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Chemistry

Sondage de l’activité électrochimique de surface des nanomatériaux à l’aide d’un microscope électrochimique hybride à force atomique-microscope à balayage (AFM-SECM)

Published: February 10, 2021 doi: 10.3791/61111
Automatic Translation
1, 1, 1, 1
1Department of Civil and Environmental Engineering, New Jersey Institute of Technology

Summary

La microscopie à force atomique (AFM) combinée à la microscopie électrochimique à balayage (SECM), à savoir AFM-SECM, peut être utilisée pour acquérir simultanément des informations topographiques et électrochimiques à haute résolution sur les surfaces des matériaux à l’échelle nanométrique. Ces informations sont essentielles pour comprendre les propriétés hétérogènes (p. ex. réactivité, défauts et sites de réaction) sur les surfaces locales des nanomatériaux, des électrodes et des biomatériaux.

Abstract

La microscopie électrochimique à balayage (SECM) est utilisée pour mesurer le comportement électrochimique local des interfaces liquide/solide, liquide/gaz et liquide/liquide. La microscopie à force atomique (AFM) est un outil polyvalent pour caractériser les micro- et nanostructures en termes de topographie et de propriétés mécaniques. Cependant, le SECM conventionnel ou l’AFM fournit des informations limitées résolues latéralement sur les propriétés électriques ou électrochimiques à l’échelle nanométrique. Par exemple, l’activité d’une surface de nanomatériau au niveau des facettes cristallines est difficile à résoudre par des méthodes d’électrochimie conventionnelles. Cet article rend compte de l’application d’une combinaison d’AFM et de SECM, à savoir AFM-SECM, pour sonder l’activité électrochimique de surface à l’échelle nanométrique tout en acquérant des données topographiques à haute résolution. De telles mesures sont essentielles pour comprendre la relation entre la nanostructure et l’activité de réaction, qui est pertinente pour un large éventail d’applications dans la science des matériaux, les sciences de la vie et les processus chimiques. La polyvalence de l’AFM-SECM combiné est démontrée en cartographiant les propriétés topographiques et électrochimiques des nanoparticules à facettes (NPs) et des nanobulles (NBs), respectivement. Par rapport à l’imagerie SECM précédemment rapportée des nanostructures, cet AFM-SECM permet une évaluation quantitative de l’activité de surface locale ou de la réactivité avec une résolution plus élevée de la cartographie de surface.

Introduction

La caractérisation du comportement électrochimique (EC) peut fournir des informations critiques sur la cinétique et les mécanismes des réactions interfaciales dans divers domaines, tels que la biologie1,2,l’énergie3,4,la synthèse des matériaux5,6,7et le processus chimique8,9. Les mesures EC traditionnelles comprenant la spectroscopie d’impédance électrochimique10,les méthodes de bruit électrochimique11,le titrage intermittent galvanostatique12et la voltampérométrie cyclique13 sont généralement effectuées à l’échelle macroscopique et fournissent une réponse moyenne de surface. Ainsi, il est difficile d’extraire des informations sur la façon dont l’activité électrochimique est répartie sur une surface, mais les propriétés de surface à l’échelle locale à l’échelle nanométrique sont particulièrement importantes lorsque les nanomatériaux sont largement utilisés. Par conséquent, de nouvelles techniques capables de capturer simultanément des informations multidimensionnelles à l’échelle nanométrique et l’électrochimie sont hautement souhaitables.

La microscopie électrochimique à balayage (SECM) est une technique largement utilisée pour mesurer l’activité électrochimique localisée des matériaux à des micro- et nanomètres14. Typiquement, secm utilise une ultra-microélectrode comme sonde pour détecter des espèces chimiques électroactives comme il scanne une surface d’échantillon pour résoudre spatialement les propriétés électrochimiques locales15. Le courant mesuré à la sonde est produit par réduction (ou oxydation) de l’espèce médiatrice, et ce courant est un indicateur de la réactivité électrochimique à la surface de l’échantillon. La SECM a considérablement évolué après sa création en 198916,17, mais elle est toujours confrontée à deux limitations principales. Étant donné que les signaux EC sont généralement sensibles aux caractéristiques d’interaction pointe-substrat, une limitation de SECM est que le maintien de la sonde à une hauteur constante empêche une corrélation directe de l’activité électrochimique avec le paysage de surface, en raison de la convolution de la topographie avec les informations EC collectées18. Deuxièmement, il est difficile pour un système secm commercial d’obtenir une résolution d’image inférieure au micromètre (μm) car la résolution spatiale est partiellement déterminée par les dimensions de la sonde, qui se trouvent à l’échelle micrométrique19. Par conséquent, les nanoélectrodes, les électrodes d’un diamètre de l’ordre nanométrique, sont de plus en plus utilisées en SECM pour obtenir une résolution inférieure à l’échelle sub-micrométrique20,21,22,23.

Pour fournir un contrôle constant de la distance pointe-substrat et obtenir une résolution électrochimique spatiale plus élevée, plusieurs techniques hybrides de SECM ont été utilisées, telles que le positionnement de conductance ionique24,le positionnement de la force de cisaillement25,le courant alternatif SECM26et le positionnement de la microscopie à force atomique (AFM). Parmi ces instrumentations, le positionnement AFM-SECM intégrant l’AFM (AFM-SECM) est devenu une approche très prometteuse. Comme l’AFM peut fournir des distances fixes entre la pointe et le substrat, la technique AFM-SECM intégrée permet l’acquisition simultanée d’informations structurelles et électrochimiques de surface à l’échelle nanométrique par le biais de la cartographie ou du balayage d’échantillons avec les pointes AFM pointues. Depuis la première exploitation réussie de l’AFM-SECM par MacPherson et Unwin en 199627,des améliorations significatives ont été réalisées sur la conception et la fabrication de sondes, ainsi que sur ses applications dans divers domaines de recherche tels que l’électrochimie dans les processus chimiques et biologiques. Par exemple, l’AFM-SECM a été mis en œuvre pour l’imagerie de surfaces de matériaux composites, tels que les nanoparticules de métaux nobles28,les électrodes fonctionnalisées ou dimensionnellement stables29,30,et les dispositifs électroniques31. AFM-SECM peut cartographier les sites électrochimiquement actifs à partir de l’image du courant de pointe.

Des mesures topographiques et électrochimiques simultanées pourraient également être réalisées par d’autres techniques telles que l’AFM32,33,34,35,l’AFM électrochimique (EC-AFM)36,37,38,39,la microscopie électrochimique à balayage par conductance ionique à balayage (SICM-SECM)24,40,et la microscopie cellulaire électrochimique à balayage (SECCM)41,42 La comparaison entre ces techniques a été discutée dans un article de synthèse1. L’objectif des travaux actuels était d’utiliser secm-AFM pour démontrer la cartographie électrochimique et la mesure sur les nanomatériaux d’oxyde cupreux cristallin à facettes et les nanobulles dans l’eau. Les nanomatériaux à facettes sont largement synthétisés pour les catalyseurs à oxyde métallique dans les applications d’énergie propre parce que les facettes avec des caractéristiques cristallographiques distinctives ont des structures atomiques de surface distinctives et dominent davantage leurs propriétés catalytiques. De plus, nous avons également mesuré et comparé le comportement électrochimique aux interfaces liquide/gaz pour les nanobulles de surface (NBs) sur des substrats d’or. Les NBs sont des bulles d’un diamètre de <1 μm (également appelées bulles ultrafines)43,et elles suscitent de nombreuses propriétés intrigantes44,45,notamment de longs temps de séjour dans les solutions46,47 et un rendement élevé de transfert de masse de gaz46,48. En outre, l’effondrement des NBs crée des ondes de choc et la formation de radicaux hydroxyles (•OH)49,50,51,52. Nous avons mesuré la réactivité électrochimique des NBs d’oxygène dans la solution pour mieux comprendre les propriétés chimiques fondamentales des NBs.

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Protocol

1. Préparation de l’échantillon

  1. Préparation de nanoparticules de Cu2O à facettes et dépôt sur substrat de silicium
    1. Dissoudre 0,175 g de CuCl2∙2H2 O (99,9%) dans 100 mL d’eau désionisée (DI) pour générer une solution aqueuse de 10 mMCuCl2.
    2. Ajouter 10,0 mL de NaOH 2,0 M et 10 mL d’acide ascorbique 0,6 M goutte à goutte dans la solution de CuCl2.
    3. Chauffer la solution dans une fiole à fond rond de 250 mL sous agitation constante au bain-marie à 55 °C pendant 3 h.
    4. Recueillir le précipité obtenu par centrifugation (5 000 x g pendant 15 min), suivie d’un lavage à l’eau DI 3 fois et à l’éthanol deux fois pour éliminer les ions inorganiques résiduels et les polymères.
    5. Précipiter sec sous vide à 60 °C pendant 5 h53.
    6. Utilisez la plaquette de silicium préparée comme substrat pour déposer des nanoparticules deCu2O comme illustré à la figure 1A en utilisant de l’époxy pour assurer le test.
      Attention : La plaquette de silicium (plaquette de silicium Ø3 », type P/<111>) a été découpée en une seule pièce de 38 mm x 38 mm, suivie d’un lavage à l’aide d’éthanol, de méthanol et d’eau DI pour éliminer les contaminants organiques et inorganiques.
    7. Déposez directement 10 μL d’époxy sur la plaquette de silicium nettoyée à l’aide d’une pointe de pipette et d’un carreau avec une lame de verre propre. Après environ 5 min, déposez 10 μL de la suspension nanoparticules/eau (10 mgL-1)sur différents substrats de plaquettes de silicium revêtus d’époxy, séparément. Les quatre taches rouges différentes représentées à la figure 1B indiquent la position potentielle des nanoparticules déposées.
    8. Sécher le substrat sous vide à 40 °C pendant 6 h.
    9. Placer le substrat de l’échantillon dans la cellule d’échantillonnage EC(figure 4)pour le remplir de 1,8 mL d’un KCl de 0,1 M contenant 10 mM ru(NH3)6Cl3(98%).
  2. Préparation des ON
    1. Générer des nanobulles d’oxygène par injection directe d’oxygène comprimé (pureté 99,999%) à travers une membrane céramique tubulaire (taille des pores de 100 nm, WFA0.1) dans l’eau DI.
      NOTE: Le gaz a été injecté en continu sous une pression de 414 kPa et un débit de 0,45 L·m-1 jusqu’à atteindre une distribution stable de la taille des bulles comme indiqué ailleurs54.
    2. Ajouter 1,8 mL de la suspension d’eau des NBs sur un substrat aurifère dans la cellule d’échantillonnage EC et stabiliser pendant 10 min.
      REMARQUE: Des plaques d’or fraîches de 40 mm x 40 mm (Au sur Si) ont été utilisées comme substrat pour immobiliser les NBs.
    3. Décanter 0,9 mL de suspension NB et remplacer par 0,9 mL d’une solution deRu(NH3)6Cl3 de 10 mM dans 0,1 M KCl.

2. Configuration de l’AFM-SECM

NOTA : L’AFM a été utilisé dans les mesures AFM-SECM présentées. Pour effectuer les analyses EC, l’AFM a été équipé d’un bipotentiostat et d’accessoires SECM. Comme le montre la figure S1,le bipotentiostat était connecté au contrôleur AFM et le potentiostat et l’AFM étaient connectés au même ordinateur. Les accessoires comprennent un mandrin SECM, un porte-sonde SECM avec botte de protection, et un module de relâchement de contrainte avec un sélecteur de résistance (une résistance de 10 MΩ a été utilisée) pour limiter le débit de courant maximal55. Comme le montre la figure 2,les sondes AFM-SECM ont un rayon de pointe de 25 nm et une hauteur de pointe de 215 nm. L’échantillon a agi comme une électrode de travail, qui partage la même pseudo-référence en utilisant l’électrode de fil Ag (25 mm de diamètre) et la contre-électrode d’un fil Pt (25 mm de diamètre). La sonde et l’échantillon pourraient être biaisés à différents potentiels (par rapport à l’électrode de pseudo-référence du fil Ag) pour permettre différentes réactions redox. Dans le travail présenté, la pointeréduit le [Ru(NH3)6]3+ à [Ru(NH3)6]2+ à -400 mV par rapport à une électrode de pseudo-référence de fil Ag.

  1. Remplacez le mandrin d’échantillonnage existant par un mandrin en SECM et vissez le mandrin en place à l’aide de deux vis de capuchon de tête de douille M3 x 6 mm et d’une clé hexagone de 2,5 mm(figure 3A).
  2. Connectez le câble de contrôle de la température au mandrin SECM et connectez les câbles SECM à faible bruit au bloc de connecteur à ressort (couleur à couleur) et au bloc de commutation(Figure 3B).
    REMARQUE: Le commutateur doit être maintenu sur le côté droit pendant le test SECM.
  3. Installez le module de libération de contrainte sur le scanner AFM et connectez-le également au connecteur d’électrode de travail sur le bloc de connecteur de ressort avec câbled’extension (Figure 3C).
  4. Assemblez la cellule d’échantillon EC.
    1. Placez l’insert sur l’anneau supérieur(Figure 4A).
    2. Assembler deux joints toriques sur la rainure inférieure et la rainure supérieure de l’insert, respectivement(figure 4B et figure 4C).
    3. Placez un couvercle en verre sur le dessus de la bague supérieure, puis serrez-la légèrement et en diagonale par quatre vis(Figure 4D).
    4. Utilisez un fil dur et pointu d’un diamètre de 24 mm(figure 4E)pour percer deux trous dans le joint torique à travers deux canaux de pièce en plastique sur l’anneau supérieur(figure 4F).
    5. Insérez le fil Ag et le fil Pt à travers le trou sur le joint torique et courbez le fil Pt à un cercle dans la cellule d’échantillonnage EC comme le montre la figure 4G.
    6. Pour sceller la partie supérieure de la cellule d’échantillonnage EC, appuyez sur la cellule d’échantillonnage EC assemblée vers le bas sur le fond de la cellule d’échantillonnage EC pour que le joint torique entre complètement en contact avec le couvercle en verre(Figure 4H).
    7. Placer la partie supérieure de la cellule d’échantillonnage EC à l’envers et faire face à l’échantillon d’essai (ou au substrat) vers le bas de sorte que les goupilles à ressort (goupilles pogo) touchent la surface de l’échantillon comme le montrent la figure 4I et la figure 4J. L’échantillon d’essai doit recouvrir le joint torique pour que la partie inférieure de la cellule d’échantillonnage EC soit scellée.
    8. Mettez le fond de la cellule d’échantillonnage EC et serrez-la en diagonale à l’avec une vis de bonne longueur(Figure 4K).

3. Fonctionnement de l’AFM-SECM

  1. Initialisation des instruments AFM et bipotentiostat
    1. Double-cliquez sur les deux icônes logicielles pour initialiser le système AFM et l’interface de contrôle bipotentiostat.
  2. Chargement de la sonde SECM
    1. Préparer l’ensemble de services sur le terrain de l’ESD, y compris le coussin antistatique, le support de sonde de protection contre les décharges électrostatiques (ESD), les gants antistatiques portables et la sangle de poignet(figure 5A). La figure 5B montre la connexion du moniteur ESD avec la sangle de poignet.
      REMARQUE: Le moniteur ESD bips lorsque le pavé rouge est connecté à la terre. Le bip s’arrête lorsque l’utilisateur porte la sangle de poignet.
    2. Pour empêcher l’exposition du scanner AFM au liquide, utilisez un botte de protection (Figure 6A) pendant les essais AFM-SECM. Placez le porte-sonde sur le support de la sonde de protection ESD(Figure 6B). Utilisez une pince à épiler en plastique pour fixer la botte de protection au porte-pointe(Figure 6C). Ensuite, alignez la petite coupe dans le coffre de protection sur l’encoche dans le porte-sonde comme illustré à la Figure 6D.
    3. Ouvrez la boîte des sondes AFM-SECM(Figure 7A)à l’aide d’une pince à épiler (couleur verte) pour saisir la sonde des deux côtés des rainures(Figure 7B). Lors de l’utilisation de la pince à disque (couleur argentée) pour maintenir le support de sonde sur le support, placez le fil de sonde dans le trou du support, puis faites glisser la sonde dans la fente du support de sonde(Figure 7C). Une fois que la sonde est à l’intérieur de la fente, utilisez l’extrémité plate de la pince à épiler pour la pousser. Assurez-vous que la sonde est complètement dans le support de pointe(Figure 7D).
    4. Comme le montre la Figure 8A,fixez l’ensemble du support de sonde (y compris le support-démarrage) au scanner.
    5. Utilisez la pince à épiler en téflon pour saisir le fil juste en dessous de l’anneau de cuivre et le connecter au module(Figure 8B).
    6. Remettez le scanner à la queue d’aronde.
  3. Chargement de la cellule d’exemple
    1. Après avoir assemblé l’échantillon d’essai (ou le substrat) dans la cellule d’échantillon CE, qui a été mentionné à la section 2.4, placer la cellule d’échantillon CE sur le point central du mandrin SECM et de la pseudo-électrode de référence (fil Ag) et connecter la contreélectrode (fil Pt) au bloc de connecteur de ressort(Figure 3). La cellule d’échantillonnage EC est fixée magnétiquement au mandrin.
  4. Préparation du logiciel SECM avant l’imagerie
    1. Dans le logiciel AFM-SECM, sélectionnez SECM- PeakForce QNM pour charger l’espace de travail(Figure S2).
    2. Dans Le programme d’installation,chargez la sonde SECM, puis alignez un laser sur la pointe à l’aide d’une station d’alignement.
    3. Accédez à Navigation (Figure S3). Déplacez le scanner vers le bas lentement pour vous concentrer sur la surface de l’échantillon. Ajustez légèrement la position de la cellule d’échantillon EC pour vous assurer que le scanner ne toucherait pas le couvercle en verre de la cellule d’échantillon EC pendant le déplacement. Après vous être concentré sur l’exemple, cliquez sur Mettre à jour la position d’engagement aveugle.
      Attention: Différents échantillons ont des hauteurs différentes, il est donc nécessaire de mettre à jour la position d’engagement aveugle après avoir changé un échantillon.
    4. Cliquez sur Déplacer (Move) pour ajouter une position de fluide.
    5. Ajouter ~1,8 mL de la solution tampon dans la cellule de l’échantillon EC, pour vous assurer que le niveau de la solution est inférieur à celui du couvercle en verre. Si le niveau d’eau est au-dessus du couvercle en verre, l’eau peut se glisser vers le scanner et provoquer un court-circuit électrique et casser le scanner. Attendez encore 5 minutes et utilisez une pipette pour agiter la solution afin d’éliminer les bulles.
      REMARQUE: La solution tampon (10 mM[Ru(NH3)6]3+ avec électrolyte de support de 0,1 M KCl) doit être constamment conservée au réfrigérateur après préparation. Utilisez une seringue avec filtre (pas plus de 1 μm de pores) pour filtrer la solution avant de l’utiliser.
    6. Cliquez sur Déplacer vers la position d’engagement aveugle. La pointe reviendra dans la solution tampon. Ajustez légèrement le laser pour vous assurer qu’il est aligné sur la pointe.
    7. Ouvrez le logiciel CHI. Comme le montre la figure S4, cliquez sur la commande Technique dans la barre d’outils pour ouvrir le sélecteur technique et sélectionnez Ouvrir le potentiel de circuit – Temps. Utilisez le paramètre par défaut (Durée d’exécution de 400 s) pour la mesure OCP et exécutez la mesure OCP.
      REMARQUE: Le potentiel montré dans l’essai OCP devrait être proche de zéro de manière stable.
    8. Cliquez à nouveau sur la commande Technique et exécutez la voltampérométrie cyclique (CV),comme illustré aux figures S5 et S6.
      Remarque : Configurez les paramètres comme ci-dessous. Définissez « balayer les segments » sur un plus grand nombre si nécessaire. L'«init E/Final E » devrait être identique à la valeur potentielle de la mesure OCP et « High E » et « Low E » pourraient être +0,3 V ou −0,3 V de « init E/Final E », respectivement. Ici, nous utilisons 0 V comme E initial et élevé et -0,4 V comme E faible et final. La vitesse de balayage était de 0,05 V/s et la sensibilité était de 1 e-009. Exécutez le test CV, le courant le plus élevé (i) mesuré ici devrait être de 0,3-1,2 nA pour 10 mM [Ru(NH3)6]3+.
  5. Imagerie SECM
    1. Revenez au logiciel AFM-SECM. Comme la pointe est déjà dans le liquide, cliquez sur Engager.
    2. Après le balayage, activez le mode lift (Lift by Sensor) avec une hauteur de levage de 100 nm et ajustez la hauteur de levage en fonction de la rugosité de l’échantillon.
    3. Dans le logiciel CHI, exécutez une chronoampérométrie avec les paramètres illustrés à la figure S7. Définissez le E initial sur -0,4 V, la largeur d’impulsion sur 1000 secondes (qui est le nombre maximal accepté par le système) et la sensibilité la même avec le balayage CV.
      REMARQUE: La technique de chronoamperometry a été choisie en raison de l’absence de la technique ampérométrique d’i-t dans le bi-potentiostat présenté.
    4. Avec le programme CHI en cours d’exécution, revenez au logiciel AFM-SECM, vérifiez la lecture en temps réel sur le tableau de bande et cliquez sur Démarrer (Figure S8). La lecture sera mise à jour en temps réel. Ensuite, l’imagerie topographique et le processus d’imagerie actuel commenceront. Enregistrez les images dans le logiciel AFM-SECM.
  6. Vérifier la courbe d’approche
    1. Engagez la pointe sur la région de l’échantillon ou du substrat avec une taille de balayage de 1 μm.
    2. Exécuter la chronoampérométrie comme mentionné au point 3.5.3.
    3. Revenez au logiciel AFM-SECM et sélectionnez la commande Aller à la rampe.
    4. Cliquez sur Rampe. Une courbe d’approche serait enregistrée dans le logiciel AFM-SECM.
  7. Nettoyage des pourboires
    1. Utilisation de la cellule d’échantillonnage EC comme récipient d’eau propre. Déplacez la pointe dans et hors du liquide à l’aide de fonctions d’engagement aveugle dans le panneau de navigation. Changez l’eau propre trois fois. Après ce nettoyage à trois reprises, utilisez des lingettes propres pour retirer soigneusement l’eau résiduelle du porte-sonde et remettre la sonde dans la boîte de sonde.
      Attention : Après imagerie, la sonde AFM-SECM doit être soigneusement nettoyée. N’utilisez jamais d’eau sortant de la bouteille de lavage pour nettoyer la sonde, car la charge électrostatique pourrait endommager la sonde.

