Summary
Kene hemolymph analizi, bazı patojenlerin hastalığa neden olduğu ve keneler immünolojik olarak bu enfeksiyona nasıl yanıt vereceği konusunda önemli bir bilgi kaynağını temsil eder. Bu çalışmada, mantar propagülleri aşılamak ve Rhipicephalus Microplus tıkanmış kadınlarda hemolymph toplamak gösterilmiştir.
Abstract
Keneler, hematofajöz Ektoparazitleri ve Rhipicephalus mikroplus , anemi, kilo kaybı, hayvanların deri amortismanı ve aynı zamanda çeşitli patojenlerin bir vektör olarak hareket edebilir çünkü veteriner tıbbında büyük önem taşımaktadır. Bu parazitler kontrol etmek için fahis maliyetleri nedeniyle, kimyasal akaritelerin uygunsuz kullanımı nedeniyle çevreye zarar, ve geleneksel parazit karşı artan direnç, keneler alternatif kontrol, kullanımı ile Örneğin entomopatogenik mantar, ilginç bir yaklaşım olarak kabul edilmiştir. Yine de, birkaç çalışmada Tick bağışıklık sistemi bu entomopathogens mücadele nasıl davranır göstermiştir. Bu nedenle, bu protokol Entomopatojen aşı için kullanılan iki yöntem gösterilmiştir dişi ve iki teknikleri hemolymph toplama ve hemanosit hasat için kullanılır. Kene dişi vücudunda bacak eklemesinde patojenlerin aşı dişi biyolojik parametrelerin değerlendirilmesine izin verir, skutum ve başkentin arasındaki aşı, hangi sıklıkla Gené organı zarar. Dorsal hemolymph koleksiyonu bacaklardan koleksiyonundan daha yüksek hacimli iyileşme sağladı. Kene hemolymph toplama ve işleme bazı sınırlamalar dahil i) yüksek oranları hemanosit ' bozulma, ii) bozmuş midgut ile hemolymph kontaminasyonu, ve iii) düşük hemolymph ses kurtarma. Hemolymph bacak kesme yoluyla toplandığında, hemolymph bacak açılışında birikmesi için zaman alır, pıhtılaşma sürecini tercih. Buna ek olarak, ilk yöntemin gerçekleştirilmesi daha kolay kabul edilse bile, dorsal koleksiyona kıyasla bacak aracılığıyla koleksiyonda daha az hemanosit elde edilir. Entomopatogenik ajanlar tarafından aracılık edilen kenlerde bağışıklık tepkisini anlamak, patogenezini ortaya çıkarmak ve kene kontrolü için yeni hedefler geliştirmek için yardımcı olur. Burada açıklanan aşı süreçleri çok düşük teknolojik kaynaklar gerektirir ve sadece keneler patojen mikroorganizmalara maruz bırakmak için kullanılabilir. Benzer şekilde, kene hemolymph koleksiyonu birçok fizyolojik çalışmalar için ilk adımı gösterebilir.
Introduction
Sığır kene, Rhipicephalus Microplus, tropikal alanlarda Hayvancılık üzerinde büyük bir olumsuz etkisi olan bir hematofagus antiparazitik olduğunu. Bu kene, Babesia Bovis, Babesia bigeminave anaplasma obtus gibi patojenik ajanların vektörü olup, doğrudan hemofeeding hasar ile birlikte, süt ve et üretimini azaltabilir, anemi ve sonuçta ölüm neden olabilir. Bu ektoparasitin neden olduğu kayıplar Brezilya 'da yıllık 3.240.000.000 dolar olarak tahmin edildi1. Sürdürülebilir Yöntemler talep edilir ve entomopatogenik ajanların kullanımı, kimyasal akarisitlerin kullanımını azaltmak için umut verici bir alternatif olarak kabul edilir2,3,4.
Metarhizyum spp. gibi entomopati ojenik mantarlar, keneler de dahil olmak üzere eklemropodların doğal düşmanlarıdır ve bazı izolatlar biyodenetleyici olarak kullanılabilir. Bu patojenler aktif olarak manikür yoluyla ev sahibi enfekte ve vücudunu kolonize2,5,6. Enfeksiyon geliştikçe, hücresel ve humoral tepkiler kene bağışıklık sistemi tarafından aracılık edilir. Kene hemolymph Analizi patojenler ile zorlu sonra bağışıklık yanıtlarını değerlendirmek için yararlı bir araç olarak bildirilen7,8.
Arthropods ' bağışıklık tepkisi humoral ve hücresel tepkiler ayrılmıştır. Humoral yanıt hemaglütinasyon süreçleri ve antimikrobiyal proteinler/peptidler üretimi içerir, hücresel bağışıklık yanıtı hemanositler aracılığıyla gerçekleştirilir ise. Bu hücreler tüm eklemropodlar hemolymph mevcut ve doğal bağışıklık tepkisi içeren çalışmalarda ifade rol geliştirmek için bildirilen9, doğrudan fagositoz ve kapsülleme süreçleri ile ilgili olduğu gibi. Buna göre, hemanositler hakkında çalışmalar ölüm yolunun araştırılması ve otophagy, apoptozis ve nekroz gibi süreçleri anlamanıza yardımcı olabilir. Bazı omurgasızlar olarak biyvalfler, hemanosit koleksiyonu hücre bozulması gibi sınırlamalar, düşük hemolymph hacmi elde, ve düşük konsantrasyon kurtarılmış hücreler10. Çok sık, uygulanan metodolojiye bağlı olarak, hücrelerin miktarlama ve analizini doğrudan etkileyen, azaltılmış hücre konsantrasyonu elde edilir.
Hemolymph içinde dolaşan hemanosit sayısı farklı eklemropodlar arasında değişkendir ve seks, yaş ve Artropod 'un gelişimsel aşaması11gibi farklı fizyolojik aşamalar nedeniyle aynı türde değişebilir. Hemanositler de bazı organlara yapışmış bulunabilir ve enfeksiyon işleminden hemen sonra dolaşım içine salınabilir11. Yine de, çoğu çalışmada böcek kullanımı bildirilmiştir, keneler ise fizyolojisi ve patolojileri ile ilgili daha az incelenmiştir. Patojen inokülasyon ve hemolymph koleksiyonuna rağmen keneler daha az kullanılan tekniklerdir, standart yöntemler kurulması daha doğru çalışmaların gelişmesine yardımcı olur.
Bu çalışmanın amacı, hemolymph toplama ve patojenlerin inokülasyon için en çok kullanılan metotlarını R. Microplus Ticks olarak karşılaştırmaya, hematositlerin elde edilmesi ve hemanosit konsantrasyonunda etkinliğini değerlendirmek idi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Bu çalışmada kullanılan keneler, bir yapay koloniden elde edildi, Rio de Janeiro Federal kırsal Üniversitesi 'nde bulunan, hangi yöntemleri omurgalı hayvanların kullanımı için Etik Komitesi tarafından onaylandı (CEUA-IV/UFRRJ #037/2014).
1. tik dişiler
- Kene toplama sonra, musluk suyu kullanarak kaynadı kadın yıkayın ve 0,5% (v/v) sodyum hipoklorit solüsyonu 3 dakika için bir 500 ml cam kabı alıcı, manikür hijyeni (Şekil 1), sonra kurutun tüm kadın steril kağıt havlu kullanarak (Şekil 2).
- Kadın homojen ağırlıklı gruplarda bölmek (her biri 20 kadın): herhangi bir tedavi olmadan bir grup, bir kontrol grubu 5 μL 0,1% polioksietilen Sorbitan monooleat sulu çözeltisi (v/v) ile aşı ve bir enfekte-Grup 1,0 x 10 de 5 μL ile aşı 7 blastospores ml-1.
Not: hacim ve hemocayt konsantrasyonu için sadece tedavi edilmemiş keneler kullanılmıştır. Her grubun üç çoğaltır gerçekleştirildi.
2. skutum ve başkentler arasında patojenlerin inokülasyon
Not: Bu çalışmada örnek olarak entomopatogenik mantar süspansiyonlar kullanılmıştır.
- 1 ml 0,1% polioksietilen Sorbitan monooleat sulu çözeltisi (v/v) içinde mantar blastospores askıya ve 1,0 x 107 blastospores ml-1son konsantrasyonuna ayarlayın. Plastik parafin film yüzeyine 5 μL metarhizium blastospores (Şekil 3) süspansiyon bir kısım ekleyin.
Not: Metarhizium blastospores süspansiyonu, Neubauer odası kullanılarak ayarlandı. Aşı sürecini hızlandırmak için, plastik parafin film yüzeyine birden fazla kabarcıklar eklenebilir, her kabarcık 5 μL 'ye karşılık gelen. - 1 ml Ultra-ince insülin şırınga ve 0,3 mm iğne süspansiyon çekmek ve kene içine aşılamak kullanın. Kullanmadan önce şırıngadan tüm havayı almak unutmayın.
- Scutum ve başaç arasındaki kene dişi içine 5 μL mantar süspansiyonu inoculate. 0,1% 5 μL ile kontrol grubundan inoculate kadın polioksietilen Sorbitan monooleat sulu solüsyon (v/v) hiçbir mantar ile.
Not: iğne eklendikten sonra foramen üzerinde küçük bir hemolymph hacmi mevcut olabilir. Hava aşılamak değil dikkatli olun.
3. bacak uyluk ve kene dişi vücudu arasında entomopatogenik mantar inoculation
- Mantar süspansiyon ile inoculate kadın (5 μL at 1,0 x 107 blastospores ml-1) bacak Tigh ve dişi vücudu arasında, bir 1 ml Ultra-ince insülin şırınga kullanarak bir 0,3 mm iğne ile birleştiğinde. Kontrol grubundan 5 μL 0,1% polioksietilen Sorbitan monooleat sulu solüsyon (v/v) ile inoculate kadın.
Not: ne zaman metarhizium blastospores aşı bacak Tigh ve kene dişi vücudu arasında gerçekleştirilir, hemolymph küçük bir hacim iğne ekleme sonra Tigh üzerinde mevcut olabilir. Hava aşılamak değil dikkatli olun.
4. dorsal hemolymph koleksiyonu
- Kanat infüzyon kümesinin kauçuk parçasını, 0,3 mm kapiller tüpünü ve hemolymph koleksiyonunu gerçekleştirmek için süzülmüş bir ucu kullanın.
- 0,3 mm iğne kullanarak dişi dorsal manikür bozar.
- Kesintinden sonra, kene gövdesinin ön kısmına nazik basınç uygulayın. Bozulma yerinin dışına çekerek neredeyse şeffaf bir sıvıya uyun. Bir kanatlı infüzyon seti kauçuk parçasına bağlı filtre ucu ile sıvı emme ve 0,3 mm kapiller tüp hemolymph toplayın.
Not: Bu midgut bozabilir ve hemolymph kontamine olabilir çünkü onun immobilizasyon sırasında neredeyse kene vücut basın etmeyin. Nazik basınç kirliliğe gerek kalmadan sıvıyı dışarı atıncaya kadar bekleyin.
5. kene bacak hemolymph koleksiyonu
- Kene immobilize, bir makas bir çift ön bacak bir parça kesti.
Not: bir veya daha fazla bacak kesilebilir, yanı sıra, aynı bacak birden fazla kez kesilebilir. - Tick 'in posterior vücut parçasına nazik basınç uygulayın. 4,3 adımda açıklandığı gibi, kesim yerinde görünen ve kapiller tüpü ile toplamak şeffaf bir sıvı kabarcık gözlemlemek.
Not: Bu midgut bozabilir ve hemolymph kontamine olabilir çünkü onun immobilizasyon sırasında neredeyse kene vücut basın etmeyin. Nazik basınç kirliliğe gerek kalmadan sıvıyı dışarı atıncaya kadar bekleyin.
6. hemolymph işleme
- Hemolymph koleksiyonundan sonra, daha önce 30 μL proteaz kokteyl ve 82 μL tuz tamponu ile dolu 1,5 ml mikrotüpler içinde yatırın. Mikrotüpler hemolymph koleksiyonu boyunca buz üzerinde tutun.
- Santrifüjü örnekleri (500 x g 4 °c ' de 3 dakika). Hemolymph Santrifüjden sonra yumuşak bir hemanosit Pelet oluşturulacaktır.
Not: hemolymph ölçme Için, mikrotüp içinde toplam hacmi sayma ve proteaz kokteyl ve tuzlu tampon hacminin sayılarak elde edilen hemolymph hacmi ölçmek. - Dikkatle süpernatant kaldırmak (hücre-ücretsiz hemolymph). Örneğin, Leibovitz 'in L-15 kültürü pH 7.0-7.2 olarak ayarlanmış olan hücreleri yavaşça pelletini. Neubauer odasına 10 μL resuspended hemocayt koyarak hemanositleri ölçün.
7. hemocayt örnekleme slayt hazırlama
- Bir çift makas ile kene ön bacak kes.
- Tick 'in posterior vücut parçasına nazik basınç uygulayın. Kesim bölgesinde görünen şeffaf bir sıvı balonu izleyin.
- Uygulamak hemolymph doğrudan temiz mikroskop slaytlar üzerine düşer, bundan sonra, hücreleri leke için tahsis yöntemleri kullanın.
- Giemsa kullanarak hemanosit leke için, 30 dakika boyunca slayt üzerinde hemolymph hava kuru, 3 dakika için metanol ile Oda sıcaklığında düzelt, ve Giemsa çözeltisi leke (1:9 Sorensen tampon çözeltisi oranı, pH 7,2) Oda sıcaklığında 30 dakika. Boya fazlalığını çıkarmak, slaydı hava kurutmak ve hücreleri optik mikroskop içinde 400x olarak değerlendirmek için akan suyla kaydırmaları yıkayın.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Bu makalede kenelere uygulanan aşı ve hemolymph toplama yöntemleri yaklaşmaktadır. Bacak uyluk ve kene dişi vücudu arasındaki aşı sonra, bazı sıvı (hemolymph) süreci sırasında salgılanan olabilir; Ancak, aşı bittiğinde, iğne ucunda veya aşı bölgesinde sıvı veya doku bulunmadığını, mantar süspansiyonun tamamen inoculated olduğundan emin olmak önemlidir. Aşı işlemi doğru şekilde gerçekleştirildiğinde, iğne ekleme kene kadınların ölümü neden olmadı. Öte yandan, entomopatogenik mantar aşı sonra yaklaşık 48 h keneler öldü. Bacak uyluk ve kene dişi vücudu arasında aşı midgut ve malpighian tubules gibi kene stajyer organlar zarar verebilir, gen organ hasar Scutum ve başkentlik arasında aşı sırasında ortaya çıkabilir.
Kene midgut dorsal hemolymph toplama sırasında iğne tarafından bozulduğunda, elde edilen sıvı kırmızı, renksiz değildir. Bu yanlış bir hemolymph koleksiyonunu gösterir. Bu durumlarda, bağırsak içeriği ile kontamine olduğundan hemolymph atılacaktır.
Doğru hemolymph koleksiyonu düzgün deneyler yapmak ve güvenilir sonuçlar elde etmek için çok önemlidir. Kesim kene bacaklarından (n = 20 kene homojen ağırlıkla) hemolymph toplandığında, elde edilen hacim dorsal koleksiyondan elde edilen toplam hemolymph daha düşüktü (n = 20 kene homojen ağırlıkla) (Şekil 4). Bu, kesilmiş bacak dışarı çeker her damla düşük hacim nedeniyle, hemolymph pıhtılaşma sık hemolymph toplama bu süreçte mevcut olabilir önerilir. Bu, hemanosit edinme ve sınıflandırmaya olumsuz şekilde müdahale edebilir (Şekil 5 ve Şekil 6). Hemolymph daha yüksek hacimli başarılarına rağmen, dorsal toplama gerçekleştirilmesi daha zor kabul edilir.
Şekil 1 : Ticks ' manikür hijönizasyonu. Rhipicephalus Microplus tamamen tıkanmış dişi musluk suyu kullanılarak yıkanmış ve 0,5% sodyum hipoklorit çözeltisi (v/v) bir 500 ml cam kabı alıcıda 3 dakika batırılmış. Bu figürün daha büyük bir versiyonunu görmek Için lütfen tıklayınız.
Şekil 2 : Ticks ' manikür kurutma. Rhipicephalus Microplus tamamen tıkanmış kadın steril kağıt havlu kullanılarak kurutulur. Bu figürün daha büyük bir versiyonunu görmek Için lütfen tıklayınız.
Şekil 3 : Metarhizyum blastosporlar. Kene inoculation kullanılan fungal propaluges. Ölçek çubuğu = 50 μm. Bu rakam daha büyük bir sürümünü görüntülemek Için lütfen buraya tıklayın .
Şekil 4 : Her COLLECTON yöntemiyle elde edilen hemolymph hacmi gösteren temsili grafik. Rhipicephalus Microplus hemolymph hacmi dorsal veya bacak toplama sonra elde. Her yöntem için 20 homojen tartılı keneler havuzu kullanılmıştır. Bu ticks daha önce inoculated değildi. Aynı harf için takip edilen ortalama değerler ± standart sapma, farklılık analizinden sonra istatistiksel olarak farklı değildir (ANOVA) testi (P ≥ 0,05). Bu figürün daha büyük bir versiyonunu görmek Için lütfen tıklayınız.
Şekil 5 : Her hemolymph toplama yöntemiyle elde edilen Hemanosit konsantrasyonu. Rhipicephalus Microplus hemositler konsantrasyonu dorsal veya bacak toplama sonra Leibovitz 's L-15 kültür ortamında Resuspension sonra elde. Aynı harf için izlenen ortalama değerler ± standart sapma, Kruskal-Wallis testinden sonra istatistiksel olarak farklılık göstermez (P ≥ 0,05). Bu figürün daha büyük bir versiyonunu görmek Için lütfen tıklayınız.
Şekil 6 : İçinde bulunan Hemanosit Rhipicephalus Microplus hemolymph smear. R. Microplus Hemanositler Giemsa tarafından lekelendiler. Siyah oklar kene hemolymph farklı hücreler gösterir. Ölçek çubuğu = 100 μm. Bu rakam daha büyük bir sürümünü görüntülemek Için lütfen buraya tıklayın .
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Patojenlerin inoculation çalışması, çalışmada deneysel Artropod modellerinde mikroorganizmaların in vivo eylemini araştırmayı amaçladığından, çünkü patojenin ev sahibinin içinde olduğunu garanti eder. Bu teknik Ayrıca RNA parazitleri (RNAi) gibi aşılamak moleküllere de uygulanabilir. Scutum ve başkentlik arasında inoculation gerçekleştirmek için daha kolay kabul edilir ama sık zarar Gené organı, yumurtalarını zayıflatır12,13. Gené 'nin organı anatomik olarak başkentin anterior kısmına yakın bir konumda yer alır ve14' ü kene için önemli bir organıdır. Buna göre, bacak Tigh ve dişi vücudu arasında aşı daha uygun Eğer çalışma kadınlarda biyolojik parametrelerin gözlem gerektiriyorsa Gené organ yaralanmaz olmayacaktır. Bacak uyluk ve kene vücudu arasındaki aşı yönteme rağmen daha zor ve kolayca zarar veya kene iç organları maruz, midgut ve malpighian tubules gibi, iyi gerçekleştirildiğinde, bu organları bozmaz.
Hemolymph analizi, artthropod bağışıklık sisteminin yanı sıra patogenezi anlamak için esastır15,16. Buna göre Tick hemolymph kene fizyolojisi açığa çıkarmak için kullanılabilir, kene infektif sağlamak, Tick-patojen etkileşimleri anlamak, ve hücresel ve humoral immün tepkiler9,17,18.
Bacak kesme aracılığıyla kene hemolymph koleksiyonu birkaç çalışmada bildirilmiştir19,20,21. Bu yöntem hiçbir veya çok düşük hemolymph kontaminasyonu ile basit olmasına rağmen, hemanosit yüksek konsantrasyonları veya hemolymph büyük hacimli gerektiren çalışmalar için karşı üretken olarak kabul edilir. Öte yandan, tıkanmış dişilerin dorsal bölge aracılığıyla hemolymph toplama doğru yürütülmesi gut neredeyse tüm kene vücut kaplar ve iğne ile yırtılma nedeniyle ulaşmak kolay değildir hemolymph kontaminasyonu neden olur. Bağırsak bozulması nedeniyle kontaminasyon, kene doğal olarak yüksek sayıda hemoparasit (viz., Babesia spp.) ile enfekte olduğunda veya Entomopatojenler8' in neden olduğu ölüm sürecinin son adımlarında da gözlenebilir. Bu durumlarda hemositler ve plazma analizlerinin etkilendiği için hemolymph atılacaktır.
Hemanosit hasat için hemolymph numunelerinin santrifüjleme hızı da önemlidir ve doğrudan hemositlerin konsantrasyonunu etkiler, çünkü yüksek bağıl santrifüj alan (RCF) hızları katkıda bulunur: i) hücre Pelet resuspend zor, ii) hücreler bozulma ve iii) hemanosit degranülasyon. İdeal hücre Pelet resuspend kolay yumuşak bir Pelet olduğunu. Bu nedenle 4 °C8 ' de 3 dakika boyunca 500 x g 'de santrifüjleme kullanıldı. Bu çalışmada, hemanosit bir kültür ortamında ve fosfat-tamponlu tuz (PBS) değil, kültür ortamı daha iyi hücre viability destekler çünkü resuspended edildi.
Burada sunulan yöntemler, keneler veya beslenmemiş yetişkinlerin imolgunlaşır aşamalarında (larva ve peri) uygulandığında sınırlamalar ile karşılaşabilir. Aşı yöntemi, örneğin, sadece yetişkin tıkanmış kadın için uygulanır, çünkü iğne boyutu olgunlaşmamış aşamaları zarar verecektir ve muhtemelen yetişkin keneler beslenir. Bu aşamaları aşılamak için bir mikroenjektör kullanılacaktır. Benzer şekilde, dorsal bölge aracılığıyla hemolymph koleksiyonu daha etkili olduğunda eritik keneler uygulandığında, bacakların keserek hemolymph toplama, beslenen yetişkin keneler veya olgunlaşmamış aşamaları ile çalışmalar kullanılabilir. Buna rağmen, amacımız çok düşük teknolojik kaynaklar gerektiren yöntemleri gösteriyordu. Ayrıca, yüksek kuvvet veya uzatılmış spin süresi hücrelere zarar vereceğinden, düşük santrifüjleme kuvvetinde santrifüjleme tekniği yapılmalıdır.
Burada açıklanan yöntemler, entomopati aşı kene ve hemolymph/hemanositler hasat dahil çalışmalar için yönergeler olarak kullanılabilir. Burada sunulan teknikler çok düşük teknolojik kaynaklar gerektirir ve kene fizyolojisi, patoloji ve kene bağışıklık tepkisi hakkında çalışmalar için klasik adımlardır.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Yazarların ifşa etmesi gereken hiçbir şey yok.
Acknowledgments
Bu çalışmada Brezilya 'dan Coordenacão de Aperfeiçoamento de pessoal de nível Superior (CAPES), Finance Code 001 tarafından finanse edilmiştir. CAPES A.F. Marciano için Doktora Bursu sağladı. Biz J. Fiorotti için Doktora Bursu sağlamak için Brezilya bilimsel ve Teknolojik Kalkınma (CNPq) Ulusal Konseyi teşekkür ederiz. Bu araştırma aynı zamanda Rio de Janeiro (FAPERJ) ve CNPq devlet araştırma Carlos Chagas Filho Vakfı Hibe tarafından desteklenmektedir. V.R.E.P. Bittencourt bir CNPq araştırmacıdır.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Alkaline Hypochlorite solution | Sigma-Aldrich | A1727 | |
| D-(+)-Glucose | Sigma-Aldrich | G8270-1KG | |
| EDTA | Synth | 2706 | |
| Fetal Bovine Serum | Gibco | 16000036 | |
| Flexible rubber | BD | ||
| Giemsa stain | Sigma-Aldrich | 48900-500ML-F | |
| Glass capillary | CTechGlass | CT95-02 | |
| Insulin syringe (needle) | BD | SKU: 324910 | |
| KH2PO4 | Vetec | 60REAVET014512 | |
| Leibovitz's L-15 culture medium | Gibco | 11415-064 | |
| Methanol | Sigma-Aldrich | 34860-1L-R | |
| Microscope slides | Kasvi | K5-7105 | |
| Microtubes | BRAND | Z336769-1PAK | |
| Na2HPO4 | Vetec | 60REAVET014593 | |
| NaCl | Sigma-Aldrich | S7653-1KG | |
| Neubauer chamber | Kasvi | K5-0111 | |
| Penicillin | Gibco | 15140163 | |
| Protease inhibitor cocktail | Sigma-Aldrich | P2714 | |
| Tween 80 | Vetec | 60REAVET003662 |
References
- Grisi, L., et al. Reassessment of the potencial economic impact of cattle parasites in Brazil. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária. 23 (2), 150-156 (2014).
- Schrank, A., Vainstein, M. H. Metarhizium anisopliae enzymes and toxins. Toxicon. 56 (7), 1267-1274 (2010).
- Camargo, M. G., et al. Metarhizium anisopliae for controlling Rhipicephalus microplus ticks under field conditions. Veterinary Parasitology. 223, 38-42 (2016).
- Perinotto, W. M. S., et al. In vitro pathogenicity of different Metarhizium anisopliae s.l. isolates in oil formulations against Rhipicephalus microplus. Biocontrol Science and Technology. 27 (3), 338-347 (2017).
- Pedrini, N., Crespo, R., Juarez, M. P. Biochemistry of insect epicuticle degradation by entomopathogenic fungi. Comparative Biochemistry and Physiology. Part C: Toxicology and Pharmacolpgy. 146 (1-2), 124-137 (2007).
- Ortiz-Urquiza, A., Keyhani, N. O. Action on the surface: Entomopathogenic fungi versus the insect cuticle. Insects. 4 (3), 357-374 (2013).
- Angelo, I. C., et al. Detection of serpins involved in cellular immune response of Rhipicephalus microplus challenged with fungi. Biocontrol Science and Technology. 24 (3), 351-360 (2014).
- De Paulo, J. F., et al. Rhipicephalus microplus infected by Metarhizium: unveiling hemocyte quantification, GFP-fungi virulence, and ovary infection. Parasitology Research. 117, 1847-1856 (2018).
- Marmaras, V. J., Lampropoulou, M. Regulators and signalling in insect haemocyte immunity. Cell Signal. 21, 186-195 (2009).
- Hinzmann, M. F., Lopes-Lima, M., Gonçalves, J., Machado, J. Antiaggregant and toxic properties of different solutions on hemocytes of three freshwater bivalves. Toxicological & Environmental Chemistry. 95, 790-805 (2013).
- Nation, J. L. Insect Physiology and Biochemistry. , University of Florida. Gainesville, FL. (2016).
- Gene, J. Mémoires de l'Académie royale des sciences. Torino. 9, 751 (1848).
- Lees, A. D., Beament, J. W. L.
- Sonenshine, D. E., Roe, R. M. Biology of ticks. , Oxford University Press. Oxford, UK. (2014).
- Tan, J., et al. Characterization of hemocytes proliferation in larval silkworm Bombyx mori. Journal of Insect Physiology. 59 (6), 595-603 (2013).
- Bowden, T. J. The humoral immune systems of the American lobster (Homarus americanus) and the European lobster (Homarus gammarus). Fish Research. 186, 367-371 (2017).
- Sonenshine, D. E., Hynes, W. L. Molecular characterization and related aspects of the innate immune response in ticks. Frontiers in Bioscience. 13, 7046-7063 (2008).
- Tsakas, S., Marmaras, V. Insect immunity and its signaling: an overview. Invertebrate Survival Journal. 7, 228-238 (2010).
- Burgdorfer, W. Hemolymph Test. A technique for detection of Rickettsiae in ticks. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 19, 1010-1014 (1970).
- Dunham-Ems, S. M., et al. Live imaging reveals a biphasic mode of dissemination of Borrelia burgdorferi within ticks. Journal of Clinical Investigation. 119, 3652-3665 (2009).
- Patton, T. G., et al. Saliva, salivary gland, and hemolymph collection from Ixodes scapularis ticks. Journal of Visualized Experiments. 60, e3894 (2012).
