Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Dubbele directe bloedinjectie in de Cisterna Magna als model van subarachnoïdale bloeding

Published: August 30, 2020 doi: 10.3791/61322
Automatic Translation
1, 1, 1,2, 1,2, 1
1University of Rouen Normandy, INSERM U1239, DC2N, Institute for Research and Innovation in Biomedicine (IRIB), Rouen, France, 2Department of Anesthesiology and Critical Care, Rouen University Hospital, Rouen, France

Summary

We beschreven in dit protocol een gestandaardiseerde subarachnoïdale bloeding (SAH) muis model door een dubbele injectie van autologe volbloed in de cisterna magna. De hoge mate van standaardisatie van de dubbele injectieprocedure vertegenwoordigt een midden-tot-acuut model van SAH met relatieve veiligheid met betrekking tot sterfte.

Abstract

Onder beroertes, subarachnoïdale bloeding (SAH) opeenvolgend aan de breuk van een cerebrale arteriële aneurysma vertegenwoordigt 5-9% maar is verantwoordelijk voor ongeveer 30% van de totale beroerte-gerelateerde mortaliteit met een belangrijke morbiditeit in termen van neurologische uitkomst. Een vertraagde cerebrale vasospasme (CVS) kan het vaakst voorkomen in combinatie met een vertraagde cerebrale ischemie. Verschillende dierlijke modellen van SAH worden nu gebruikt, waaronder endovasculaire perforatie en directe injectie van bloed in de cisterna magna of zelfs de prechiasmatische reservoir, die elk verschillende voor- en nadelen vertoont. In dit artikel wordt een gestandaardiseerd muismodel van SAH gepresenteerd door dubbele directe injectie van bepaalde volumes autologe volbloed in de cisterna magna. Kortom, muizen werden gewogen en vervolgens verdoofd door isoflurane inhalatie. Vervolgens werd het dier in een liggende positie op een verwarmde deken geplaatst met een rectale temperatuur van 37 °C en geplaatst in een stereotactisch frame met een cervicale bocht van ongeveer 30°. Eenmaal op zijn plaats werd de punt van een langwerpige glazen micropipet gevuld met het homologe arteriële bloed uit halsslagader van een andere muis van dezelfde leeftijd en geslacht (C57Bl/6J) in een rechte hoek geplaatst in contact met het atlanto-occipitaal membraan door middel van een micromanipulator. Vervolgens werd 60 μL bloed geïnjecteerd in de cisterna magna gevolgd door een 30° neerwaartse kanteling van het dier gedurende 2 minuten. De tweede infusie van 30 μL bloed in de cisterna magna werd 24 uur na de eerste uitgevoerd. De individuele opvolging van elk dier wordt dagelijks uitgevoerd (zorgvuldige evaluatie van gewicht en welzijn). Deze procedure maakt een voorspelbare en zeer reproduceerbare verdeling van bloed mogelijk, waarschijnlijk vergezeld van intracraniale drukhoogte die kan worden nagebootst door een gelijkwaardige injectie van een kunstmatig hersenmergvocht (CSF), en vertegenwoordigt een acuut tot mild-model van SAH die een lage mortaliteit veroorzaakt.

Introduction

Subarachnoïdale bloeding (SAH) is goed voor maximaal 5% van alle beroertegevallen en vormt een relatief veel voorkomende pathologie met een incidentie van 7,2 tot 9 patiënten per 100.000 per jaar, met een sterftecijfer van 20%-60% afhankelijk van de studie1,2,3. In de acute fase is de mortaliteit toe te schrijven aan de ernst van bloedingen, rebleeding, cerebrale vasospasme (CVS) en/of medische complicaties4. Bij overlevenden wordt vroeg hersenletsel (EBI) geassocieerd met parenchymale verlenging van bloeding en abrupte toename van de intracraniale druk, wat kan leiden tot primairehersenaandoeningen 5 en onmiddellijke dood in ongeveer 10%-15% van de gevallen6. Na de eerste "acute" fase van SAH, de prognose hangt af van het optreden van "secundaire" of vertraagde cerebrale ischemie (DCI), gedetecteerd bij bijna 40% van de patiënten door cerebrale computertomografie, en in maximaal 80% van de patiënten na magnetische resonantie imaging (MRI)7,8. Naast de CVS die optreedt tussen 4 tot 21 dagen na aneurysmabreuk bij een meerderheid van SAH-patiënten, kan DCI9 het gevolg zijn van multifactoriële diffuse hersenletsels die secundair zijn aan microtrombosevorming, verminderde cerebrale perfusie, neuro-inflammatie en corticale verspreidingsdepressie (CSD)10,11,12,13. Dit beïnvloedt 30% van SAH overlevenden en effecten cognitieve functies, waaronder visueel geheugen, verbaal geheugen, reactietijd, en uitvoerende, visuospatial en taal functies14 afbreuk te doen aan het dagelijks leven15. Huidige standaard therapieën om CVS en/of de slechte cognitieve resultaten bij SAH-patiënten te voorkomen zijn gebaseerd op de blokkade van Ca2+ signalering en vasoconstrictie met behulp van Ca2+ kanaalremmers als Nimodipine. Echter, meer recente klinische studies gericht op vasoconstrictie bleek dissociatie tussen neurologische uitkomst van de patiënt en preventie van CVS16, suggereert meer complexe pathofysiologische mechanismen die betrokken zijn bij SAH-lange termijn gevolgen. Daarom is er een medische behoefte aan meer begrip van het aantal pathologische gebeurtenissen dat gepaard gaat met SAH en de ontwikkeling van geldige en gestandaardiseerde diermodellen om originele therapeutische interventies te testen.

