog steeds gewicht verliest. Warm het dier indien nodig.
Opmerking: pas de vooraf gedefinieerde onderbrekings criteria strikt toe wanneer dat nodig is om overmatig lijden te voorkomen. Meestal verliezen muizen gewicht tot dag 3 en 4 en dan gewichtstoename. Na zeven dagen halen muizen meestal het gewicht van de voor bewerking op.
Representative Results
Zeven dagen na de operatie werden muizen geëerd. Dieren werden verdoiliseerd met 80 mg/kg ketamine en 10 mg/kg xylazine. Onder anesthesie, werd bloed getrokken uit Vena Cava en hart werd bemonsterd. Atria werden verwijderd, myocardium werd gewassen in ijskoude PBS. Voor metingen van ischemische gebieden waren de harten bevroren bij-20 °C gedurende 40 min, vervolgens gesneden en gekleurd gedurende 20 minuten bij 37 °C in PBS met 2% trifenyltetrazoliumchloride (TTC). Hart plakjes werden 's nachts opgelost in 4% gebufferde Paraformaldehyde-oplossing bij kamertemperatuur. Ischemische gebieden bleven onbevlekt terwijl levend weefsel in rood werd gekleurd als gevolg van de aanwezigheid van dehydrogenasen. Ischemische gebieden werden berekend als percentage van het witte gebied van de linker ventrikel (LV) met een beeldvormings software (Figuur 3a, B). Voor biochemische en moleculaire biologie analyses werden harten bevroren in vloeibare stikstof. Na het slijpen van harten op vloeibare stikstof het orgel poeder werd gebruikt voor eiwitten en mRNA extractie. De omvang van fibrose in het myocard weefsel van de hart Hearts werd beoordeeld door de Western Blot analyse van alpha Smooth-spier actine (αsma) en SMAD2 fosforylering, die respectievelijk belangrijke Read-outs van myofibroblasten en van tgfβ signalering activatie ( Figuur 3c). mRNA expressie van Tgfb, en downstream doelen ctgf, PostN en Il11 zijn alle indicatoren van myocardiale fibrose. Dit werd aangetoond door real-time polymerase chain reaction (PCR) analyse (figuur 3D).
Pro-inflammatoire signalering trajecten en expressie van pro-inflammatoire genen werden meestal geactiveerd binnen de eerste week na myocardinfarct. Fosforylering van NF-κB p65 transcriptiefactor is een kenmerk van ontsteking en werd waargenomen in hele myocardium extracten van de MI muizen (figuur 3e). mRNA-expressie van pro-inflammatoire genen Il1b, Il6 en Cxcl10 (figuur 3F) en monocyten/macrofagen markers Cd14 en mertk werden geanalyseerd door real-time PCR (figuur 3G). Merk op dat er een variabiliteit was in de mate van NF-κB p65 en SMAD2 fosforylering (figuur 3c,E, Lanes 4-7). Deze variabiliteit hangt grotendeels af van de grootte van de infarct.
Figuur 1 : Beschrijving van de chirurgische opstelling. A) chirurgischeopstelling bestaat uit een gemodificeerde verwarmingskussen, een ventilator en oprolmechanismen die aan elastische banden zijn bevestigd. B) set van schaar, Tang en naald houder gebruikt tijdens de operatie. C) Close-up van de mini-OPROLMECHANISMEN. Niet getoond: chirurgische stereomicroscoop. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 2 : Representatieve beelden van de chirurgie en Lad ligatie. A) geopende kist met oprolmechanismen. De linker ventrikel was duidelijk. De bovenste, linker en onderste oprol kers hielden de ribbenkast en rechter oprolmechanisme gehouden de pectoralis spier. B) de naald is doorgegeven onder de jongen. (C) hecht zijde werd doorgegeven onder de jongen, in de linker ventrikel. D) enkele steek op de jongen. (E) einde van de ligatie procedure werd de hechtdraad vastgezet met drie knopen. F) weergave van een voorste weergave van het hart. De positie van LAD ligatie was 2-3 mm onder linker atria en boven diagonale tak van de jongen. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 3 : Fibrose en ontsteking in heel myocardium extracten zeven dagen na de operatie. A) representatieve beelden van de TTC-kleuring van een in de vorm van een gesegmenteerd hart zeven dagen na de operatie. Bleke ischemische gebieden bleven onbevlekt en wit terwijl levend weefsel rood werd gekleurd. De ligatie was zichtbaar op de derde slice van links. B) de grootte van de ischemische gebieden van vijf infarcten harten werd gemeten met behulp van de TTC-kleuringstechniek. Resultaten waren het percentage van het witte gebied van de linker ventrikel (LV). C) analyse van de Western Blot van SMAD2 fosforylering en Alfa-SMA-expressie in heel myocardium als indicatoren van fibrose. D) mRNA-uitdrukking van tgfb, ctgf, PostN en Il11 in hele myocardium extracten. (E) Western Blot van NF-κb p65 fosforylering in hele myocardium extracten. F) mRNA-expressie van pro-inflammatoire genen Il1b, Il6 en Cxcl10 in hele myocardium extracten. G) mRNA-uitdrukking van Cd14 en mertk als indicatoren van de aanwezigheid in het myocardium van monocyten/macrofagen respectievelijk fagocytische macrofagen. N = 3 in Sham en N = 4 in MI-groep. Voor de analyse van mRNA-expressies was de uitdrukking relatief ten opzichte van de endogene controle Rps18 en waren de groeps vergelijkingen ongepaarde Student T-tests, * p ≤ 0,05, * * p ≤ 0,01, * * * p ≤ 0,001. In de panelen B, D, F en G foutbalken vertegenwoordigen standaarddeviaties. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Discussion
De eerste kritieke stap van deze procedure is zeker intubatie. We gebruiken de gebloteerde binnennaald van een 16 G katheter als tracheale buis. We raden u af deze Setup te gebruiken met muizen die minder dan 22 g gewicht hebben. Met deze instelling kan het moeilijk zijn om muizen correct te intuberen met een kleiner lichaamsgewicht zonder de luchtpijp te beschadigen. Een ander belangrijk punt is het beperken van incisies gemaakt aan de spier terwijl blootstelling van de luchtpijp en ribcage. Vermindering van weefselschade is van groot belang, vooral bij het bestuderen van ontstekingsprocessen na MI. Daarom geven we de voorkeur aan een zachte spreiding van spieren en ribben met Tang en oprol kers8,9. We gebruiken geen elektrische verschroeide om bloeden10te controleren. Dit kan leiden tot iatrogene brandwonden en gunst infecties. Zowel trauma als infecties kunnen vooroordelen inflammatoire Read-outs. Toepassing van een extrinsieke PEEP van 3 cm H2O door het plunderen van de ventilatie uitlaat in een waterbuis grenzen einde-expiratory alveolaire instorting tijdens Thoracotomie. Lokalisatie van LAD is een andere kritieke stap en men moet in gedachten houden dat de anatomie van de coronaire slagaders kan variëren afhankelijk van de stam en het genotype van de muis11. Het vereist enige ervaring om de jongen te visualiseren, maar het plaatsen van de hechtdraad direct 2-3 mm onder de linker atria zoals beschreven in de procedure moet de juiste positionering van de ligatie mogelijk maken. Onmiddellijke verkleuring van grote delen van de linker ventrikel onder de hecht bevestigen de nauwkeurigheid. Ten slotte, kunstmatig toepassen van auto-PEEP door het blokkeren van ventilatie uitlaat voor 2-3 respiratoire cycli tijdens borstsluiting maakt een voorbijgaande hyperinflatie van de longen die zal helpen achtervolgen de lucht van thoracale holte12. We hebben opzettelijk geen thoracentese uitgevoerd zoals getoond in 9,10. Op deze manier beperken we het risico op Long-en hart blessures en vermijden we overmatige weefselbeschadiging of perforatie.
Myocardiale ischemie-reperfusie (I/R) is een verwant chirurgisch model dat het herstel van de coronaire bloedstroom nabootst dat wordt gedaan om MI-patiënten in klinieken. Tijdens het I/R-model wordt een voorbijgaande occlusie van de coronaire slagader gedaan door een stukje slang op de jongen te spannen voor een duur van 20 tot 45 min8,13. Vervolgens wordt de occlusie vrijgegeven om reperfusie van het myocardium voor de gewenste duur mogelijk te maken. Deze eenvoudige wijziging toegepast op ons protocol kan gemakkelijk veranderen in een I/R model4,8,14,15. Het infarct kan worden bevestigd door een bloedtest voor cardiale troponine T8,10 of door echocardiografie15.
MI verschilt van I/R-model omdat reperfusie door zelf een blessure induceert. MI induceert meer weefsel necrose en apoptosis is meer uitgesproken in reperfused myocardium5. Kinetiek van inflammatoire cellen infiltratie is ook verschillend tussen in MI en IR met een vertraagde myocardiale infiltratie van immuuncellen in MI7. De grootte en de positie van het hart gebied zullen ook verschillen tussen permanente ligatie en I/R-modellen15. Om dit in gedachten te houden, moet men voorzichtig zijn om een relevant model te kiezen sinds I/R en permanente MI-modellen niet gelijkwaardig zijn. Een ander Murine model van myocardinfarct is het cryoinfarct model. Toepassing van een cryogene sonde op de LV anterieure muur induceert de bevriezing van ventriculaire weefsel en bloedstroom arrestatie in de LAD slagader. Deze techniek verschilt echter van Mi-en I/R-technieken met betrekking tot timing en amplitude van remodellering en ontstekingsreacties16,17.
Variabiliteit is een beperking als voor elke chirurgische ingreep. Deze variabiliteit berust op biologische verschillen. Een goed voorbeeld is de variatie in coronaire arteriële indeling in muizen11. Het vertrouwt ook op experiteerder vaardigheden. Het is de moeite waard te vermelden dat een adequate opleiding van de onderzoekers verplicht is om met dit model tot stabiele resultaten te komen. Een goed opgeleide experimenteerder kan gemakkelijk infarct maten produceren die reproduceerbaar zijn (Figuur 3a-B). De sterfte van het model hangt af van de positie van de jongen, duur van de experimenten (dagen, weken), muis stam en genotypes. De soorten anestheticum en analgetische drugs kunnen ook invloed hebben op de uitkomst van de experimenten met vermoedelijke cardioprotective of cardiodepressivum effecten. In onze handen heeft dit model een wereldwijd sterftecijfer van 25-30%. Dit sterftecijfer bestaat uit spontane sterfgevallen en offers voor het einde van het experiment, ongeacht de stammen en de duur van het experiment. De meeste doden of opofferingen liggen tussen de tweede en vierde dagen na de operatie. Het toepassen van een streng pijnmanagement en follow-up van de dieren kan de sterfte verminderen.
Hier presenteren we representatieve resultaten van infarct grootte geanalyseerd met behulp van TTC-kleuring en expressie van eiwitten en genen die betrokken zijn bij inflammatoire of fibrotische processen in LV door respectievelijk Western Blot en real-time PCR (figuur 3c-G). Het is ook mogelijk om veel van deze parameters te meten door middel van enzym-linked immunosorbent assay (ELISA) of enzymatische assays. Natuurlijk, in overeenstemming met de hypothese die moet worden getest, deze methode kan worden gevolgd door elke functionele analyse door echografie, MRI of intraveneuze triculaire katheter meting van de druk en het volume. Het is ook mogelijk om hart te extraheren en verder te onderzoeken cardiale celbiologie op geïsoleerde cellen. Over het algemeen is het MI-model met permanente ligatie van de LAD-coronaire slagader vooral nuttig om inflammatoire en fibrotische processen te evalueren, wondgenezing en veranderingen in de hartfunctie na een myocardinfarct.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
Dit model werd ontwikkeld met de steun van de Swiss National Science Foundation (subsidies 310030_162629 tot LL) en departementale fondsen van de diensten van thoracale chirurgie en Intensive Care Geneeskunde van het universitair ziekenhuis van Lausanne. JL is ontvanger van een subsidie van de Emma Muschamp Foundation. Wij erkennen de cruciale steun van de dierenartsen en het personeel van de dieren faciliteit van de faculteit biologie en geneeskunde van de Universiteit van Lausanne. We danken Dr. Giuseppina Milano van de dienst van cardiale chirurgie van het universitair ziekenhuis van Lausanne en Dr. Alexandre Sarre van de cardiovasculaire Assessment Facilty van de Universiteit van Lausanne voor hun technische tips.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 CC Syringe, Omnifix-F | B. Braun | 9161406V | |
| 30G- Needle | BD Microlance 3 | 304000 | |
| 70% Ethanol | |||
| Betadine 60 ml | MundiPharma | ||
| Blunt Retractors | Fine Science Tools | 18200-09 | |
| Castroviejo Needle Holder Straight with Lock | Roboz | RS-6416 | |
| Cotton Swabs | Applimed SA | 6001109 | |
| Dissecting Scissors, Curved | Aesculap | BC603R | |
| Electrical Razor | Remington | HC720 | |
| Glucose 5% B.Braun | B. Braun | 531032 | |
| Hair Removal Cream, Veet | Silk & Fresh Tech. | 8218535 | |
| Iris Dissecting Forceps Full Curved | Aesculap | OC022R | |
| Ketasol 100 (100 mg/ml) | Dr. E. Graeub AG | QN01AX03 | |
| Micro Scissors, Curved Blunt/Blunt | Aesculap | FM013R | |
| NaCl 0.9% B. Braun | B. Braun | 534534 | |
| Short Fixator | Fine Science Tools | 18200-01 | |
| Silk Suture 5-0, BB | Ethicon | K880H | |
| Silk Suture 6-0, P-1 | Ethicon | 639H | |
| Silk Suture 7-0,BV-1 | Ethicon | K804 | |
| Student Dumont #7 Forceps | Fine Science Tools | 91197-00 | |
| Student Fine Forceps-Angled | Fine Science Tools | 91110-10 | |
| Surgical Gloves | Weitacare | 834301 | |
| Surgical heating pad | Personalized setting | ||
| Temgesic sol 0.3 mg/ml Buprenorphine | Indivior Schweiz AG | N02AE01 | |
| Tracheal tube inner needle of an 16G i.v. cat | Abbocath-T | G714-A01 | |
| Universal S3 Microscope, OMPIMD | Zeizz | ||
| Ventilator, MiniVent Model 845 | Harvard Apparatus | 73-0043 | |
| Viscotears | Alcon | 1551535 | |
| Xylasol (1mg/ml) | Dr. E. Graeub AG | QN05CM92 |
References
- GBD 2016 Causes of Death Collaborators. regional, and national age-sex specific mortality for 264 causes of death, 1980-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study. Lancet. 390 (10100), 1151-1210 (2017).
- Reed, G. W., Rossi, J. E., Cannon, C. P.
- Frangogiannis, N. G. The inflammatory response in myocardial injury, repair, and remodelling. Nature Reviews Cardiology. 11 (5), 255-265 (2014).
- Lugrin, J., et al. Cutting edge: IL-1alpha is a crucial danger signal triggering acute myocardial inflammation during myocardial infarction. Journal of Immunology. 194 (2), 499-503 (2015).
- Hashmi, S., Al-Salam, S. Acute myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury: a comparison. International Journal of Clinical and Experimental Pathology. 8 (8), 8786-8796 (2015).
- van Zuylen, V. L., et al. Myocardial infarction models in NOD/Scid mice for cell therapy research: permanent ischemia vs ischemia-reperfusion. Springerplus. 4, 336 (2015).
- Yan, X., et al. Temporal dynamics of cardiac immune cell accumulation following acute myocardial infarction. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 62, 24-35 (2013).
- Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery. Journal of Visualized Experiments. (86), (2014).
- Reichert, K., et al. Murine Left Anterior Descending (LAD) Coronary Artery Ligation: An Improved and Simplified Model for Myocardial Infarction. Journal of Visualized Experiments. (122), (2017).
- Kolk, M. V., et al. LAD-ligation: a murine model of myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (32), (2009).
- Fernandez, B., et al. The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: implications for comparison with mutant models. Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).
- Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments. (94), (2014).
- Xu, Z., McElhanon, K. E., Beck, E. X., Weisleder, N. A Murine Model of Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury. Methods in Molecular Biology. 1717, 145-153 (2018).
- Parapanov, R., et al. Toll-like receptor 5 deficiency exacerbates cardiac injury and inflammation induced by myocardial ischaemia-reperfusion in the mouse. Clinical Science. 129 (2), 187-198 (2015).
- Curaj, A., Simsekyilmaz, S., Staudt, M., Liehn, E. Minimal invasive surgical procedure of inducing myocardial infarction in mice. Journal of Visualized Experiments. (99), e52197 (2015).
- van den Bos, E. J., Mees, B. M., de Waard, M. C., de Crom, R., Duncker, D. J. A novel model of cryoinjury-induced myocardial infarction in the mouse: a comparison with coronary artery ligation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 289 (3), H1291-H1300 (2005).
- Duerr, G. D., et al. Comparison of myocardial remodeling between cryoinfarction and reperfused infarction in mice. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 961298 (2011).