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Representative Results

Topographie et imagerie actuelle des ONB par AFM-SECM

Des études antérieures qui caractérisaient les NBs avec AFM ne rapportaient que des images topographiques pour révéler la taille et la distribution des NBs immobilisés sur un substrat solide56,57. Les expériences ici ont révélé des informations morphologiques et électrochimiques. Les nanobulles d’oxygène individuelles (ONB) peuvent être clairement identifiées à la figure 9, qui fournit la topographie ainsi que la cartographie ou l’information du courant de pointe. Le courant de pointe a été généré parla réaction redox de [Ru(NH3)6]3+ qui est réduite à [Ru(NH3)6]2+ à la pointe sous un potentiel de polarisation à -0,4 V, comme représenté à la figure 9C. Une comparaison de la topographie et de l’image actuelle montre la bonne corrélation entre les emplacements des NBs et les spots actuels. Ce résultat confirme que les ONB pourraient faciliter ladiffusion et le transfert en masse de [Ru(NH3)6]3+ de la solution en vrac vers la zone de pointe58 et entraîner un courant plus élevé (par rapport au courant de fond du substrat de 6 pA) lorsque la pointe AFM-SECM balayait sur NBs59.

Topographie et imagerie de courant des NPs Cu2O par AFM-SECM

La topographie et les images actuelles des nanoparticules deCu2O sont présentées à la figure 10. Le courant de pointe a été généré enraison de la réaction redox de [Ru(NH3)6]3+, qui sont également réduites à la pointe avec un potentiel à -0,4 V, comme représenté à la figure 10C. La nanoparticule a une taille d’environ 500 à 1000 nm. L’image présentée de topographie a été traitée avec un traitement d’aplatissement de 1er ordre. La taille des particules déterminée par AFM est comparable à celle obtenue à partir de l’image SEM. La longueur ou la largeur est légèrement supérieure à la hauteur des nanoparticules (environ 500 nm) en raison de l’effet de convolution de la pointe, un artefact bien connu dans le processus d’imagerie AFM qui provoque la surestimation de la dimension de l’objet par une pointe AFM de taille finie60. Dans cette étude, comme la nanoparticuleCu2Oa une forme d’octaèdre pointu, la pointe AFM peut ne pas toucher le flanc raide et le fond, et cet effet de convolution peut expliquer de nombreux élargissements latéraux de la surface61. La figure 10B indique que la nanoparticule visible dans l’image topographique est associée à un « spot » de courant électrique évident dans l’image actuelle, tandis que le courant de fond (~ 10 pA) correspond au substrat plat de silicium.

CV et courbes d’approche des NPs Cu2O

La figure 11A montre cinq courbes CV représentatives de la pointe AFM-SECM avec la pointe à environ 1 mm du substrat en 10 mM [Ru(NH3)6]3+ et 0,1 M KCl. Le courant de pointe diffusion-limité (~1.2 nA) n’a pas diminué avec le temps. La figure 11A montre la courbe CV à une vitesse de balayage de 50 mV s−1,ce qui confirme le potentiel de polarisation de -0,4 V vs Ag/AgCl conduit au courant maximal de pointe du plateau dû à la réaction de réduction de [Ru(NH3)6]3+.

La figure 11B montre les changements du courant de pointe à mesure que la pointe se déplace vers la surface de l’échantillon. La pointe AFM-SECM s’est approchée de la surface du substrat dans la direction Z jusqu’à ce qu’elle atteigne un point de consigne (5 nN dans ce travail) qui indique le contact physique pointe-substrat ou la flexion à la suite du contact62,63. Le courant sur les placettes a été normalisé à i0 (i0= 3,385 nA), qui est défini comme le courant de pointe mesuré lorsque la pointe est de 1 μm au-dessus de la surface de l’échantillon. La pointe était biaisée à −0,4 V vs Ag/AgCl dans unélectrolyte contenant 10 mM [Ru(NH3)6]3+et 0,1 M KCl. Le courant de pointe normalisé augmentait avec la diminution de la distance entre la pointe et l’échantillon. À <8 nm, la pointe était en contact avec la surface des nanoparticules et le courant de pointe normalisé augmentait fortement,probablement parce que la surface si chargée négativement entraînerait une augmentation de la concentration locale de [Ru(NH3)6]3+ près de la surface.

Figure 1
Figure 1 : Dépôt de nanoparticules de Cu2O sur une plaquette de silicium. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : Schéma du système AFM-SECM. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : Procédure d’installation du mandrin SECM et d’autres accessoires. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 4
Figure 4: Procédure d’assemblage de la cellule d’échantillonnage EC. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 5
Figure 5: Ensemble de services opérationnels sur le terrain en matière d’EDD.
A)Parties de pièces de protection ESD; (B) Connexions du moniteur ESD, de la sangle de poignet et du fil de terre. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 6
Figure 6 : procédure de fixation du botte de protection sur le support de la sonde. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 7
Figure 7 : chargement de la sonde SECM sur le support de la sonde. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 8
Figure 8 : sonde SECM.
(A) Fixer l’ensemble sonde-porte-botte au scanner; (B) Connexion de la sonde au module de déformation libérée. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 9
Figure 9 : Images de topographie (A) et de courant de pointe (B) acquises simultanémentde NBs d’oxygène dans un électrolyte contenant 10 mM [Ru(NH3)6]3+et 0,1 M KCl.
La pointe (le rayon de pointe d’extrémité est de 25 nm) était biaisée à -0,4 V. (C) Illustration schématique de la mesure AFM-SECM des NBs Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 10
Figure 10 : Images de topographie (A) et de courant de pointe (B) acquises simultanément de nanoparticules deCu2O dans un électrolyte contenant 10 mM [Ru(NH3)6]3+et 0,1 M KCl.
La pointe (le rayon de pointe d’extrémité est de 25 nm) était biaisée à -0,4 V (C) Illustration schématique de la mesure AFM-SECM des PN. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 11
Figure 11 : CV et courbes d’approche des IP Cu2O.
(A) Cinq CV scan dans 10 mM [Ru(NH3)6]3+et 0,1 M KCl. (B) Courbes d’approche de sonde nanoélectrode sur la surface des nanoparticulesCu2O. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

réaction E0 / V concentration Potentiel appliqué ref
2H+ + 2e− Icon 1 H2 0
[Ru(NH3)6] 3+ + e− Icon 1 [Ru(NH3)6]2+ 0,10 (NHE) 10 mM −0,4 V (Ag/AgCl) 1
2NO2− + 3H2 O + 4e− N Icon 1 2O+ 6OH− 0,15 (NHE) 0,1 M +0,95 V (Ag/AgCl) 2
[Fe(CN)6] 3− + e− Icon 1 [Fe(CN)6]4− 0,358 (NHE) 2 ~ 5 mM +0,0 ~ 0,5 V (Ag/AgCl) 3
ClO4− +H2O+ 2e− Icon 1 ClO3−+ 2OH− 0,36 (NHE) 0,1 ~ 1 M +0,30 V(SCE) 4
[IrCl6] 3− + 3e− Icon 1 Ir + 6Cl− 0,77(NHE) 10 mM +1,0 V(Ag/AgCl) 5
SO42− +H2O+ 2e− SO Icon 1 32−+ 2OH− -0,93 (NHE) 10 mM -0,45 V(Ag/AgCl) 6
AgCl + e− Icon 1 Ag + Cl− 0,22233(NHE)
références:
1. Jiang, J. et al. Imagerie nanoélectrique et nanoélectrochimique des électrodes Pt/p-Si et Pt/p+-Si. ChemSusChem. 10 (22), 4657-4663, (2017).
2. Izquierdo, J., Eifert, A., Kranz, C. &Souto, R.M. Surveillance in situ de la nucléation et de la croissance de la fosse à une couche passive d’oxyde de fer en utilisant la force atomique combinée et la microscopie électrochimique de balayage. ChemElectroChem. 2 (11), 1847-1856, (2015).
3. Jones, C. E., Unwin, P. R. &. Macpherson, J. c. In Situ Observation of the Surface Processes Involved in Dissolution from the Cleavage Surface of Calcite in Aqueous Solution Using Combined Scanning Electrochemical–Atomic Force Microscopy (SECM–AFM). ChemPhysChem. 4 (2), 139-146, (2003).
4. Anne, A., Cambril, E., Chovin, A., Demaille, C. &Goyer, C. Microscopie à force atomique électrochimique utilisant un médiateur redox à pointe pour l’imagerie topographique et fonctionnelle des nanosystèmes. ACS nano. 3 (10), 2927-2940, (2009).
5. Macpherson, J. V., Jones, C. E., Barker, A. L. &Unwin, P. R. Electrochemical imaging of diffusion through single nanoscale pores. chimie analytique. 74 (8), 1841-1848, (2002).
6. Izquierdo, J., Eifert, A., Kranz, C. &Souto, R.M. In situ investigation of copper corrosion in acidic chloride solution using atomic force—scanning electrochemical microscopy. Electrochimica Acta. 247 588-599, (2017).

Tableau 1 : Exemples de médiateurs redox utilisés dans la littérature.

Figure S1: Photo montrant la connexion entre le bipotentiostat et le contrôleur AFM. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette figure.

Figure S2 : Chargez l’espace de travail PeakForce SECM dans le logiciel. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette figure.

Figure S3: Panneau de navigation pour l’espace de travail SECM. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette figure.

Figure S4: Exécuter le potentiel de circuit ouvert - Temps. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette figure.

Figure S5 : Exécuter la voltampérométrie cyclique. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette figure.

Figure S6: Réglage des paramètres pour la mesure de voltammétrie cyclique. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette figure.

Figure S7: Paramètres d’une mesure chronoampérométrique. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette figure.

Figure S8: Démarrer la lecture actuelle dans le logiciel AFM-SECM. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette figure.

Figure S9: Paramètres de la technique ampérométrique i-t. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette figure.

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Discussion

Une technique combinée d’AFM-SECM qui permet la formation image multimodale à haute résolution a été décrite dans ce protocole. Cette technique permet de cartographier la topographie simultanément avec le courant SECM collecté ou cartographié sur des nanoparticules ou des nanobulles uniques. Les expériences ont été réalisées à l’aide de sondes commerciales. Ces sondes ont été conçues pour assurer la compatibilité chimique avec un large éventail d’environnements électrochimiques, les performances électrochimiques, la stabilité mécanique et la manipulation à cycles multiples18. Cependant, la stabilité et la durabilité des sondes AFM-SECM sont essentielles pour la mesure des informations électrochimiques avec une résolution fiable et élevée. Par conséquent, les étapes mentionnées aux étapes 3.2 et 3.7 sont essentielles pour protéger la pointe AFM-SECM de la destruction par décharge électrostatique. Une discussion détaillée liée à des étapes spécifiques du protocole est également décrite.

A l’étape 3.4.5, 10mM [Ru(NH3)6]3+ avec électrolyte de support de 0,1 M KCl ont été utilisés dans l’essai présenté. 5-10 mM est une concentration courammentutilisée de [Ru(NH3)6]3+ dans la littérature pour obtenir de bons signaux de courant30. D’autres exemples de médiateurs redox couramment utilisés dans les mesures AFM-SECM sont résumés dans la discussion(tableau 1).

A l’étape 3.4.6, la qualité et la stabilité des électrodes sont confirmées par la mesure OCP. Si le potentiel mesuré en OCP n’est pas proche de zéro ou instable, alors les électrodes de compteur et de pseudo-référence doivent être vérifiées. Les raisons possibles de l’instabilité de l’OCP peuvent être la fixation de bulles sur les électrodes ou les électrodes non immergées dans un liquide.

À l’étape 3.4.8, la plage de potentiel mentionnée ici « E élevé » et « E faible » pourrait être de +0,3 V ou −0,3 V de « init E/Final E » est un choix sûr pour commencer l’essai CV. Ensuite, la plage de potentiel pourrait être ajustée en fonction de la valeur potentielle qui a conduit à un courant de plateau dans la courbe CV. La vitesse de balayage peut varier entre 0,01 V/s et 0,1 V/s. Un taux de balayage plus élevé s’attribue une sensibilité plus élevée, mais le courant de charge augmenterait également. En outre, à des taux de balayage élevés, les voltammogrammes présentaient des formes déformées64. Une valeur de sensibilité plus élevée doit être sélectionnée tant que le test CV n’affiche pas de « dépassement de capacité ». Si un message de « dépassement de capacité » s’affiche, la sensibilité doit être réduite.

À l’étape 3.5.2, pour l’imagerie, le processus d’imagerie AFM-SECM a été réalisé en utilisant un mode de balayage de levage avec une hauteur de levage typiquement 40-150 nm. Si une hauteur de levage inférieure a été choisie, il peut y avoir une possibilité de chute de pointe sur la surface de l’échantillon. Si la hauteur de levage était trop élevée, cela peut diminuer la résolution d’imagerie actuelle car la pointe est éloignée de la surface de l’échantillon.

A l’étape 3.5.3 du protocole de mesure présenté, -0,4 V par rapport à Ag/AgCl (-0,18V versus NHE) a été choisi pour effectuer la réduction de[Ru(NH3)6]3+. La sonde peut réduire la[Ru(NH3)6]3+ à [Ru(NH3)6]2+ à -0,35 à -0,5 V vs Ag fil pseudo-électrode de référence, tandis que l’échantillon peut être biaisé à 0 à -0,1 V pour [Ru(NH3)6]3+ régénération. Cette valeur dépend du courant de plateau mesuré dans l’analyse CV. Il variera également selon les différents médiateurs redox, comme le résume le tableau 1.

En outre, la technique chronoamperometry a été choisie en raison de l’absence de technique ampérométrique d’i-t dans le bi-potentiostat présenté. Si les lecteurs ont un bi-potentiostat qui prend en charge la technique i-t ampérométrique, ils peuvent définir la technique i-t comme le montre la figure S9. Le temps d’exécution a été sélectionné comme 2000 secondes pour s’assurer qu’il est suffisant pour au moins un processus d’imagerie en cours dans AFM-SECM.

De plus, la préparation des échantillons est également très importante car les particules solides doivent être complètement immobilisées sur le substrat afin que les particules ne se détachent pas pendant le processus d’imagerie. De plus, pour scanner ou sonder les propriétés électrochimiques ou électriques des surfaces d’échantillons (p. ex. électrode), la liaison entre les échantillons et les substrats doit assurer la conductivité électrique. Les méthodes de préparation des échantillons devraient être utiles et se référer à un large éventail d’applications, en particulier pour la caractérisation des nano-objets; toutefois, les méthodes d’immobilisation des échantillons peuvent varier selon des échantillons spécifiques65,66. Dans l’ensemble, nous avons démontré que l’AFM-SECM permet l’imagerie haute résolution des NBs d’oxygène et des nanoparticules de Cu2O. De toute évidence, ce protocole AFM-SECM devrait jouer un rôle important dans l’analyse électrochimique interfaciale et aura de vastes applications dans différents domaines de recherche, tels que la science des matériaux, la chimie et les sciences de la vie1,19.

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Disclosures

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgments

Ce travail est financé par la national science foundation (numéro d’attribution: 1756444) via Biological &Environmental Interfaces of Nano Materials, l’Usda National Institute of Food and Agriculture, le projet AFRI [2018-07549] et l’accord d’assistance n ° 83945101-0 attribué par l’Agence de protection de l’environnement des États-Unis au New Jersey Institute of Technology. Il n’a pas été officiellement examiné par l’EPA. Les opinions exprimées dans le présent document sont uniquement celles des auteurs et ne reflètent pas nécessairement celles de l’Agence. L’EPA ne cautionne aucun produit ou service commercial mentionné dans cette publication. Les auteurs remercient également le programme de recherche et d’innovation de premier cycle (URI) Phase-1 &Phase-2 au New Jersey Institute of Technology.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Equipment
Atomic force microsopy Bruker, CA Dimenison Icon
Bipotentiostat CH Instruments, Inc. CHI 700E
Materials
Silicon wafer TED PELLA, Inc. 16013
Fresh gold plates Bruker, CA model 119-017-307
PF-SECM-AFM probes Bruker, CA 990-050138
PF-SECM strain-release module Bruker, CA 840-012-724
PF-SECM Probe Holder Bruker, CA 900-050121
PF-SECM Chuck Bruker, CA PF-SECM Chuck
PF-SECM O-ring Bruker, CA 598-000-106
PF-SECM cover glass, SECM Cell Bruker, CA 900-050137
EC Cell Assy Bruker, CA 932-017-300
ESD Field Service Bruker, CA 490-000-066
PF-SECM Boot Bruker, CA 900-050136
Spring connector block Bruker, CA 900-050524
PFSECM Tweezers Bruker, CA
Cable, SECM Tip module Bruker, CA 468-050171
Ag wire Bruker, CA 249-000-056
Pt wire Bruker, CA 248-000-004
Hard sharp wire Bruker, CA TT-ECM10
Tubular ceramic membrane Refracton WFA0.1
Chemicals
Copper(II) chloride dihydrate ACROS Organics AC315281000
Sodium Hydroxide Fisher Chemical S318-100
Ascorbic Acid Fisher Chemical A61-25
Epoxy Loctite Instant Mix
Potassium Chloride Fisher Chemical P217-500
Hexaammineruthenium(III) chloride ACROS Organics AC363342500

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References

  1. Shi, X., Qing, W., Marhaba, T., Zhang, W. Atomic Force Microscopy-Scanning Electrochemical Microscopy (AFM-SECM) for Nanoscale Topographical and Electrochemical Characterization: Principles, Applications and Perspectives. Electrochimica Acta. , 135472 (2019).
  2. Aazam, E. S., Ghoneim, M. M., El-Attar, M. A. Synthesis, characterization, electrochemical behavior, and biological activity of bisazomethine dye derived from 2, 3-diaminomaleonitrile and 2-hydroxy-1-naphthaldehyde and its zinc complex. Journal of Coordination Chemistry. 64 (14), 2506-2520 (2011).
  3. Shukla, A., Sampath, S., Vijayamohanan, K. Electrochemical supercapacitors: Energy storage beyond batteries. Current science. 79 (12), 1656-1661 (2000).
  4. Kötz, R., Carlen, M. Principles and applications of electrochemical capacitors. Electrochimica Acta. 45 (15-16), 2483-2498 (2000).
  5. Botte, G. G. Electrochemical manufacturing in the chemical industry. The Electrochemical Society Interface. 23 (3), 49-55 (2014).
  6. Kongsricharoern, N., Polprasert, C. Electrochemical precipitation of chromium (Cr6+) from an electroplating wastewater. Water Science and Technology. 31 (9), 109-117 (1995).
  7. Datta, M., Landolt, D. Fundamental aspects and applications of electrochemical microfabrication. Electrochimica Acta. 45 (15-16), 2535-2558 (2000).
  8. Wang, S., George, K., Nesic, S. High pressure CO2 corrosion electrochemistry and the effect of acetic acid. Corrosion/2004. 4375, paper (2004).
  9. Song, G. L. Corrosion of Magnesium alloys. , Elsevier. 3-65 (2011).
  10. Bellezze, T., Giuliani, G., Viceré, A., Roventi, G. Study of stainless steels corrosion in a strong acid mixture. Part 2: anodic selective dissolution, weight loss and electrochemical impedance spectroscopy tests. Corrosion Science. 130, 12-21 (2018).
  11. Ehsani, A., et al. Evaluation of Thymus vulgaris plant extract as an eco-friendly corrosion inhibitor for stainless steel 304 in acidic solution by means of electrochemical impedance spectroscopy, electrochemical noise analysis and density functional theory. Journal of Colloid and Interface Science. 490, 444-451 (2017).
  12. Cui, Z. H., Guo, X. X., Li, H. Equilibrium voltage and overpotential variation of nonaqueous Li-O2 batteries using the galvanostatic intermittent titration technique. Energy & Environmental Science. 8 (1), 182-187 (2015).
  13. Elgrishi, N., et al. A Practical Beginner's Guide to Cyclic Voltammetry. Journal of Chemical Education. 95 (2), 197-206 (2018).
  14. Amemiya, S., Bard, A. J., Fan, F. R. F., Mirkin, M. V., Unwin, P. R. Scanning Electrochemical Microscopy. Annual Review of Analytical Chemistry. 1 (1), 95-131 (2008).
  15. Mirkin, M. V., Nogala, W., Velmurugan, J., Wang, Y. Scanning electrochemical microscopy in the 21st century. Update 1: five years after. Physical Chemistry Chemical Physics. 13 (48), 21196-21212 (2011).
  16. Bard, A. J., Fan, F. R. F., Kwak, J., Lev, O. Scanning electrochemical microscopy. Introduction and principles. Analytical Chemistry. 61 (2), 132-138 (1989).
  17. Engstrom, R. C., Pharr, C. M. Scanning electrochemical microscopy. Analytical Chemistry. 61 (19), 1099-1104 (1989).
  18. Nellist, M. R., et al. Atomic force microscopy with nanoelectrode tips for high resolution electrochemical, nanoadhesion and nanoelectrical imaging. Nanotechnology. 28 (9), 095711 (2017).
  19. Patel, A. N., Kranz, C. (Multi) functional atomic force microscopy imaging. Annual Review of Analytical Chemistry. 11, 329-350 (2018).
  20. Ufheil, J., Heß, C., Borgwarth, K., Heinze, J. Nanostructuring and nanoanalysis by scanning electrochemical microscopy (SECM). Physical Chemistry Chemical Physics. 7 (17), 3185-3190 (2005).
  21. Bergner, S., Wegener, J., Matysik, F. M. Simultaneous imaging and chemical attack of a single living cell within a confluent cell monolayer by means of scanning electrochemical microscopy. Analytical Chemistry. 83 (1), 169-174 (2011).
  22. Hu, K., et al. Platinized carbon nanoelectrodes as potentiometric and amperometric SECM probes. Journal of Solid State Electrochemistry. 17 (12), 2971-2977 (2013).
  23. Kranz, C. Recent advancements in nanoelectrodes and nanopipettes used in combined scanning electrochemical microscopy techniques. Analyst. 139 (2), 336-352 (2014).
  24. Morris, C. A., Chen, C. C., Baker, L. A. Transport of redox probes through single pores measured by scanning electrochemical-scanning ion conductance microscopy (SECM-SICM). Analyst. 137 (13), 2933-2938 (2012).
  25. Ludwig, M., Kranz, C., Schuhmann, W., Gaub, H. E. Topography feedback mechanism for the scanning electrochemical microscope based on hydrodynamic forces between tip and sample. Review of Scientific Instruments. 66 (4), 2857-2860 (1995).
  26. Eckhard, K., Schuhmann, W. Alternating current techniques in scanning electrochemical microscopy (AC-SECM). Analyst. 133 (11), 1486-1497 (2008).
  27. Macpherson, J. V., Unwin, P. R., Hillier, A. C., Bard, A. J. In-situ imaging of ionic crystal dissolution using an integrated electrochemical/AFM probe. Journal of the American Chemical Society. 118 (27), 6445-6452 (1996).
  28. Huang, K., Anne, A., Bahri, M. A., Demaille, C. Probing Individual Redox PEGylated Gold Nanoparticles by Electrochemical-Atomic Force Microscopy. ACS Nano. 7 (5), 4151-4163 (2013).
  29. Chennit, K., et al. Electrochemical Imaging of Dense Molecular Nanoarrays. Analytical Chemistry. 89 (20), 11061-11069 (2017).
  30. Jiang, J., et al. Nanoelectrical and Nanoelectrochemical Imaging of Pt/p-Si and Pt/p+-Si Electrodes. ChemSusChem. 10 (22), 4657-4663 (2017).
  31. Knittel, P., Mizaikoff, B., Kranz, C. Simultaneous nanomechanical and electrochemical mapping: combining peak force tapping atomic force microscopy with scanning electrochemical microscopy. Analytical Chemistry. 88 (12), 6174-6178 (2016).
  32. Quist, A. P., et al. Atomic force microscopy imaging and electrical recording of lipid bilayers supported over microfabricated silicon chip nanopores: Lab-on-a-chip system for lipid membranes and ion channels. Langmuir. 23 (3), 1375-1380 (2007).
  33. Cohen, H., et al. Electrical characterization of self-assembled single- and double-stranded DNA monolayers using conductive AFM. Faraday Discussions. 131 (0), 367-376 (2006).
  34. Chung, J. W., et al. Single-crystalline organic nanowires with large mobility and strong fluorescence emission: a conductive-AFM and space-charge-limited-current study. Journal of Materials Chemistry. 19 (33), 5920-5925 (2009).
  35. Guo, D. Z., Hou, S. M., Zhang, G. M., Xue, Z. Q. Conductance fluctuation and degeneracy in nanocontact between a conductive AFM tip and a granular surface under small-load conditions. Applied Surface Science. 252 (14), 5149-5157 (2006).
  36. Rocca, E., Bertrand, G., Rapin, C., Labrune, J. C. Inhibition of copper aqueous corrosion by non-toxic linear sodium heptanoate: mechanism and ECAFM study. Journal of Electroanalytical Chemistry. 503 (1), 133-140 (2001).
  37. Toma, F. M., et al. Mechanistic insights into chemical and photochemical transformations of bismuth vanadate photoanodes. Nature Communications. 7, 12012 (2016).
  38. Kouzeki, T., Tatezono, S., Yanagi, H. Electrochromism of Orientation-Controlled Naphthalocyanine Thin Films. The Journal of Physical Chemistry. 100 (51), 20097-20102 (1996).
  39. Yamaguchi, Y., Shiota, M., Nakayama, Y., Hirai, N., Hara, S. Combined in situ EC-AFM and CV measurement study on lead electrode for lead-acid batteries. Journal of Power Sources. 93 (1), 104-111 (2001).
  40. Comstock, D. J., Elam, J. W., Pellin, M. J., Hersam, M. C. Integrated Ultramicroelectrode-Nanopipet Probe for Concurrent Scanning Electrochemical Microscopy and Scanning Ion Conductance Microscopy. Analytical Chemistry. 82 (4), 1270-1276 (2010).
  41. Ebejer, N., Schnippering, M., Colburn, A. W., Edwards, M. A., Unwin, P. R. Localized High Resolution Electrochemistry and Multifunctional Imaging: Scanning Electrochemical Cell Microscopy. Analytical Chemistry. 82 (22), 9141-9145 (2010).
  42. Ebejer, N., et al. Scanning Electrochemical Cell Microscopy: A Versatile Technique for Nanoscale Electrochemistry and Functional Imaging. Annual Review of Analytical Chemistry. 6 (1), 329-351 (2013).
  43. Alheshibri, M., Qian, J., Jehannin, M., Craig, V. S. A history of nanobubbles. Langmuir. 32 (43), 11086-11100 (2016).
  44. Liu, G., Wu, Z., Craig, V. S. Cleaning of protein-coated surfaces using nanobubbles: an investigation using a quartz crystal microbalance. The Journal of Physical Chemistry C. 112 (43), 16748-16753 (2008).
  45. Ghadimkhani, A., Zhang, W., Marhaba, T. Ceramic membrane defouling (cleaning) by air Nano Bubbles. Chemosphere. 146, 379-384 (2016).
  46. Uchida, T., et al. Transmission electron microscopic observations of nanobubbles and their capture of impurities in wastewater. Nanoscale Research Letters. 6 (1), 1 (2011).
  47. Ushikubo, F. Y., et al. Evidence of the existence and the stability of nano-bubbles in water. Colloids and Surfaces A: Physicochemical and Engineering Aspects. 361 (1-3), 31-37 (2010).
  48. Bowley, W. W., Hammond, G. L. Controlling factors for oxygen transfer through bubbles. Industrial, Engineering Chemistry Process Design and Development. 17 (1), 2-8 (1978).
  49. Li, P., Takahashi, M., Chiba, K. Enhanced free-radical generation by shrinking microbubbles using a copper catalyst. Chemosphere. 77 (8), 1157-1160 (2009).
  50. Takahashi, M., et al. Effect of shrinking microbubble on gas hydrate formation. The Journal of Physical Chemistry B. 107 (10), 2171-2173 (2003).
  51. Takahashi, M., Chiba, K., Li, P. Free-radical generation from collapsing microbubbles in the absence of a dynamic stimulus. The Journal of Physical Chemistry B. 111 (6), 1343-1347 (2007).
  52. Ahmed, A. K. A., et al. Influences of air, oxygen, nitrogen, and carbon dioxide nanobubbles on seed germination and plant growth. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 66 (20), 5117-5124 (2018).
  53. Zhang, D. F., et al. Delicate control of crystallographic facet-oriented Cu 2 O nanocrystals and the correlated adsorption ability. Journal of Materials Chemistry. 19 (29), 5220-5225 (2009).
  54. Khaled Abdella Ahmed, A., et al. Colloidal Properties of Air, Oxygen, and Nitrogen Nanobubbles in Water: Effects of Ionic Strength, Natural Organic Matters, and Surfactants. Environmental Engineering Science. , (2017).
  55. Huang, Z., et al. PeakForce scanning electrochemical microscopy with nanoelectrode probes. Microscopy Today. 24 (6), 18-25 (2016).
  56. Lou, S. T., et al. Nanobubbles on solid surface imaged by atomic force microscopy. Journal of Vacuum Science, Technology B: Microelectronics and Nanometer Structures Processing, Measurement, and Phenomena. 18 (5), 2573-2575 (2000).
  57. Borkent, B. M., Dammer, S. M., Schönherr, H., Vancso, G. J., Lohse, D. Superstability of surface nanobubbles. Physical Review Letters. 98 (20), 204502 (2007).
  58. Agarwal, A., Ng, W. J., Liu, Y. Principle and applications of microbubble and nanobubble technology for water treatment. Chemosphere. 84 (9), 1175-1180 (2011).
  59. Tasaki, T., Wada, T., Baba, Y., Kukizaki, M. Degradation of surfactants by an integrated nanobubbles/VUV irradiation technique. Industrial & Engineering Chemistry Research. 48 (9), 4237-4244 (2009).
  60. Fujita, D., Itoh, H., Ichimura, S., Kurosawa, T. Global standardization of scanning probe microscopy. Nanotechnology. 18 (8), 084002 (2007).
  61. Häßler-Grohne, W., Hüser, D., Johnsen, K. P., Frase, C. G., Bosse, H. Current limitations of SEM and AFM metrology for the characterization of 3D nanostructures. Measurement Science and Technology. 22 (9), 094003 (2011).
  62. Sakai, K. Measurement Techniques and Practices of Colloid and Interface Phenomena. , Springer. 51-57 (2019).
  63. Gan, T., Wu, B., Zhou, X., Zhang, G. Ultrahigh resolution, serial fabrication of three dimensionally-patterned protein nanostructures by liquid-mediated non-contact scanning probe lithography. RSC Advances. 6 (55), 50331-50335 (2016).
  64. Arteaga, J. F., et al. Comparison of the simple cyclic voltammetry (CV) and DPPH assays for the determination of antioxidant capacity of active principles. Molecules. 17 (5), 5126-5138 (2012).
  65. Moreno-Herrero, F., Colchero, J., Gomez-Herrero, J., Baro, A. Atomic force microscopy contact, tapping, and jumping modes for imaging biological samples in liquids. Physical Review E. 69 (3), 031915 (2004).
  66. Doktycz, M., et al. AFM imaging of bacteria in liquid media immobilized on gelatin coated mica surfaces. Ultramicroscopy. 97 (1-4), 209-216 (2003).

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Rétraction Numéro 168 Activité électrochimique AFM-SECM microscope électrochimique à balayage microscope à force atomique caractérisation des nanomatériaux
Sondage de l’activité électrochimique de surface des nanomatériaux à l’aide d’un microscope électrochimique hybride à force atomique-microscope à balayage (AFM-SECM)
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Shi, X., Ma, Q., Marhaba, T., Zhang, … More

Shi, X., Ma, Q., Marhaba, T., Zhang, W. Probing Surface Electrochemical Activity of Nanomaterials using a Hybrid Atomic Force Microscope-Scanning Electrochemical Microscope (AFM-SECM). J. Vis. Exp. (168), e61111, doi:10.3791/61111 (2021).

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