De breuk van een intracranial aneurysma meestal verantwoordelijk voor SAH bij de mens is waarschijnlijk moeilijk na te bootsen in preklinische diermodellen. Momenteel kan de aneurysmabreuk en SAH-situatie voorlopig worden getest door de perforatie van de middelste hersenslagader (endovasculaire punctiemodel) die verantwoordelijk is voor CVS en sensitivomotorische disfuncties bij muizen17,18. Door het ontbreken van enige mogelijke controle over het begin van bloeden en de verspreiding van bloed in dit model, zijn andere methoden ontwikkeld bij knaagdieren om SAH-modellen te genereren zonder endovasculaire breuk. Om precies te zijn, ze bestaan uit de directe toediening van arteriële bloed in de subarachnoïdale ruimte door middel van een enkele of een dubbele injectie in de magna cisterna19 of een enkele injectie in de prechiasmatische recister20. Het belangrijkste voordeel van deze muismodellen zonder endovasculaire breuk is de mogelijkheid om de chirurgische ingreep en de kwaliteit en kwantiteit van het geïnjecteerde bloedmonster reproduceerbaar onder de knie te krijgen. Een ander voordeel van dit model over het model door endovasculaire perforatie in het bijzonder is het behoud van het algemene welzijn van het dier. In feite is deze operatie minder invasief en technisch minder uitdagend dan nodig is om een halsslagader te genereren. In dit laatste model moet het dier worden geïntubeerd en mechanisch geventileerd, terwijl een monofilament in de externe halsslagader wordt ingebracht en in de interne halsslagader wordt gevorderd. Dit leidt waarschijnlijk tot voorbijgaande ischemie als gevolg van obstructie van het vat door het draadpad. Bijgevolg is de comorbiditeit (stervende toestand, belangrijke pijn en dood) geassocieerd met chirurgie minder belangrijk in het model met dubbele injectie in vergelijking met het endovasculaire perforatiemodel. De methode voor dubbele directe injectie is niet alleen een consistentere SAH, maar voldoet niet alleen aan het dierenwelzijn bij onderzoek en testen (kortere tijd onder anesthesie, pijn door weefselverstoring in chirurgie en nood) en leidt tot een minimaal totaal aantal dieren dat wordt gebruikt voor de protocolstudie en personeelstraining.

Bovendien maakt dit de implementatie van hetzelfde protocol voor transgene muizen mogelijk, wat leidt tot een geoptimaliseerd pathologisch begrip van de SAH en de mogelijkheid van vergelijkende tests van potentiële therapeutische verbindingen. Hier presenteren we een gestandaardiseerd muismodel van subarachnoïdale bloeding (SAH) door een dubbele dagelijkse opeenvolgende injectie van autoloog arteriële bloed in de cisterna magna in 6-8 weken oude mannelijke C57Bl/6J muizen. Het belangrijkste voordeel van dit model is de controle van het bloeden volume in vergelijking met de endovasculaire perforatie model, en de versterking van de bloeden gebeurtenis zonder een drastische toename van de intracraniale druk21. Onlangs is de dubbele directe injectie van bloed in de cisterna magna goed beschreven op de experimentele en fysiopathologische problemen bij muizen. Inderdaad, we hebben onlangs aangetoond CVS van grote cerebrale slagaders (basilaire (BA), midden (MCA) en voorste (ACA) cerebrale slagaders), cerebrovasculaire fibrin afzetting en cel apoptose van dag 3 (D3) tot 10 (D10), circulatie defecten van paravasculaire cerebrospinale vloeistof vergezeld van veranderde sensibilistische en cognitieve functies in muizen, 10 dagen na-SAH in dit model22. Zo maakt het dit model beheerst, gevalideerd en gekenmerkt voor korte termijn en langdurige gebeurtenissen post-SAH. Het moet bij uitstek geschikt zijn voor toekomstige identificatie van nieuwe doelen en voor studies over krachtige en efficiënte therapeutische strategieën tegen SAH-geassocieerde complicaties.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alle procedures werden uitgevoerd onder toezicht van H. Castel overeenkomstig de Franse Ethische Commissie en de richtsnoeren van Richtlijn 2010/63/EU van het Europees Parlement en de Raad voor de bescherming van voor wetenschappelijke doeleinden gebruikte dieren. Dit project werd goedgekeurd door de lokale CENOMEXA en de nationale ethische commissies voor dieronderzoek en -testen. Mannelijke C57Bl/6J Rj muizen (Janvier), in de leeftijd van 8-12 weken, werden gehuisvest onder gecontroleerde standaard omgevingsomstandigheden: 22 °C ± 1 °C, 12 uur/12 uur licht/donker cyclus, en water en voedsel beschikbaar ad libitum.

1. Setup van SAH chirurgie en voorbereiding voor injectie

  1. Trek voor het begin van de operatie een voldoende aantal glazen haarvaten met behulp van een micropipettrekker. De injectiepipet moet een binnendiameter van 0,86 mm en een buitendiameter van 1,5 mm vertonen.
  2. Bereid de kunstmatige hersenvocht (aCSF) voor op de schijntoestand.
    1. Bereid een oplossing voor met 119 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 1 mM NaH2PO4, 1,3 mM MgCl2,10 mM glucose, 26,2 mM NaHCO3 in H2O, pH 7.4.
    2. Gas aCSF met 95% O2 en 5% CO2 voor 15 min, en voeg vervolgens 2,5 mM CaCl2.
    3. Steriliseer de zuurstofrijk aCSF met een filterapparaat van 0,22 μm. De aCSF-oplossing kan 3-4 weken stabiel zijn bij 4 °C. Als er besmetting (oplossing die troebel wordt) of een statiegeldvorming is ontstaan, gooi dan een nieuw aCSF weg en maak deze opnieuw.
  3. Het verzamelen van bloed van een homologe muisdonor
    1. Isoleer de halsslagader langs de luchtpijp en verzamel de maximale hoeveelheid bloed door punctie van de halsslagader.
    2. Plaats de muis in de praktijk in een anesthesiekamer en laad de kamer met 5% isoflurane totdat het dier het bewustzijn verliest.
    3. Controleer het gebrek aan reflexen door het klemmen van een van de twee achterste ledematen om de instelling van de chirurgische experimentele procedure mogelijk te maken.
    4. Bedek een 1 mL spuit met een heparine oplossing met behulp van een 26 G naald (heparine natrium). Dit voorkomt bloedstolling tijdens de volgende stappen.
    5. Installeer het dier geplaatst in dorsale decubitus met benen uit elkaar, en de neus in een anesthesie masker (anesthesie onderhoud met 2 tot 2,5% isoflurane).
    6. Isoleer de halsslagader langs de luchtpijp door de omohyoïde spier in de lengterichting te ontleden. Zodra de slagader geïsoleerd is, steek de naald naar het hart met behulp van de microdissecting haak en tangen en het verzamelen van het maximum aan bloed via punctie van de halsslagader (60 μL is nodig per SAH muis).
    7. Offer de verdoofde donormuis onmiddellijk na de bloedafname op met behulp van cervicale dislocatie.

2. Dier (8-10 weken oude C57BL/6J mannelijke muizen) voorbereiding

  1. Weeg elke muis nauwkeurig af met een elektronische balans. In de huidige studie, muizen zou lichaamsgewicht hebben binnen het bereik van 20 tot 25 gram net voor de operatie.
  2. Zoals eerder uitgelegd (zie de stappen 1.3.2 en 1.3.3), veroorzaken anesthesie van muizen te worden geopereerd.
  3. Scheer de hals en de ruimte tussen de oren met een geschikte elektrische tondeuse.
  4. Installeer het dier geplaatst in ventrale decubitus met benen uit elkaar en de neus in een anesthesie masker (anesthesie onderhoud met 2 en 2,5% isoflurane) op een stereotactisch frame.
  5. Controleer of de muis slaapt en of zijn hoofd goed geblokkeerd is.
  6. Onderhuids injecteren 100 μL buprenorfine (0,1 mg/kg) met een 26 G naald in de onderrug, om pijn na het ontwaken te voorkomen.
  7. Voorkom droge ogen door het gebruik van beschermende vloeibare gel en handhaven van een intrarectale temperatuur van 37 °C met behulp van een auto-geregelde elektrische deken.
  8. Behandel het achterste nek geschoren gebied met een antiseptische oplossing (povidone-jodium of chloorhexidine met behulp van een steriele katoenen weg).
  9. Pre steriliseren alle instrumenten die het bereide huid/onderhuids weefsel raken (gedurende 2 uur verwarmen tot 200 °C) en aseptisch hanteren.

3. SAH-inductie

  1. Op de eerste dag (D-1)
    1. Snijd een incisie van 1 cm met een dunne schaar in de achterste hals, gevolgd door de scheiding van spieren langs de middellijn om toegang te krijgen tot de cisterna magna.
    2. Snijd de punt van de lege glazen pipet met een dunne schaar. Pas je vervolgens aan een spuit aan die is aangesloten op een flexibele siliconenconnector.
    3. Breng 60 μL bloed of aCSF (respectievelijk voor SAH of sham conditie) over in een 0,5 mL buis met behulp van een precisie micropipet.
    4. Zuig in de glazen pipet de 60 μL bloed voor de SAH voorwaarde of 60 μL van aCSF voor de schijnaandoening.
    5. Installeer voor injectie de pipet op het stereotactische frame met een ring of blauwe spijker en breng de pipettepunt langzaam naar het membraan op de interface met de cisterna magna.
    6. Steek de pipetpunt langzaam door het atlanto-occipitalmembraan in de cisterna magna, met behulp van een micro-manipulator van het stereotactische frame.
    7. Sluit de pipet die eerder gevuld was met bloed of aCSF aan op de spuit die klaar is voor drukinductie.
    8. Injecteer door de zuiger met een laag tarief van ongeveer 10 μL/min te drukken, om acute intracraniale druk te voorkomen.
    9. Houd tijdens de injectie de ademhalingssnelheid en de rectale temperatuur nauwlettend in de gaten.
    10. Haal de pipet aan het einde van de injectie voorzichtig uit via de micromanipulator en zorg er visueel voor dat er geen lek is tijdens het uittrekken.
    11. Bereik hemostase met behulp van een absorbeerbare hemostat en lopen twee hechtingen met gevlochten niet-absorberende hechting draad.
    12. Onmiddellijk na de operatie, isoleren en positioneren van de muis in verval decubitus en bedek het met een overlevingdeken in een open doos voor de duur van het herstel.
  2. Tweede dag van inductie (D0)
    1. Na 24 uur anesthesie induceren (zie de stappen 1.3.2 en 1.3.3). Onderhuids 100 μL buprenorfine opnieuw injecteren (0,1 mg/kg) en droge ogen voorkomen met behulp van beschermende vloeibare gel (zie stappen 2.7 en 2.8).
    2. Installeer het dier op het stereotactische frame als de dag ervoor.
    3. Verwijder de hechtingen voorzichtig met microscissors.
    4. Bereid het atlanto-occipital membraan zoals voorheen en breng antiseptische bereiding aan op het geschoren gebied van de nek met een steriele katoenen staaf.
    5. Injecteer 30 μL bloed of aCSF met een lage snelheid (zie stap 3.1.2 tot 3.1.8). Controleer de ademhalingssnelheid en de rectale temperatuur.
    6. Neem aan het einde van de injectie de pipet voorzichtig af en controleer de afwezigheid van bloedlek tijdens de terugtrekking.
    7. Bereik hemostase en voer twee hechtingen uit met gevlochten absorbeerbare hechtdraad.

4. Postoperatieve follow-up en einde van het experiment

  1. Onmiddellijk na de operatie, isoleren en positioneren van de muis in verval decubitus met een overleving deken op zijn rug in een open doos tijdens het herstel.
  2. Weeg en observeer dagelijks het gedrag van elke muis tot het offer (bijvoorbeeld D7 na de operatie).
  3. Onder humane eindpunten wordt een aanzienlijk gewichtsverlies (>15% van het gewicht) klassiek opgemerkt. Een "gebogen rug" houding, langzame bewegingen, prostratie, abnormale vocalisaties van gekwetst en / of significant agressief gedrag zijn ook belangrijke tekenen van dierenleed. Als een van deze tekens of een combinatie van tekens verschijnt, wordt de controle van het dier versterkt binnen enkele uren na hun uiterlijk. Als het welzijn van het dier verergert of niet binnen 48 uur verbetert, zal worden aangenomen dat een niveau van ondraaglijk lijden wordt bereikt en dat euthanasie wordt uitgevoerd.
  4. Op het moment van keuze, offer verdoofde muizen door onthoofding, en oogst hersenen voor verdere analyses.
  5. Voer euthanasie uit (onthoofding) na isoflurane anesthesie (5%).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Experimentele tijdlijn, procedure, follow-up en mortaliteit
Figuur 1A en figuur 1B vatten het SAH-modelprotocol samen door een dubbele intracisternale injectie van bloed. Kortom, op de eerste dag van SAH inductie (D-1) werd 60 μL bloed dat uit een homologe muis of 60 μL kunstmatige cerebrospinale vloeistof (aCSF) werd geïnjecteerd in de cisterna magna in respectievelijk SAH of schijnaandoeningen. De volgende dag (D0), 30 μL bloed uit een homologe muis of 30 μL van aCSF werden geïnjecteerd in de cisterna magna in SAH of Sham voorwaarden, respectievelijk. Vierentwintig uur na de operatie, muis doden en hersenanalyse toegestaan om de bloedverdeling te observeren in de paravasculaire ruimtes zoals geïllustreerd in figuur 1C. Als een gevoelige indicator voor het algemeen welzijn van D1 op te offeren, het lichaamsgewicht werd dagelijks beoordeeld van de D1 naar D8 en toonde een aanzienlijke verminderde gewichtstoename in SAH in vergelijking met schijndieren van D1 tot D8(Figuur 1D), wat wijst op een langdurig herstelproces en langdurige pathologische gebeurtenissen post-SAH. Postoperatieve mortaliteit was 26,7% bij D7 met de meeste dieren die stierven op D1 of D4 na de operatie(figuur 1D). Transcardial perfusie van Indiase inkt op D5 maakte de waarneming van macroscopische CVS mogelijk, zoals geïllustreerd in figuur 1C.

Cerebrale vasospasme na SAH
Zoals getoond door El Amki et al.22, CVS van de basilaire slagader (BA), middelste cerebrale slagader (MCA) en voorste cerebrale slagader (ACA) was aanwezig in SAH model door dubbele intracisternale injectie van bloed in ACA, MCA of BA van D3 naar D10 na de operatie. Kort (Figuur 2A), na muisoffers en onthoofding, werden hersenen geoogst en post-bevestigd in 4% paraformaldehyde (PFA), en vervolgens bevroren bij -80 °C, alvorens te worden gesneden in 20 μm transversale plakjes met behulp van een cryostat. Hematoxylin en eosine kleuring werd uitgevoerd voor BA (interaurale 0,40 mm; bregma -3,40 mm), MCA (interaurale 2,58 mm; bregma -1,22 mm) en ACA (interaurale 4,90 mm; bregma 1,10 mm) om CVS-identificatie mogelijk te maken door middel van systematische beeldverwerving van gekleurde plakjes met behulp van een microscoopgemonteerde camera. Om de afwezigheid of de aanwezigheid van macroscopische CVS te evalueren, werd de verhouding tussen lumen en wanddikte berekend voor elke gekleurde slagader. Hoe lager de verhouding, hoe ernstiger is de CVS. Zo, een CVS opgetreden in BA in SAH hersenen in vergelijking met sham muis hersenen (Figuur 2B), maar ook in andere grote cerebrale slagaders (MCA, ACA, gegevens niet getoond22).

Sensitivomotor disfuncties na SAH
De meting van specifieke motortekorten, goed beschreven in dit SAH-model door El Amki et al.22 en Clavier et al.23, kan worden beschouwd als een belangrijk evaluatiecriterium van de uitkomst om specifieke therapeutische doelen te testen die deze SAH-geassocieerde langetermijneffecten reguleren. Kort (Figuur 3A), bij D6 na de operatie, werd elke muis geëvalueerd in de open-veld test gedurende 10 minuten. Door middel van de ANY-maze software versie 4.99, de afgelegde afstand en het aantal op- en overbouwen werden geregistreerd. Vierentwintig uur na de open-veldtest nam elke muis deel aan drie opeenvolgende sessies van de balkwandeltest, waarbij na een gewenningsperiode de totale looptijd, de tijd om het platform te bereiken en het aantal ritten. De resultaten werden uitgedrukt als een gemiddelde van drie sessies. Zoals blijkt uit El Amki et al.22, werden sensitivomotorische disfuncties die door de beam walking test op D10 na de operatie werden geëvalueerd, aangetoond aanwezig te zijn in het SAH-model(figuur 3B). Bij D9 werd de spontane activiteit van muizen die gedurende 10 minuten door de open veldtest werd geëvalueerd, ook aanzienlijk beïnvloed door SAH zoals gedetecteerd door de gekruiste afstand en de verticale activiteit in vergelijking met de schijntoestand(figuur 3C).

Figure 1
Figuur 1. Experimenteel ontwerp, chirurgische ingreep, bloedverdeling, macroscopische vasospasme, lichaamsgewicht en mortaliteit na SAH. (A) Schematisch diagram met het experimentele ontwerp van dit protocol. D-1 en D0 vertegenwoordigen de dagen van de operatie met een dubbele injectie van respectievelijk 60 en 30 μL aCSF (Sham) of bloed (SAH) in de cisterna magna. Van D1 tot D8 werden muizen dagelijks waargenomen en gewogen. Bij D1 werden hersenen geoogst om de bloedverdeling in paravasculaire ruimten(C)te observeren. De D6 en D7 werden gekozen als geoptimaliseerd tijdvenster voor gedragsanalyses, waaronder open veld- en balkwandelproeven. Bij D8 werden hersenen bemonsterd om CVS te evalueren, zoals macroscopisch wordt weergegeven in (C). (B) Chirurgische ingreep van bloedinjectie in de cisterna magna. Bloed werd verzameld uit halsslagader van een homologe muis. Na dierlijke voorbereiding en installatie op stereotactisch frame, werd een nek incisie uitgevoerd in de achterste nek, de achterste spieren werden gescheiden, en vervolgens de onderliggende spieren werden ontleed om een toegang tot de vasculaire membraan afbakenen de cisterna magna te openen. De pipet werd ingebracht in de cisterna magna voor de bloedinjectie. (C) Illustratie van de bloedverdeling in paravasculaire ruimten vierentwintig uur na de operatie en van macroscopische CVS na transcardiale perfusie van Indiase inkt vijf dagen na de operatie in SAH in vergelijking met sham-toestand. (D) Gewichtsevolutie van D-1 naar D8 na de operatie in Sham (n=10) en SAH C57Bl/6J (n=15) muizen. SAH muizen toonden een afname van het percentage van de gewichtstoename van D1 naar D8 in vergelijking met de sham muizen (p<0,01). ANOVA met Bonferroni's post hoc test voor meerdere vergelijkingstests. Overlevingscurve na een operatie in sham (n=10) en SAH C57Bl/6J (n=15) muizen. De gegevens werden uitgedrukt als krommen Van Kaplan Meier. SAH muizen toonden een belangrijkere mortaliteit bij D7 na de operatie in vergelijking met schijnmuizen (p<0,05). Mantel-Cox test. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 2
Figuur 2. Experimenteel ontwerp voor cerebrale vasospasmen analyse en tijdsloop van cerebrale vasospasme in basilaire slagader na SAH. aA) Schematisch diagram met het experimentele ontwerp van het protocol voor CVS-kwantificering. Na post-fixatie met 4%PFA werden bevroren hersenen serieel gesneden met behulp van een cryostat in 20 μm transversale plakjes op gelatinegecoate glazen platen. Hematoxylin en Eosin (H&E) kleuring werd uitgevoerd door hersenschijfjes met ACA, MCA en BA. Microfoto's werden verworven met behulp van een microscoop gemonteerde camera op een 200x vergroting. Lumen gebied en schip wanddikte werden gekwantificeerd met behulp van ImageJ door middel van een eenvoudige blinde methode. (B) Tijd cursus van CVS in BA na SAH. Representatieve microfoto's van H&E-vlekken die BA-morfologie (lumengebied en wanddikte) laten zien in sham- en SAH-hersenplakjes bij D7 post-SAH. Kwantificering histogrammen van lumen gebied / wanddikte verhouding tonen CVS in de BA van D3 naar D10 na de operatie (*, p<0,05). De gegevens werden uitgedrukt als gemiddelde ± SEM. n=6/voorwaarde. ANOVA met Bonferroni's post hoc test voor meerdere vergelijkingen. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 3
Figuur 3. Experimenteel ontwerp voor gedragsanalyse van langdurige sensitivomotor tekorten na SAH. (A) Schematisch diagram met het experimentele ontwerp van het gedragsanalyseprotocol na SAH. Kortom, bij D6 na de operatie werd het motorische activiteitsgedrag van muizen geëvalueerd door een open veldtest gedurende 10 minuten, waarbij de afgelegde afstand en het aantal op- en houdingen werden geregistreerd. Na een rustperiode van 24 uur werd het sensitivomotorische gedrag van muizen geëvalueerd door de balkwandeltest, waarbij de looptijd, de tijd om het perron te bereiken en het aantal ritten werden geregistreerd. (B) Van El Amki et al.22: In de balkwandeltest vertoonden SAH-muizen een toename van het aantal ritten in vergelijking met controles bij D7 (**, p<0.01), D10 (***, p<0,001) en D14 (*, p<0,05) en met schijnmuizen bij D10 (*, p<0,05). (C) Van El Amki et al.22: SAH-muizen vertoonden een verminderde afstand gekruist (*, p < 0,05) en verticale activiteit ten opzichte van Sham-muizen bij D9 (*, p< 0,01). ANOVA gevolgd door Sidak's meervoudige vergelijkingen test. De gegevens werden uitgedrukt als gemiddelde ± SEM. n=10-12/aandoening. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Ondanks de intensiteit van het onderzoek op het gebied van SAH en de ontwikkeling van therapeutische strategieën zoals endovasculaire en farmacologische behandelingsopties die in de afgelopen twintig jaar zijn toegenomen , blijft de mortaliteit hoog in de eerste week van de ziekenhuisopname en bereikt het ongeveer 50% tijdens de volgende 6 maanden24,25. Dit huidige preklinische model door dagelijkse dubbele injectie van homoloog arteriële bloed in de cisterna magna is erkend voor zijn geldigheid en de associatie met een laag sterftecijfer. Inderdaad, onder SAH knaagdier modellen, een breed scala aan sterftecijfers is gemeld: 0-16% sterfte met een enkele bloedinjectie in cisterna magn26,27,28,29,30,31,32,33,34,35, 10-33% mortaliteit met bloedinjectie in prechiasmatische scotister20,27,36,37, 16-66% sterfte in het model door endovasculaire perforatie38,39,,40,41,42,43,44,45 en 0-43% met het model door dubbele bloedinjectie in de magna 34 ,35,4635,,47,48. Het lage sterftecijfer in het model (9% of 27%, afhankelijk van de leeftijd van muizen) kan het gevolg zijn van de zwakke hoeveelheid geïnjecteerd bloed, de trage duur van de injectie en het kantelen van het dier dat gelokaliseerde druk op de hersenstam vermijdt, vergeleken met andere dubbele injectiemodellen. Bij SAH-patiënten wordt het venster van cvs-optreden klassiek gedetecteerd bij D4-D10 na de bloeding. Bij dieren worden de tijd tot het begin en de duur van cvs echter minder bestudeerd en kunnen ze variëren tussen HSA-modellen, waarschijnlijk afhankelijk van experimentele protocollen en diersoorten21.

In deze context lijkt het model hier op klinische SAH fysiopathologie in termen van SAH-geassocieerde CVS. In het algemeen, in endovasculaire perforatie model, CVS komt voor in de MCA en BA na 1 uur bij ratten40 en na 3 dagen bij muizen17. In het model door bloedinjectie in prechiasmatische reservoir, cvs voorkomen werd getoond tussen twee49 en acht dagen37 bij ratten. In het model van dubbele injectie in cisterna magna bij ratten ontwikkelt CVS zich tussen 10 minuten29 en 3 dagen31. Wij zijn de eerste om kinetische van het uiterlijk van CVS beschrijven in een muis model van SAH door dubbele injectie, tot vaststelling van CVS in de belangrijkste cerebrale slagaders (ACA, MCA en BA) sinds 3 dagen en wordt volgehouden tot de 10e dag na-SAH22, dicht bij wat wordt waargenomen bij SAH patiënten. Dit laatste model kan worden gedefinieerd als een bekwaam model van SAH, ernstig genoeg zonder mortaliteit, waardoor onderzoek van mechanismen en therapeutica gericht op CVS.

Echter, deze muis SAH model kan ook een aantal grenzen. Het eerste punt is het ontbreken van vaatwand breuk, zoals eventueel gereproduceerd in de collagenase-geïnduceerde SAH model, door vernietiging / vertering van het bloedvat basale lamina50. Wat betreft het optreden van macroscopische CVS, is verminderde cerebrale bloedstroom (CBF) in sommige hersengebieden niet systematisch gecorreleerd met neurologische uitkomst, dus CBF moet worden geëvalueerd in dit voorgestelde model van SAH. Eerdere rattenstudies met behulp van Laser Doppler Flowmetry in een SAH-model van dubbele injectie toonden de acute daling cbf aan tot 30-52% vanaf de uitgangssituatie na de eerste injectie, met een terugkeer naar de uitgangswaarde na 2 tot 3 dagen na injectie51,52,53. In overeenstemming is aangetoond door MRI een daling van CBF van 33-50% bij D3 en 27-44% bij D5 na SAH inductie in rat dubbele injectie modellen54,55. De dubbele injectie in de cisterna magna zorgt voor een voorspelbare verdeling van bloed langs de subarachnoïdale ruimte, wat vooral resulteert in bloedstolsels rond de achterste circulatie, maar kan variaties in fysiologische parameters introduceren. Om te voorkomen dat de intracraniale druk (ICP) stijgt met het volume geïnjecteerd bloed dat het ruggenmergkanaal binnenkomt, beide wat leidt tot verwarrende functionele stoornissen56, zou de keuze om een gelijkwaardig volume cerebrospinale vloeistof te verwijderen, zoals eerder gedaan in andere modellen30,51. In het model hier, sham muizen kregen een gelijkwaardig volume van aCSF of fysiologische 0,9% NaCl, afhankelijk van het experiment, uiteraard leidt tot een stijging van ICP. Een acute toename van ICP resulteert dus in een toename van 18 mmHg tot 120 mmHg27,48,53 in de enkele injectie van bloed in het cisterna magna-model, van 46 tot 107 mmHg27,37,49 in het prechiasmatische reservoirbloedinjectiemodel en van 27 tot 110 mmHg 39,40,53,57,58 in het percularforatiemodel endovas. De dubbele bloedinjectie in de Cisterna magna daarentegen werd geassocieerd met een kleinere ICP-verhoging van 60 tot 67 mmHg48,53. Bovendien zou de actie van het verwijderen van csf ook het ICP veranderen en het CB wijzigen. In het SAH-model hier was het de beslissing om csf niet te verwijderen vóór de bloedinjectie, maar om de operatie te begeleiden door middel van een procedure die bestaat uit het bevestigen van het dierhoofd vanaf 30°. Het doel is om ICP te verzachten door de bloedverdeling in de voorste circulatie toe te staan, een belangrijke en noodzakelijke stap om menselijke SAH fysiopathologie na te bootsen. Bij SAH-patiënten wordt een sterke stijging van het ICP gedetecteerd en wordt geassocieerd met een voorbijgaande mondiale cerebrale ischemie59, die waarschijnlijk bijdraagt aan een aanhoudende aantasting van de autoregulatie en vroeg neuronaal celverlies60. Echter, na de eerste gebeurtenis na de SAH, een vroege externe ventriculaire drainage wordt vaak aangenomen voor bezorgde SAH patiënten, om zwelling van de hersenen en hydrocefalie61te voorkomen. Hier kan het SAH-model met dubbele injectie niet ernstig zijn bij de eerste bloedingsgebeurtenis om de ICP-afhankelijke gevolgen bij patiënten uit te lokken, maar waarschijnlijk een aanhoudende en milde verbeterde ICP dagenlang na de SAH te reproduceren.

Bovendien was een andere ongecontroleerde parameter in het SAH-model hier de potentiële variaties van de gemiddelde arteriële bloeddruk (MABP) veroorzaakt door te snelle bloedinjectieprocedure27. Inderdaad, MABP stijgt meestal acuut na experimentele SAH om cerebrale perfusiedruk te behouden en daarna, valt tot baseline. In het SAH-model hier injecteerden we bloed of aCSF (~ 10 μL/min) met een laag tarief om deze MABP-variaties te voorkomen. Met betrekking tot de neurobiologische gebeurtenissen in dit model na te bootsen die bij mensen zijn waargenomen, toonden we eerder aan dat het model van de dubbele bloedinjectie van SAH langdurige CVS, microtrombosevorming en hersenschade induceert, inclusief defect in potentiële paravasculaire diffusie van dag 3 tot dag 10 post-SAH22. Recente gegevens die beschrijven dat CSD betrokken is bij SAH-geassocieerde DCI13, ondersteunen echter sterk het nastreven van dit soort onderzoeken in het muismodel van dubbele injectie. Dit moet wetenschappelijke doorbraken mogelijk maken voor de gunstige impact van nieuwe therapieën gericht op CSD.

Tot slot, het model van dubbele injectie van hele arteriële bloed in de cisterna magna is een gemasterd model dat het mogelijk maakt een gemakkelijke manier om de menselijke SAH fysiopathologie met inbegrip van CVS, microtropomrose, vasculaire ontsteking, neurologische tekorten en sterftecijfer na te bootsen. Het vertegenwoordigt een gevalideerd model voor het testen van nieuwe therapeutische benaderingen voor de behandeling van SAH-geassocieerde morbi-mortaliteit.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgments

Wij danken het PRIMACEN-platform (Normandie Rouen University, Frankrijk) voor beeldvormingsapparatuur en de heer Arnaud Arabo, mevrouw Julie Maucotel en mevrouw Martine Dubois, voor de huisvesting en verzorging van dieren. We danken Mevrouw Celeste Nicola voor het uitlenen van haar stem aan het filmen van het protocol. Dit werk werd ondersteund door Seinari Normandy rijpingsprogramma, Fondation AVC onder auspiciën van de FRM, Normandie Rouen University en Inserm. De regio Normandië en de Europese Unie (3R-project). Europa gaat in Normandië aan de slag met het Europees Fonds voor Regionale Ontwikkeling (EFRO).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
absorbable hemostat Ethicon Surgicel
absorbable suturing thread Ethicon Vicryl 5.0
auto-regulated electric blanket Harvard Apparatus 50-7087-F
bluetack for capillary fixation UHU Patafix
electronic balance Denver Instrument MXX-2001
glass capillaries Harvard Apparatus GC150F-15 inner diameter 0.86 mm
outer diameter 1.5 mm
isoflurane vaporizer Phymep V100
micropipette puller Sutter Instrument Company P-97
needle 26 G BD microbalance 300300
non absorbable suturing thread Peters surgical Filapeau 4.0
stereotaxic frame David Kopf instruments Model 902
surgical equipment Kent scientific clamp, microscissors, thin scissors
syringe 20 mL TERUMO Thermofisher 11866071

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Rincon, F., Rossenwasser, R. H., Dumont, A. The epidemiology of admissions of nontraumatic subarachnoid hemorrhage in the United States. Neurosurgery. 73 (2), 212-222 (2013).
  2. Sandvei, M. S., et al. Incidence and mortality of aneurysmal subarachnoid hemorrhage in two Norwegian cohorts, 1984-2007. Neurology. 77 (20), 1833-1839 (2011).
  3. van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. Subarachnoid haemorrhage. Lancet. 369 (9558), 306-318 (2007).
  4. Solenski, N. J., et al. Medical complications of aneurysmal subarachnoid hemorrhage: a report of the multicenter, cooperative aneurysm study. Participants of the Multicenter Cooperative Aneurysm Study. Critical Care Medicine. 23 (6), 1007-1017 (1995).
  5. Cahill, J., Calvert, J. W., Zhang, J. H. Mechanisms of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 26 (11), 1341-1353 (2006).
  6. Huang, J., van Gelder, J. M. The probability of sudden death from rupture of intracranial aneurysms: a meta-analysis. Neurosurgery. 51 (5), 1101-1107 (2002).
  7. Rabinstein, A. A. Secondary brain injury after aneurysmal subarachnoid haemorrhage: more than vasospasm. Lancet Neurology. 10 (7), 593-595 (2011).
  8. Kivisaari, R. P., et al. MR Imaging After Aneurysmal Subarachnoid Hemorrhage and Surgery: A Long-term Follow-up Study. American Journal of Neuroradiology. 22 (6), 1143-1148 (2001).
  9. Mayberg, M. R., et al. Guidelines for the management of aneurysmal subarachnoid hemorrhage. A statement for healthcare professionals from a special writing group of the Stroke Council, American Heart Association. Stroke. 25 (11), 2315-2328 (1994).
  10. Dankbaar, J. W., et al. Relationship between vasospasm, cerebral perfusion, and delayed cerebral ischemia after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Neuroradiology. 51 (12), 813-819 (2009).
  11. Sehba, F. A., Hou, J., Pluta, R. M., Zhang, J. H. The importance of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Progress in Neurobiology. 97 (1), 14-37 (2012).
  12. Miller, B. A., Turan, N., et al. Inflammation, vasospasm, and brain injury after subarachnoid hemorrhage. BioMed Res Int. 2014, 384342 (2014).
  13. Dreier, J. P., et al. Delayed ischaemic neurological deficits after subarachnoid haemorrhage are associated with clusters of spreading depolarizations. Brain. 129, Pt 12 3224-3237 (2006).
  14. Mayer, S., et al. Global and domain-specific cognitive impairment and outcome after subarachnoid hemorrhage. Neurology. 59 (11), 1750-1758 (2002).
  15. Al-Khindi, T., Macdonald, R. L., Schweizer, T. A. Cognitive and functional outcome after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Stroke. 41 (8), 519-536 (2010).
  16. Macdonald, R. L., et al. Randomized trial of clazosentan in patients with aneurysmal subarachnoid hemorrhage undergoing endovascular coiling. Stroke. 43 (6), 1463-1469 (2012).
  17. Parra, A., et al. Mouse model of subarachnoid hemorrhage associated cerebral vasospasm: methodological analysis. Neurological Research. 24 (5), 510-516 (2002).
  18. Schuller, K., Buhler, D., Plesnila, N. A murine model of subarachnoid hemorrhage. Journal of Visualized Experiments. (81), e50845 (2013).
  19. Lin, C. L., et al. A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm. Journal of Neuroscience Methods. 123 (1), 89-97 (2003).
  20. Sabri, M., et al. Anterior circulation mouse model of subarachnoid hemorrhage. Brain Research. 1295, 179-185 (2009).
  21. Leclerc, J. L., et al. A Comparison of Pathophysiology in Humans and Rodent Models of Subarachnoid Hemorrhage. Frontiers in Molecular Neuroscience. 11, 71 (2018).
  22. El Amki, M., et al. Long-Lasting Cerebral Vasospasm, Microthrombosis, Apoptosis and Paravascular Alterations Associated with Neurological Deficits in a Mouse Model of Subarachnoid Hemorrhage. Molecular Neurobiology. 55 (4), 2763-2779 (2018).
  23. Clavier, T., et al. Association between vasoactive peptide urotensin II in plasma and cerebral vasospasm after aneurysmal subarachnoid hemorrhage: a potential therapeutic target. Journal of Neurosurgery. , 1-11 (2018).
  24. Kundra, S., Mahendru, V., Gupta, V., Choudhary, A. K. Principles of neuroanesthesia in aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Journal of Anaesthesiology Clinical Pharmacology. 30 (3), 328-337 (2014).
  25. Schertz, M., et al. Incidence and Mortality of Spontaneous Subarachnoid Hemorrhage in Martinique. PLOS ONE. 11 (5), 0155945 (2016).
  26. Lin, C. -L., et al. A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm. Journal of Neuroscience Methods. 123 (1), 89-97 (2003).
  27. Prunell, G. F., Mathiesen, T., Diemer, N. H., Svendgaard, N. -A. Experimental subarachnoid hemorrhage: subarachnoid blood volume, mortality rate, neuronal death, cerebral blood flow, and perfusion pressure in three different rat models. Neurosurgery. 52 (1), 165-176 (2003).
  28. Turowski, B., et al. New angiographic measurement tool for analysis of small cerebral vessels: application to a subarachnoid haemorrhage model in the rat. Neuroradiology. 49 (2), 129-137 (2007).
  29. Boyko, M., et al. The neuro-behavioral profile in rats after subarachnoid hemorrhage. Brain Research. 1491, 109-116 (2013).
  30. Muñoz-Sánchez, M. Á, et al. Urotensinergic system genes in experimental subarachnoid hemorrhage. Medicina Intensiva (English Edition). 41 (8), 468-474 (2017).
  31. Delgado, T., Brismar, J., Svendgaard, N. A. Subarachnoid haemorrhage in the rat: angiography and fluorescence microscopy of the major cerebral arteries. Stroke. 16 (4), 595-602 (1985).
  32. Solomon, R. A., Antunes, J. L., Chen, R., Bland, L., Chien, S. Decrease in cerebral blood flow in rats after experimental subarachnoid hemorrhage: a new animal model. Stroke. 16 (1), 58-64 (1985).
  33. Ram, Z., Sahar, A., Hadani, M. Vasospasm due to massive subarachnoid haemorrhage-a rat model. Acta Neurochirurgica. 110 (3-4), 181-184 (1991).
  34. Glenn, T. C., et al. Subarachnoid hemorrhage induces dynamic changes in regional cerebral metabolism in rats. Journal of Neurotrauma. 19 (4), 449-466 (2002).
  35. Gules, I., Satoh, M., Clower, B. R., Nanda, A., Zhang, J. H. Comparison of three rat models of cerebral vasospasm. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283 (6), 2551-2559 (2002).
  36. Sabri, M., et al. Mechanisms of microthrombi formation after experimental subarachnoid hemorrhage. Neuroscience. 224, 26-37 (2012).
  37. Jeon, H., Ai, J., Sabri, M., Tariq, A., Macdonald, R. Learning deficits after experimental subarachnoid hemorrhage in rats. Neuroscience. 169 (4), 1805-1814 (2010).
  38. Silasi, G., Colbourne, F. Long-term assessment of motor and cognitive behaviours in the intraluminal perforation model of subarachnoid hemorrhage in rats. Behavioural Brain Researchearch. 198 (2), 380-387 (2009).
  39. Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke. 26 (6), 1086-1092 (1995).
  40. Bederson, J. B., et al. Acute vasoconstriction after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 42 (2), 352-362 (1998).
  41. Park, I. -S., et al. Subarachnoid hemorrhage model in the rat: modification of the endovascular filament model. Journal of Neuroscience Methods. 172 (2), 195-200 (2008).
  42. Vanden Bergh, W., et al. Magnetic resonance imaging in experimental subarachnoid haemorrhage. Acta Neurochirurgica. 147 (9), 977-983 (2005).
  43. Peng, J., et al. LRP1 activation attenuates white matter injury by modulating microglial polarization through Shc1/PI3K/Akt pathway after subarachnoid hemorrhage in rats. Redox Biology. 21, 101121 (2019).
  44. Okada, T., et al. Selective Toll-Like Receptor 4 Antagonists Prevent Acute Blood-Brain Barrier Disruption After Subarachnoid Hemorrhage in Mice. Molecular Neurobiology. 56 (2), 976-985 (2019).
  45. Tiebosch, I. A., et al. Progression of brain lesions in relation to hyperperfusion from subacute to chronic stages after experimental subarachnoid hemorrhage: a multiparametric MRI study. Cerebrovascular Diseases. 36 (3), 167-172 (2013).
  46. Weidauer, S., Vatter, H., Dettmann, E., Seifert, V., Zanella, F. E. Assessment of vasospasm in experimental subarachnoid hemorrhage in rats by selective biplane digital subtraction angiography. Neuroradiology. 48 (3), 176-181 (2006).
  47. Lee, J. Y., Huang, D. L., Keep, R., Sagher, O. Characterization of an improved double hemorrhage rat model for the study of delayed cerebral vasospasm. Journal of Neuroscience Methods. 168 (2), 358-366 (2008).
  48. Cai, J., et al. A novel intravital method to evaluate cerebral vasospasm in rat models of subarachnoid hemorrhage: a study with synchrotron radiation angiography. PloS one. 7 (3), 33366 (2012).
  49. Piepgras, A., Thome, C., Schmiedek, P. Characterization of an anterior circulation rat subarachnoid hemorrhage model. Stroke. 26 (12), 2347-2352 (1995).
  50. Rosenberg, G. A., Mun-Bryce, S., Wesley, M., Kornfeld, M. Collagenase-induced intracerebral hemorrhage in rats. Stroke. 21 (5), 801-807 (1990).
  51. Raslan, F., et al. A modified double injection model of cisterna magna for the study of delayed cerebral vasospasm following subarachnoid hemorrhage in rats. Experimental & Translational Stroke Medicine. 4 (1), 23 (2012).
  52. Cai, J., et al. A novel intravital method to evaluate cerebral vasospasm in rat models of subarachnoid hemorrhage: a study with synchrotron radiation angiography. PLoS One. 7 (3), 33366 (2012).
  53. Lee, J. Y., Sagher, O., Keep, R., Hua, Y., Xi, G. Comparison of experimental rat models of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 65 (2), 331-343 (2009).
  54. Guresir, E., et al. The effect of common carotid artery occlusion on delayed brain tissue damage in the rat double subarachnoid hemorrhage model. Acta Neurochir (Wien). 154 (1), 11-19 (2012).
  55. Vatter, H., et al. Time course in the development of cerebral vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage: clinical and neuroradiological assessment of the rat double hemorrhage model. Neurosurgery. 58 (6), 1190-1197 (2006).
  56. Leonardo, C. C., Robbins, S., Doré, S. Translating basic science research to clinical application: models and strategies for intracerebral hemorrhage. Frontiers in Neurology. 3, 85 (2012).
  57. Feiler, S., Friedrich, B., Schöller, K., Thal, S. C., Plesnila, N. Standardized induction of subarachnoid hemorrhage in mice by intracranial pressure monitoring. Journal of Neuroscience Methods. 190 (2), 164-170 (2010).
  58. Westermaier, T., Jauss, A., Eriskat, J., Kunze, E., Roosen, K. Acute vasoconstriction: decrease and recovery of cerebral blood flow after various intensities of experimental subarachnoid hemorrhage in rats. Journal of Neurosurgery. 110 (5), 996-1002 (2009).
  59. van Lieshout, J. H., et al. An introduction to the pathophysiology of aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Neurosurgical Review. 41 (4), 917-930 (2018).
  60. Conzen, C., et al. The Acute Phase of Experimental Subarachnoid Hemorrhage: Intracranial Pressure Dynamics and Their Effect on Cerebral Blood Flow and Autoregulation. Translational Stroke Research. 10 (5), 566-582 (2019).
  61. Connolly, E. S., et al. Guidelines for the management of aneurysmal subarachnoid hemorrhage: a guideline for healthcare professionals from the American Heart Association/american Stroke Association. Stroke. 43 (6), 1711-1737 (2012).

Tags

Neurowetenschappen Subarachnoid bloeding cisterna magna muis vasospasme dierlijk model sensitivo-motortest bloed
Dubbele directe bloedinjectie in de Cisterna Magna als model van subarachnoïdale bloeding
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Pedard, M., El Amki, M.,… More

Pedard, M., El Amki, M., Lefevre-Scelles, A., Compère, V., Castel, H. Double Direct Injection of Blood into the Cisterna Magna as a Model of Subarachnoid Hemorrhage. J. Vis. Exp. (162), e61322, doi:10.3791/61322 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter