Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Artros smärtmodell inducerad av intraartikulär injektion av monojodoacetat hos råttor

Published: May 20, 2020 doi: 10.3791/60649
Automatic Translation
1,2, 1,2, 1,2, 1, 1, 1
1The First Affiliated Hospital, Zhejiang Chinese Medical University, 2College of Pharmaceutical Science, Zhejiang Chinese Medical University

Summary

Denna studie beskriver metoden för intraartikulär injektion av monojodacetat hos råttor och diskuterar de resulterande smärtrelaterade beteenden och histopatologiska förändringar, som ger referenser för framtida tillämpningar.

Abstract

De nuvarande djurmodellerna av artros (OA) kan delas in i spontana modeller och inducerade modeller, som båda syftar till att simulera de patofysiologiska förändringarna av human OA. Men som huvudsymptom i det sena skedet av OA påverkar smärta patienternas dagliga liv, och det finns inte många tillgängliga modeller. Den mono-jodoacetat (MIA) -inducerade modellen är den mest använda OA-smärtmodellen, som främst används hos gnagare. MIA är en hämmare av glyceraldehyd-3-fosfatdehydrogenas, vilket orsakar kondrocytdöd, broskdegeneration, osteofyt och mätbara förändringar i djurbeteende. Dessutom kan uttrycksförändringar av matrismetalloproteinas (MMP) och proinflammatoriska cytokiner (IL1 β och TNF-α) detekteras i den MIA-inducerade modellen. Dessa förändringar överensstämmer med OA-patofysiologiska tillstånd hos människor, vilket indikerar att MIA kan inducera en mätbar och framgångsrik OA-smärtmodell. Denna studie syftar till att beskriva metodiken för intraartikulär injektion av MIA hos råttor och diskutera de resulterande smärtrelaterade beteenden och histopatologiska förändringar.

Introduction

Artros (OA) är den vanligaste ledsjukdomen i världen och drabbar uppskattningsvis 10-12% populationer hos vuxna1. Den mest allmänt involverade leden är knäet, och OA har en högre förekomst hos äldre vuxna, särskilt kvinnor2. Som en kronisk sjukdom utvecklas OA gradvis under årtionden till ledsvikt med symtom som broskförlust, synovial inflammation, osteofytos, nedsatt funktion och kronisk smärta3. Enligt Världshälsoorganisationen (WHO) är OA den fjärde vanligaste sjukdomen hos kvinnor och den åttonde vanligaste sjukdomen hos män. År 2020 kan OA bli den fjärde mest invalidiserande sjukdomen hos människor4. Men för närvarande tillgängliga terapier av OA adresserar endast symtom och förlänger tiden tills ledproteskirurgi5.

Den spontana OA hos mänskliga patienter tar ofta lång tid att producera kliniska symtom som ledrelaterad smärta6. I de tidiga stadierna av OA är smärta vanligtvis intermittent och blir vanligare och svårare när sjukdomen fortskrider, vilket gör det till det dominerande klagomålet hos patienter7. Därför har omfattande djurmodeller för OA-smärta utvecklats under det senaste halvseklet för att främja smärtlindringsterapi. OA-modeller har klassiskt delats in i spontana och inducerade modeller. Spontana modeller inkluderar naturligt förekommande modeller och genetiskt modifierade modeller, som närmare kan simulera förloppet av primär OA hos människor8. Inducerade modeller kan i allmänhet delas in i två kategorier: 1) posttraumatisk OA inducerad av kirurgi eller annat trauma; eller 2) intraartikulär injektion av kondrotoxiska eller proinflammatoriska ämnen3. Dessa modeller lägger en grund för den patofysiologiska studien av OA och bidrar starkt till utvecklingen av läkemedel för att minska smärta och öka funktionen.

Nyligen är den mest använda induceraren för OA-modellering mono-jodoacetat (MIA). MIA, en hämmare av glyceraldehyd-3-fosfatdehydrogenas, kan orsaka förändringar i broskmatris, nedbrytning, förlust av brosk, synovit och andra förändringar, som liknar de patologiska förändringarna av human artros9. Det har noterats att intraartikulär injektion av MIA inducerade pågående smärta vid 28 dagar efter administrering av MIA, vilket indikerar att MIA-modellen kan vara användbar för att undersöka kronisk nociceptiv smärta10,11,12. I denna studie, manliga Sprague-Dawley råttor fick intraartikulära injektioner med 0,5, 1,5, eller 3 mg MIA i knäleden. Svårighetsgraden av MIA-inducerad ledvärk mättes genom bedömning av mekanisk och termisk känslighet vid 1, 7, 14, 21, 28 och 35 dagar efter injektioner. På grundval av detta valdes 1,5 mg MIA som den slutliga koncentrationen för att utvärdera gångmönster och histologiska förändringar vid 28 dagar efter injektioner.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Förfaranden som involverar djurförsökspersoner har godkänts av medicinska normer och etikkommitté vid Zhejiang Chinese Medical University och överensstämmer med Kinas lagstiftning om användning och vård av försöksdjur.

1. Intraartikulär injektion av monojodacetat i knäet

  1. Efter en veckas acklimatisering delar slumpmässigt och lika 40 manliga Sprague-Dawley-råttor som väger 180-200 g (4-5 veckor gamla) i fyra grupper (n = 10 råttor / grupp).
    OBS: Råttor i kontrollgruppen kommer att injiceras intraartikulärt med 50 μL saltlösning, medan råttor i experimentgrupperna kommer att behandlas med 0,5, 1,5 eller 3 mg MIA upplöst i 50 μL saltlösning.
  2. På injektionsdagen, förbered nyligen lösningen av MIA i steril saltlösning (0,9% NaCl) vid 15, 30 och 60 mg / ml koncentration och 10% pentobarbitallösning i steril saltlösning (0,9% NaCl).
    VARNING: MIA har en extremt destruktiv effekt på slemhinnan, övre luftvägarna, ögat och huden och annan vävnad. Därför rekommenderas mask och handskar vid beredning av en lösning.
  3. Bedöva råttor genom intraperitoneal injektion av ketamin vid 60 mg/kg och xylazin vid 5 mg/kg (båda beredda i saltlösning). Kläm försiktigt fast råttans tår med en pincett för att bekräfta anestesi.
  4. Placera råttan med ryggen nedåt. Raka knäet och torka av området kring knäleden med alkohol.
  5. Håll knäet i 90° vinkel och avslöja den vita patellarsenan under knäskålen. Tryck på knäskålssenan med fingertoppen för att hitta gapet under knäskålen.
  6. Välj korsningen av gapet och den laterala patellarsenan som injektionsstället. Sätt sedan in 26 G-nålen vertikalt på platsen ca 5 mm. Inget motstånd ska kännas när nålen är i ledutrymmet.
    OBS: Det är viktigt att hålla nålen vinkelrätt mot injektionsstället.
  7. Injicera 50 μl saltlösning eller MIA-lösning i ledhålan. Dra långsamt ut nålen och linda en bit gasväv runt injektionsstället för att minimera återflöde och läckage. Efter anestesiåterhämtning, ta bort gasbindningen.
  8. Testa smärtrelaterat beteende vid 1, 7, 14, 21, 28 och 35 dagar efter injektioner enligt beskrivningen i avsnitt 2.

2. Beteendemässiga bedömningar

  1. Tröskelvärde för mekaniskt uttag (MWT)
    OBS: MWT mättes med von Frey-testet13 och observatören var blindad för de injektioner som djuren hade fått.
    1. Placera en råtta i en upphöjd plastbur (17 cm x 11 cm x 13 cm) med en trådnätbas upphängd 50 cm ovanför ett bord. Se till att testmiljön är tyst och ge råttan 30 min att anpassa sig till miljön.
    2. Tryck von Frey-nålen vinkelrätt på plantarytan på varje råttas baktass. Öka trycket gradvis (cirka 20 g/s) och linjärt tills tasslyft eller tassslickning sker.
    3. Använd en kraft som är lägre än föregående tröskel för att säkerställa att tröskelvärdet är den minsta uttagskraften. Testa varje råtta mer än tre gånger, med minst 3-5 minuters mellanrum.
    4. Spela in den minimala kraften som framkallar en tassuttagsreflex. Medelvärde av data som MWT för råttor.
  2. Termisk uttagslatens (TWL)
    OBS: TWL mättes med hjälp av plantartestapparaten (materialtabell) och observatören var blindad för de injektioner som djuren hade fått.
    1. Placera en plexiglaslåda (60 cm x 20 cm x 14 cm, uppdelad i 6 fack) på en 3 mm tjock glasplatta och lägg råttor i lådan (en i varje fack). Se till att miljön är tyst och att rumstemperaturen är konstant.
    2. Ge råttor 30 min för att anpassa sig till testmiljön.
    3. Kalibrera den termiska stimulansen via den infraröda radiometern. Ställ in önskad infraröd intensitet på 70 enheter.
    4. Placera den infraröda sändaren / detektorn på behållaren direkt under mitten av tassen som testas.
    5. Tryck på START-knappen . Timern startar automatiskt. Styrenheten stänger automatiskt av det infraröda ljuset och stoppar timern helt så snart tassens rörelse inträffar.
    6. Spela in reaktionstiden när utseendet på tassuttag och tassslickning.
      OBS: Ett positivt svar för testet betraktas som tassabstinens och tassslickning. Om endast tassuttag inträffar bör det betraktas som en frivillig rörelse av råttan snarare än ett positivt svar.
    7. Upprepa testet mer än tre gånger. Medelvärde av data som TWL för råttor.
      OBS: Varje exponering av strålningsvärme bör inte överstiga 20 s. Infraröda stimuleringar på samma baktass bör vara minst 3-5 min från varandra.
  3. Analyser av gångmönster
    OBS: Gångmönsteranalyserna mättes med hjälp av ett bildsystem (Materialförteckning) och observatören var blind för de injektioner som djuren hade fått.
    1. Justera längden på gångfacket med hjälp av vreden i båda ändarna av gångfacket till lämplig längd för råttor (t.ex. 61 cm).
    2. Placera en råtta i gångutrymmet och träna råttor för att göra oavbrutna körningar i minst 5 stegcykler med en hastighet av 18 cm / s före det formella experimentet.
      OBS: När en råtta först placeras i gångfacket kan hastigheten ställas in på cirka 20 cm / s och stängas av när du springer runt 2 s. Ställ sedan in hastigheten på 18 cm/s. Tryck försiktigt på baksidan av råttan med partitionen, om råttan pausar eller drar sig tillbaka under promenader. Försök att sänka hastigheten gradvis från 18 cm/s till 10 cm/s. Om råttan så småningom misslyckas med att utföra testet är det acceptabelt att välja en annan råtta för testet.
    3. Öka långsamt löpbandets hastighet tills det når målhastigheten (18 cm/s). Fånga minst 5 s video av kontinuerlig rörelse av råttan med höghastighets digital videokamera monterad under det transparenta löpbandsbältet.
    4. Testa varje råtta med minst 5 minuters mellanrum för att få minst tre oavbrutna körningar.
    5. Rita en "begränsningsram" för att definiera gränsen för djurvandringsbild i bildprogramvaran och ange körhastigheten för varje video. Välj videor som en grupp och bearbeta videor automatiskt av programvaran. Efter bearbetning av videor kommer programvaran att mata ut flera kalkylblad för att rapportera gångindex, inklusive hållning, svängning, bromsning, framdrivning, kadens, stegsekvens etc.
    6. Beräkna total tassarea (cm2), genomsnittlig steglängd (cm) och förena steglängd.
      OBS: Total tassarea är medelvärdet av den totala ytan på fyra tassar i varje grupp av råttor och tassarean definieras som den maximala tassarean i kontakt med löpbandet under stegcykelns hållningsfas. Steglängd är avståndet mellan initiala kontakter av samma tass i ett komplett steg. Enhetens steglängd = genomsnittlig steglängd (cm)/kroppslängd (cm).

3. Histopatologiska och immunohistokemiska analyser

  1. Avliva råttor genom intraperitoneal injektion av pentobarbitalnatrium vid 150 mg/kg (beredd i saltlösning). Resektera knäleden omedelbart för de histologiska analyserna.
  2. Fixa lederna i 10% formalin i 24 timmar, avkalka med 10% EDTA i fosfatbuffrad saltlösning (PBS) i 8 veckor och bädda sedan in lederna i paraffin.
    VARNING: Formalin kan orsaka irritation i ögon, hud och luftvägar. Det ska hanteras i en huva.
  3. Dela de paraffinbäddade fogarna med en tjocklek på 3 mm med en mikrotom och flyta i ett 40 °C vattenbad som innehåller destillerat vatten.
  4. Överför sektioner till glasskivor. Torka rutschkanor över natten och förvara diabilder vid rumstemperatur (RT) för att fortsätta följande färgning.
  5. Placera bilderna i en ugn på 60 °C i 4 timmar för att avparaffinisera.
  6. Sänk ned objektsglasen successivt i xylen, xylen, 100% etanol, 100% etanol, 95% etanol, 80% etanol och 75% etanol i 5 minuter vid RT.
  7. Fläcksektioner med hematoxylin och eosin (H&E), safranin-O (SO) och alcianblått hematoxylin (ABH) samt antikroppar mot råtta typ II kollagen (Col2), typ X kollagen (Col10) och matrismetalloproteinas 13 (MMP13), enligt beskrivningen i steg 3.8−3.12.
  8. H&E-färgning
    1. Skölj objektglasen med avjoniseradH2Oi 3 min. Fläckglas med hematoxylin i 3-5 min.
    2. Skölj objektglasen med avjoniseratH2O3x, 1 min vardera, tills inget hematoxylin finns kvar på ytan.
    3. Fläckglas med eosin i 30 s. Skölj sedan glasen med avjoniseratH2O3x, 1 min vardera, tills inget eosin finns kvar på ytan.
    4. Sänk ner objekten i 0,1% ammoniak i 10-20 s. Skölj sedan bilderna med avjoniseradH2O3x, 1 min vardera.
    5. Sänk ner objektsglasen successivt i 95% etanol, 100% etanol, xylen, xylen och xylen i 1 min.
    6. Täck över bilderna med neutralt harts.
  9. SÅ färgning
    1. Skölj objektglasen med avjoniseradH2Oi 3 min. Fläckglas med hematoxylin i 3-5 min.
    2. Differentiera snabbt i 1% sur alkohol (ca 3 s). Skölj sedan glasen med avjoniseratH2O3x, 1 min vardera, tills inget hematoxylin finns kvar på ytan.
    3. Fläckglas med Fast Green (FCF) lösning i 5 min. Skölj sedan bilderna med avjoniseradH2O3x, 1 min vardera.
    4. Fläckglas med SO i 1-2 min. Skölj sedan bilderna med avjoniseradH2O3x, 1 min vardera.
    5. Skölj objekten med 1% ättiksyra i 1-2 min för att ta bort den återstående FCF. Skölj objektglasen med avjoniseradH2OOi 1 min.
    6. Sänk ner objektsglasen successivt i 95% etanol, 100% etanol, xylen, xylen och xylen i 1 min.
    7. Täck över bilderna med neutralt harts.
  10. ABH-färgning
    1. Skölj objektglasen med avjoniseradH2Oi 3 min. Sänk ner bilderna i 1% syraalkohol i 30 s och töm kort på en pappershandduk (skölj inte).
    2. Sänk ner bilderna i ABH i 1 h. Skölj sedan objektglasen med avjoniseradH2O3x, 1 min vardera, tills ingen ABH finns kvar på ytan.
    3. Differentiera snabbt i 1% sur alkohol (ca 3 s). Skölj objektglasen med avjoniseratH2O3x, 1 min vardera.
    4. Sänk ner bilderna i 0,5% ammoniumvatten i 15 s. Skölj sedan bilderna med avjoniseradH2O3x, 1 min vardera.
    5. Sänk ner rutschkanorna i 95% etanol i 1 min. Sänk ned diabilderna i eosin/orange G-lösning i 1,5 min.
    6. Sänk ner objektsglasen successivt i 95% etanol, 100% etanol, xylen, xylen och xylen i 1 min.
    7. Täck över bilderna med neutralt harts.
  11. Undersök alla bilder under ett mikroskop och betygsätt statistiskt på en skala från 0−13 genom dubbelblind observation, enligt Mankins poängsystem14.
  12. Immunhistokemi
    1. Skölj objektglasen med avjoniseradH2Oi 3 min.
    2. Sänk ned objektglasen i 0,1 M natriumcitrat och placera objektglasen i en ugn på 60 °C i 4 timmar för att hämta antigenet.
    3. Sänk ner bilderna i 0.3% Triton X-100 i PBS i 10 min. Skölj sedan bilderna med PBS 2x, 3 min vardera.
    4. Inkubera sektioner i 3% H2O2-lösning i metanol vid RT i 10 minuter för att blockera endogen peroxidasaktivitet. Skölj bilderna med PBS 2x, 3 min vardera.
    5. Inkubera sektioner med 5% getserum i PBS i 30 min vid RT för att blockera eventuell icke-specifik bindning. Skölj bilderna med PBS 2x, 3 min vardera.
    6. Inkubera sektioner över natten vid 4 °C med 100 μL PBS-utspädda (1:1 000) primära antikroppar mot kollagen av råtta typ II (Col2), kollagen av typ X (Col10) och matrismetalloproteinas 13 (MMP13). Skölj bilderna med PBS 2x, 3 min vardera.
    7. Inkubera sektioner med 100 μL PBS-utspädd (1:1 000) sekundär antikropp (get-anti-mus sekundär eller get anti-mus sekundär) i 20 min vid RT. Skölj objektglas med PBS 2x, 3 min vardera.
    8. Inkubera sektioner med 100 μl 3,3′-diaminobenzidin (DAB) arbetslösning. Övervaka reaktionen när den kromogena reaktionen gör epitoperna bruna.
      VARNING: DAB är cancerframkallande. Använd alltid handskar och arbeta i huva när du arbetar med DAB.
      OBS: Tiden för färgutveckling kan variera från några sekunder till 10 min.
    9. Så snart en brun färg utvecklas på sektionerna, skölj bilderna med avjoniseradH2O2x, 3 min vardera.
    10. Sänk ner bilderna i hematoxylin i 1-2 min för att motfärga objektglas. Skölj sedan bilderna med avjoniseradH2O3x, 1 min vardera.
    11. Sänk ner objektsglasen successivt i 95% etanol, 100% etanol, xylen, xylen och xylen i 1 min.
    12. Täck över bilderna med neutralt harts.
    13. Observera färgen på antikroppsfärgningen i sektionerna under ett mikroskop.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Med denna metodik etablerade vi en OA-smärtmodell hos råttan och upptäckte de resulterande förändringarna. MWT och TWL reflekterade mekanisk allodyni respektive termisk hyperalgesi. Som visas i figur 1 inducerade MIA mekanisk allodyni och termisk hyperalgesi närvarande på ett dosberoende sätt. Anmärkningsvärt nådde minskningen av MWT en topp från 21 dagar till 28 dagar och återhämtade sig sedan, vilket tyder på att gemensam reparation kan inträffa i detta skede, men MWT på 3 mg MIA-gruppen var fortfarande på en låg nivå. Förändringen av TWL överensstämde ungefär med MWT (figur 2).

På grundval av detta valde vi 1,5 mg MIA som den sista dosen och bedömde gångmönster och histologiska förändringar vid 28 dagar efter injektionen. Gångparametrar (total tassarea och enhetssteglängd) återspeglade smärtrelaterade beteenden. Nivåerna av gångparametrar inklusive den totala tassarean (figur 3A) och enhetens steglängd (figur 3B) minskade signifikant i MIA-gruppen efter 28 dagar, vilket tyder på att MIA inducerade artrosrelaterad ledvärk hos råttor. Med ökad Mankins poäng på de histopatologiska bilderna sågs uppenbarligen degenerering av brosk, störning av kollagen och desorganisation av matrisen i MIA-gruppen (figur 4). Som illustreras i figur 5 orsakade 1,5 mg MIA en signifikant uppreglering av MMP13 och Col10 och signifikant nedreglering av Col2.

Figure 1
Figur 1: Utveckling av MTW efter MIA-injektion. Mekaniska abstinensgränser för baktassar bedömdes efter injektion av MIA (0,5, 1,5 eller 3 mg/råtta) och saltlösning (0,9% NaCl), n = 10 råttor/grupp. Värdena presenteras som medelvärde ± SD. **P < 0,01 jämfört med saltlösningsbehandlad grupp; Enkelriktad ANOVA följt av Fishers minst signifikanta skillnad (LSD) jämförelse. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 2
Figur 2: Utveckling av TWL efter MIA-injektion. Termisk abstinensfördröjning hos baktassar bedömdes efter injektion av MIA (0,5, 1,5 eller 3 mg/råtta) och saltlösning (0,9% NaCl), n = 10 råttor/grupp. Värdena presenteras som medelvärde ± SD. **P < 0,01 jämfört med saltlösningsbehandlad grupp (NC); Enkelriktad ANOVA följt av Fishers LSD-jämförelse. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 3
Figur 3: Gånganalys vid 28 dagar efter injektion med MIA. (A) Total tassarea (cm2). Total tassarea: medelvärdet av den totala ytan på fyra tassar av varje grupp råttor. (B) Enhetens steglängd. Enhetens steglängd = Genomsnittlig steglängd (cm)/kroppslängd (cm). n = 10 råttor/grupp. Värden presenteras som medelvärde ± SD. # #P < 0,01 jämfört med saltlösningsbehandlad grupp (NC) dag 28. Denna siffra har modifierats från Yan et al.15. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 4
Figur 4: Histopatologisk observation (HE-, SO- och AHB-färgning) och Mankins poängsättning av råttknäleder på dag 28 efter MIA-behandling. n = 10 råttor/grupp. Skalstreck = 40 μm. Värdena presenteras som medelvärde ± SD. ##P < 0,01 jämfört med saltlösningsbehandlad grupp (NC). Enkelriktad ANOVA följt av Fishers LSD-jämförelse. Denna siffra har modifierats från Yan et al.16. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 5
Figur 5: Immunohistokemisk observation av uttrycken av MMP13, Col2 och Col10 i råttbrosk på dag 28. Skalstreck = 50 μm. N = 10 råttor/grupp. Denna siffra har modifierats från Yan et al.16. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Råttmodellen av OA inducerad av MIA är en väletablerad, allmänt använd modell. Intraartikulär injektion av MIA orsakar initialt allvarlig och akut inflammation, vilket ger upphov till den längre och degenerativa fasen av OA17,18. I denna forskning mätte vi nociceptiv känslighet av MWT och TWL och bedömde gångförändringar med ett bildsystem. Tidigare rapporter fann att injektionen av MIA kunde öka känsligheten hos afferenta knäledsfibrer som leder till nociception, vilket återspeglas av termisk hyperalgesi och minskad mekanisk tröskel19,20. Det har visat sig att gångförändringar var relaterade till förbättrad nociception, vilket tyder på att gångmönster kan användas för att utvärdera smärtmodeller21. Följaktligen används MIA-inducerade modeller huvudsakligen för att bedöma OA-relaterad smärta och screena orala läkemedel samt ledinjektionsläkemedel 3,6.

Även om det jämfört med den kirurgiskt inducerade OA-modellen är enklare och snabbare att injicera MIA i ledhålan, finns det fortfarande kritiska punkter i modelleringen. Först och främst är råttans ledhålighet liten, och dess placering bör bekräftas före injektion. För det andra är MIA giftigt, så dosen av MIA bör väljas noggrant. Det har rapporterats att MIA kan inducera ledbroskskador på ett dos- och tidsberoende sätt (bedömt av OARSI-histologiska poängen och Mankin-poängen), vilket indikerar att progressionen och svårighetsgraden av artikulära lesioner kan moduleras genom att reglera koncentrationen av MIA22,23. MIA visade sig inducera smärta och oxidativa stressmarkörer vid höga doser10,18,24. Tidigare rapporter föreslog att en 1.5 mg dos av MIA injektion hos råttor producerade en inflammatorisk process som liknar humant knä OA18,25. Dessutom är det viktigt att använda samma experimenter under hela beteendetestet och att bekanta råttorna med miljön i förväg, för att minska ångest och undvika att påverka de experimentella resultaten.

Som nämnts ovan är OA-djurmodeller vanligtvis uppdelade i spontana och inducerade modeller. Intraartikulär injektion av MIA används ofta på grund av flera fördelar: 1) enkel användning; 2) enkel induktion och reproducerbarhet; 3) kontrollerbar dos och svårighetsgrad; 4) kort modelleringstid; och 5) lämplighet för små djur såväl som stora djur. Men som andra djurmodeller har MIA-inducerade OA-modeller också flera nackdelar. Omfattande celldöd och snabb ledförstörelse efter MIA-injektion är oförenliga med spontan eller posttraumatisk OA hos människor26. Dessutom kan kvarvarande MIA i ledhålan påverka effekterna av efterföljande intraartikulära terapier, vilket resulterar i ett osäkert resultat genom att använda MIA-modellen. Huruvida man ska tvätta ledhålan före terapeutisk injektion i denna modell är fortfarande en obesvarad fråga. Sammantaget finns det ingen enda djurmodell som perfekt rekapitulerar alla aspekter av mänsklig OA, men det stora utbudet av tillgängliga modeller gör det möjligt att tillämpa flera modeller på de flesta relevanta frågor syntetiskt.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har inget att avslöja.

Acknowledgments

Denna studie finansierades av Zhejiang Provincial Natural Science Foundation of China (bidrag nr: LY17H270016), National Natural Science Foundation of China (bidrag nr: 81774331, 81873049 och 81673997) och Zhejiang Provincial Science and Technology Project of Traditional Chinese Medicine of China (Bidrag nr: 2013ZQ007 och 2016ZZ011).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Anti-Collagen II antibody Abcam(UK) 34712 Primary antibody for immunohistochemistry (IHC)
Anti-Collagen X (Col10) antibody Abcam(UK) 49945 Primary antibody for IHC
DigiGait Imaging System Mouse Specifics (Boston, MA, USA) Equipment for gait patterns analyses
Eosin Sigma-Aldrich 861006 The dye for HE staining
Fast Green FCF Sigma-Aldrich F7252 The dye for SO staining
Goat anti-mouse antibody ZSGQ-BIO (Beijing, China) PV-9002 Secondary antibody for IHC
Goat anti-rabbit antibody ZSGQ-BIO (Beijing, China) PV-9001 Secondary antibody for IHC
Hematoxylin Sigma-Aldrich H3163 The dye for HE staining
MIA Sigma-Aldrich I4386-10G powder
MMP13 Cell Signaling Technology, Inc. (Danvers, MA, USA) 69926 Primary antibody for IHC
Modular tissue embedding center Thermo Fisher Scientific (USA) EC 350 Produce paraffin blocks.
Plantar Test apparatus UgoBasile (Italy) 37370 Equipment for TWL assay
PrimeScript RT reagent Kit (Perfect Real Time) TaKaRa Biotechnology Co. Ltd. (Dalian, China) RR037A Extracte total RNA from cultured cells
Rotary and Sliding Microtomes Thermo Fisher Scientific (USA) HM325 Precise paraffin sections.
Safranin-O Sigma-Aldrich S2255 The dye for SO staining
Tissue-Tek VIP 5 Jr Sakura (Japan) Vacuum Infiltration Processor

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Hunter, D. J., Schofield, D., Callander, E. The individual and socioeconomic impact of osteoarthritis. Nature Reviews Rheumatology. 10 (7), 437-441 (2014).
  2. Neogi, T. The epidemiology and impact of pain in osteoarthritis. Osteoarthritis and Cartilage. 21 (9), 1145-1153 (2013).
  3. Teeple, E., Jay, G. D., Elsaid, K. A., Fleming, B. C. Animal models of osteoarthritis: challenges of model selection and analysis. AAPS Journal. 15 (2), 438-446 (2013).
  4. Woolf, A. D., Pfleger, B. Burden of major musculoskeletal conditions. Bulletin of the World Health Organization. 81 (9), 646-656 (2003).
  5. Bijlsma, J. W., Berenbaum, F., Lafeber, F. P. Osteoarthritis: an update with relevance for clinical practice. Lancet. 377 (9783), 2115-2126 (2011).
  6. McCoy, A. M. Animal Models of Osteoarthritis: Comparisons and Key Considerations. Veterinary Pathology. 52 (5), 803-818 (2015).
  7. O'Neill, T. W., Felson, D. T. Mechanisms of Osteoarthritis (OA) Pain. Current Osteoporosis Reports. 16 (5), 611-616 (2018).
  8. Kuyinu, E. L., Narayanan, G., Nair, L. S., Laurencin, C. T. Animal models of osteoarthritis: classification, update, and measurement of outcomes. Journal of Orthopaedic Surgery and Research. 11, 19 (2016).
  9. Takahashi, I., Matsuzaki, T., Hoso, M. Long-term histopathological developments in knee-joint components in a rat model of osteoarthritis induced by monosodium iodoacetate. Journal of Physical Therapy Science. 29 (4), 590-597 (2017).
  10. Liu, P., et al. Ongoing pain in the MIA model of osteoarthritis. Neuroscience Letters. 493 (3), 72-75 (2011).
  11. Combe, R., Bramwell, S., Field, M. J. The monosodium iodoacetate model of osteoarthritis: a model of chronic nociceptive pain in rats. Neuroscience Letters. 370 (2-3), 236-240 (2004).
  12. Pomonis, J. D., et al. Development and pharmacological characterization of a rat model of osteoarthritis pain. Pain. 114 (3), 339-346 (2005).
  13. Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. Journal of Neuroscience Methods. 53 (1), 55-63 (1994).
  14. Mankin, H. J., Dorfman, H., Lippiello, L., Zarins, A. Biochemical and metabolic abnormalities in articular cartilage from osteo-arthritic human hips. II. Correlation of morphology with biochemical and metabolic data. Journal of Bone and Joint Surgery. 53 (3), 523-537 (1971).
  15. Yan, L., et al. Chondroprotective effects of platelet lysate towards monoiodoacetate-induced arthritis by suppression of TNF-α-induced activation of NF-ĸB pathway in chondrocytes. Aging. 11 (9), 2797-2811 (2019).
  16. Yan, B., et al. Intra-Articular Injection of Extract Attenuates Pain Behavior and Cartilage Degeneration in Mono-Iodoacetate Induced Osteoarthritic Rats. Frontiers in Pharmacology. 9, 1360 (2018).
  17. Wang, C., et al. Agkistrodon ameliorates pain response and prevents cartilage degradation in monosodium iodoacetate-induced osteoarthritic rats by inhibiting chondrocyte hypertrophy and apoptosis. Journal of Ethnopharmacology. 231, 545-554 (2019).
  18. Yamada, E. F., et al. Evaluation of monosodium iodoacetate dosage to induce knee osteoarthritis: Relation with oxidative stress and pain. International Journal of Rheumatic Diseases. 22 (3), 399-410 (2019).
  19. Schuelert, N., McDougall, J. J. Electrophysiological evidence that the vasoactive intestinal peptide receptor antagonist VIP6-28 reduces nociception in an animal model of osteoarthritis. Osteoarthritis and Cartilage. 14 (11), 1155-1162 (2006).
  20. Lee, S. E. Choline, an alpha7 nicotinic acetylcholine receptor agonist, alleviates hyperalgesia in a rat osteoarthritis model. Neuroscience Letters. 548, 291-295 (2013).
  21. Piesla, M. J., et al. Abnormal gait, due to inflammation but not nerve injury, reflects enhanced nociception in preclinical pain models. Brain Research. 1295, 89-98 (2009).
  22. Udo, M., et al. Monoiodoacetic acid induces arthritis and synovitis in rats in a dose- and time-dependent manner: proposed model-specific scoring systems. Osteoarthritis and Cartilage. 24 (7), 1284-1291 (2016).
  23. Guingamp, C., et al. Mono-iodoacetate-induced experimental osteoarthritis: a dose-response study of loss of mobility, morphology, and biochemistry. Arthritis & Rheumatism. 40 (9), 1670-1679 (1997).
  24. Jeong, J. H., et al. Eupatilin Exerts Antinociceptive and Chondroprotective Properties in a Rat Model of Osteoarthritis by Downregulating Oxidative Damage and Catabolic Activity in Chondrocytes. PLoS ONE. 10 (6), 0130882 (2015).
  25. Cook, J. L., et al. Animal models of cartilage repair. Bone & Joint Research. 3 (4), 89-94 (2014).
  26. Little, C. B., Zaki, S. What constitutes an "animal model of osteoarthritis"--the need for consensus. Osteoarthritis and Cartilage. 20 (4), 261-267 (2012).

Tags

Medicin Utgåva 159 monojodiacetat artros djurmodell intraartikulär injektion artrossmärta råttor
Artros smärtmodell inducerad av intraartikulär injektion av monojodoacetat hos råttor
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Xu, J., Yan, L., Yan, B., Zhou, L.,… More

Xu, J., Yan, L., Yan, B., Zhou, L., Tong, P., Shan, L. Osteoarthritis Pain Model Induced by Intra-Articular Injection of Mono-Iodoacetate in Rats. J. Vis. Exp. (159), e60649, doi:10.3791/60649 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter