Summary
Denna fetttäckta ötransplantationsmetod är lämplig för detektering av engraferade öar i intraperitonealhålan. I synnerhet kräver det inte användning av biobindande medel eller suturering.
Abstract
Ötransplantation är en cellulär ersättningsterapi för svår diabetes mellitus. Den intraperitoneala håligheten är vanligtvis transplantationsstället för denna procedur. Intraperitoneal ötransplantation har dock vissa begränsningar, inklusive dålig transplantationseffekt, svår transplantatdetekteringsförmåga och brist på graftektomiförmåga för analys efter transplantation. I detta dokument används "fetttäckt ötransplantation", en intraperitoneal ötransplantationsmetod som använder epididymal vit fettvävnad, för att bedöma de terapeutiska effekterna av biotekniska öar. Metodens enkelhet ligger i sådd av holmar på epididymal vit fettvävnad och användning av vävnaden för att täcka holmarna. Även om denna metod kan kategoriseras som en intraperitoneal ötransplantationsteknik, delar den egenskaper med intra-fettvävnadsötransplantation. Den fetttäckta ötransplantationsmetoden visar dock mer robusta terapeutiska effekter än vävnadstransplantation inom fettvävnad, inklusive förbättring av blodsocker- och plasmainsulinnivåer och potentialen för borttagning av transplantat. Vi rekommenderar antagandet av denna metod för att bedöma mekanismerna för ö-engraftment i vit fettvävnad och de terapeutiska effekterna av biotekniska öar.
Introduction
Ötransplantation är en cellulär ersättningsterapi för patienter med svår diabetes mellitus. Nya rapporter har visat att graden av insulinoberoende vid tre år efter transplantation förbättras upp till 44%1 och att cirka 80% av mottagarna som får mer än 600 000 totala ösekvivalenter uppnår insulinoberoende2. Dessutom, i den senaste Collaborative Islet Transplant Registry-rapporten, avslöjades att fastande blodsockernivåer bibehölls vid 60-140 mg / dL under en period av 5 år hos över 70% av patienterna som genomgick ötransplantation ensam. Studien fastställde också att cirka 90% av patienterna som fick ötransplantation ensam eller ö-transplantation efter njurtransplantation inte utvecklade några allvarliga hypoglykemiska händelser på över 5 år3.
Även om de kliniska resultaten av denna behandling har förbättrats måste vissa begränsningar fortfarande åtgärdas, inklusive behovet av att upprätta ett optimalt transplantationsställe. Levern är en typisk transplantationsplats för klinisk ötransplantation eftersom det är det största organet som rymmer en hög volym holmar. Hos vissa patienter är dock levern inte tillgänglig (t.ex. på grund av portalhypertension, hepatit och/eller cirros4) och därför andra ställen, inklusive det renala subkapsulära utrymmet5,6, omental påse 7,8,9,10, mesenteri 11, mag-tarmkanalen 12, skelettmuskulaturen 13, subkutan vävnad 13, benmärg 14 och mjälte 15 ,16,17, har övervägts som alternativa transplantationsställen.
Även om intraperitoneal ötransplantation lätt kan utföras under lokalbedövning, vilket gör det intraperitoneala hålrummet till en tilltalande plats för klinisk ötransplantation, sprids öarna vid transplantation genom hela intraperitonealhålan, vilket gör det svårt att upptäcka ö-engraftment och framgångsrik engraftmentbekräftelse. Därför är det intraperitoneala hålrummet inte allmänt erkänt som en idealisk klinisk transplantationsplats. Istället används det ofta som en kontrollmodell för prekliniska studier för att undersöka effektiviteten hos transplanterade inkapslade18 och biotekniska öar19. En exakt jämförelse mellan biotekniska och kontrollöar är dock svår att uppnå på grund av utmaningarna med att utföra en korrekt engraftmentbedömning.
Däremot har användningen av intraperitoneal vit fettvävnad i omental påse8, mesenteri och andra extrahepatiska platser rapporterats väl 10,20,21,22,23 och många av de studier som undersöker funktionen hos biotekniska öar transplanterade med vit fettvävnad kunde rapportera lovande terapeutiska resultat 20,24,25, 26. Eftersom användningen av epididymal fettvävnad underlättar detekteringen av transplanterade öar, utvecklades den "fetttäckta ötransplantationsmetoden", som använder epididymal fettvävnad, för att övervinna begränsningarna för intraperitoneal ötransplantation. I detta dokument beskrivs fetttäckt ötransplantation med epididymal fettvävnad.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Följande procedur utförs i tre steg. Det första steget inkluderar induktion av diabetes hos mottagarmössen och isolering av donatoröar. Det andra steget innebär beredning av öar före transplantation. I det tredje steget utförs ötransplantation på epididymal fettvävnad och täckning av öarna med hjälp av fettvävnaden. Därefter bedömdes de terapeutiska effekterna. Hanteringen av mössen och de experimentella procedurer som utförs i denna studie överensstämmer med '' Principles of Laboratory Animal Care '' (Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, National Institutes of Health publikation 8:e upplagan, 2011), och experimentprotokollet godkändes av Animal Care and Use Committee of Fukuoka University (godkännandenummer: 186018).
1. Kirurgisk förberedelse
- Induktion av diabetes: Inducera diabetes hos 20-25 g kroppsvikt, 8-12 veckor gamla mottagande hanmöss genom intravenös injektion av 18 mg/ml streptozotocinlösning framställd i 0,1 M citratbuffert (180 mg/kg kroppsvikt). Möss med blodsockernivåer som överstiger 400 mg / dL anses vara diabetiker. Använd diabetiska möss inom 1 vecka efter diabetesinduktion före överdriven atrofi av den epididymala vita fettvävnaden för att täcka öar.
- Öisolering: Utför murin öisolering en dag före transplantation enligt Gotohs metod27 för öisolering.
- I korthet, smälta bukspottkörtelvävnad med hjälp av kollagenaslösning. Isolera holmar genom densitetsgradientcentrifugering med en lämplig cellseparationslösning. Därefter odlas holmar över natten i en kuvös vid 22 °C och 5 %CO2 (odling vid <37 °C har rapporterats förhindra ödöd 28,29,30,31).
OBS: Hantera de renade ökulturerna i ett säkerhetsskåp. Filtrera alla lösningar som används för öisolering och odling med ett 0,22 μm filter.
2. Beredning av holmar för transplantation
- Samla lämpliga instrument och material enligt figur 1A.
- Eftersom matsmältningsenzymer som amylas och lipas kan leda till skador på de isolerade och transplanterade öarna och en förlust av holmar kan uppstå genom att fastna i förorenande fibrösa vävnader i odlingsskålen, före transplantation, använd pincett för att handplocka eventuella extraökomponenter från bukspottkörteln, inklusive acinar och fibrösa vävnader (figur 1B), under ett dissekerande mikroskop. Efter plockning, använd en cellsil för att filtrera bort enstaka acinarceller.
- Överför de filtrerade holmarna till en ny odlingsskål som innehåller lämpligt odlingsmedium eller buffertlösning (t.ex. DMEM med låg glukoshalt, RPMI1640, CMRL1066 eller HBSS) kompletterat med bovint serum eller albumin för att förhindra öfästning på plast och virvla skålen för att placera holmarna i mitten av skålen (figur 1C). Använd en P200-mikropipett och mikroskopet och välj de enskilda holmarna i ett lämpligt uppsamlingsrör (figur 1D).
- Placera en ny 40 μm cellsil ovanpå ett 50 ml plaströr (figur 1E till vänster och i mitten) och tvätta filtret med nytt medium (bild 1E till höger).
- Använd en 1000 μl pipett för att lägga till holmarna i silen för att separera holmarna och enstaka acinarceller (figur 1 F1 och figur 1F2).
OBS: De renade holmarna på cellsilen kommer att vara cirka 100% rena. - Använd pincett för att invertera silen på en ny icke-behandlad odlingsskål med storleken 60 eller 100 mm som innehåller odlingsmedium eller en lämplig buffertlösning kompletterad med bovint serum eller albumin (figur 1 F3 och figur 1F4). Använd färskt medium/buffert för att spola in holmarna i en ny odlingsrätt. Tillsätt sedan tillräckligt med medium / buffert till odlingsskålen för att nå en total volym på cirka 20 ml.
- Räkna holmarna under ett mikroskop och dela antalet holmar lika mellan enskilda 1,5 ml plastcentrifugrör enligt antalet donatordjur (figur 1G). Till exempel skulle tvåhundra, 100-200 μm ösekvivalenter (IEQ) från två möss tillsättas till var och en av två rör.
- Centrifugera holmarna vid 2 100 x g inom 1 minut vid rumstemperatur och kassera supernatanten. Omkring 20–30 μl restlösning kommer vanligtvis att finnas kvar i röret (figur 1H).
3. Ötransplantation på epididymal fettvävnad och täckning med epididymal vit fettvävnad
- Innan operationen, samla en anestesimaskin för små djur, stereomikroskop, ljuskälla, 50-200 μL mikropipett med 200 μL mikropipettspetsar, bomullspinne, en 4-0 sutureringssats och desinficerade kirurgiska instrument (Figur 2A). Autoklavera tunnbindarsaxen, ögonsaxen, jordtången, pincetten och nålhållarna. Efter autoklavering, sänk ner utrustningen i en 1% povidon-jodlösning (figur 2A). Använd bomullspinne för mobilisering av den epididymala vita fettvävnaden och för hemostas vid blödning. Använd en mikropipett med 50-200 μL tips för ötransplantation.
- Leverera anestesi till den diabetiska mottagarmusen med hjälp av ett inhalerat bedövningsmedel (2% isofluran i syre). Applicera oftalmiskt smörjmedel på båda ögonen för att förhindra torkning. Placera sedan musen i ryggläge (figur 2B till vänster) och ta bort håret från buken för att förhindra infektion med hårklippare och/eller hårborttagningskräm. Desinficera buken och inguinalområdet med minst tre alternerande omgångar av en povidon-jodlösning följt av 70% etanol (figur 2B höger). Innan operationen, bekräfta anestesidjupet via frånvaron av en tåklämreflex. Ge intraoperativt termiskt stöd med en värmedyna och använd ett kirurgiskt draperi för att säkra det sterila kirurgiska området.
- Skär huden vid det nedre medianområdet (figur 2C till vänster). Ett hudsnitt som är cirka 2 cm långt rekommenderas. Kläm fast den vänstra bukväggen med Pean -tången (atraumatiska pincett eller retraktor kan också användas) och dra vävnaden till vänster om musen för att säkra det kirurgiska fältet (figur 2C höger). Efter laparotomi, minska andelen isofluran till 1,0-1,5% för anestesiunderhåll.
- Använd en bomullspinne för att mobilisera tunn- och tjocktarmen till musens högra sida (dvs. vänster sida av operatören). Den vänstra epididymala vita fettvävnaden i bukhålan ligger i det vänstra inguinalområdet. Mobilisera den epididymala vita fettvävnaden och de vänstra testiklarna till utsidan av buken (figur 2D vänster) och sträck ut vävnaden (2D höger).
- Använd en P200-mikropipett utrustad med en 200 μL pipettspets för att samla hela volymen av öar från ett 1,5 ml rör med mild pipettering (figur 2E vänster), se till att inga holmar finns kvar i röret vid uppsamling. Låt de uppsamlade holmarna sätta sig till pipettens spets genom tyngdkraften (figur 2E till höger).
- Placera mikropipettspetsen lätt på den utspända fettvävnaden. Var noga med att förhindra överdriven spolning av mediet/bufferten i spetsen och frö försiktigt holmarna på vävnaden (figur 2F till vänster). Efter sådd, bekräfta en korrekt placering av öarna under ett dissekeringsmikroskop (figur 2F höger).
- Täck holmarna med den epididymala vita fettvävnaden (figur 2G). Användning av suturer eller biobindemedel behövs inte.
- Placera de vänstra testiklarna under den epididymala vita fettvävnaden och återför vävnaderna till intraperitonealhålan (figur 2H). Stäng huden i två lager (bukhinnan, sedan muskler och hud) med en 4-0 sutur (alla suturer som nylon eller absorberbara suturer kan användas) (Figur 2I). Injicera acetylsalicylsyra (300 mg/kg; SQ) nära såret för postoperativ analgesi. Placera sedan musen under en värmelampa och övervaka tills full återhämtning.
4. Övervakning efter ötransplantation (sammanfattning)
- Bedöm de terapeutiska effekterna av ötransplantation genom att övervaka blodsocker, glukostoleranstest och histologisk bedömning vid postoperativ dag (POD) 28.
- Övervaka blodsockret, inklusive mätningarna av blodglukos vid glukostoleranstest, med hjälp av en liten glukosmätare.
- Samla blodproverna (lite mikroliter) från svansvenen. När det gäller histologisk bedömning detekterades murininsulin (för att detektera engraferade öar) och von Willebrand-faktor (för detektion av kärl, vilket är ett bevis för ö-engraftment) i transplanterade öar i den återvunna epididymala fettvävnaden genom immunohistokemi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
För att jämföra transplantationseffekten av fetttäckt ötransplantation med den efter intraperitoneal ötransplantation implanterades samma antal öar på bukhinnan vid det vänstra parakoliska utrymmet hos kontrollmottagarens diabetesdjur. Blodsockernivåerna hos möss med fetttäckt ötransplantation observerades gradvis och signifikant minska jämfört med intraperitoneala ötransplanterade möss (p = 0,0023; Figur 3A). En månad efter transplantationen bibehölls blodsockret hos möss med fetttäckt ötransplantation på lägre nivåer än det som observerades hos intraperitoneala ötransplanterade möss enligt bedömning genom intraperitoneal glukostoleranstestning (p = 0,0046; Figur 3B). Dessutom, som vi tidigare har rapporterat, att plasmainsulinnivåerna också förbättrades efter fetttäckt ötransplantation. Återförhöjning av blodsockernivån bekräftades också. Dessa data visar att intraperitoneal fetttäckt ötransplantation med 200 IEQ kan förbättra diabetesförhållandena hos mottagarmöss avsevärt.
Histologisk undersökning utfördes också för att bedöma ö-engraftment i den epididymala vita fettvävnaden. I fetttäckta ötransplantationsmottagardjur avslöjar hematoxylin-eosinfärgning närvaron av öar i den epididymala vita fettvävnaden (figur 3C, översta bilden). Dessutom underlättade fluorescenskonjugerad antikroppsfärgning av insulinpositiva öar detektionen av von Willebrand-faktorpositiva mikrovågor i den epididymala vita fettvävnaden hos alla mottagarmöss (n = 6; Figur 3C). Däremot observerades hos intraperitoneala ötransplanterade möss inga ingraferade öar i varken den epididymala vita fettvävnaden eller bukväggen (data visas inte).
Figur 1-ABC. Beredning av öar för transplantation på epididymal fettvävnad och täckning med epididymal vit fettvävnad. A) Beredning av instrument: a. pipetthjälpmedel, b. 10 ml pipettspetsar, c. 50 ml plaströr, d. 15 ml plaströr, e. 50–200 μl (vänster) och 200–1000 μl (höger) mikropipetter, f. 1,5 ml plastcentrifugrör, g. 200 och 1000 μL mikropipettspetsar, h. medium eller buffert innehållande albumin eller fosterserum från nötkreatur (dvs. DMEM med låg glukoshalt innehållande 10 % fetalt bovint serum och 100 U/ml penicillin + 100 U/ml streptomycinlösning). och i. 40 μm cellsil. (B) Isolerade holmar med acinar (vänster: indikeras med pil) och fibrösa vävnader (höger). Skalstång = 200 μm. (C) Uppsamlade holmar i plaströret. Vänster, spridda holmar i kulturrätt. I mitten samlas holmar i mitten av kulturskålen genom att virvla. Rätt, samlade holmar i mitten av skålen. Skalstreck = 200 μm. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 1-DEF. Beredning av öar för transplantation på epididymal fettvävnad och täckning med epididymal vit fettvävnad. (D) Uppsamlade holmar (vänster) överförs till 15 ml plaströr (höger). (E) Cellsilen på 40 μm är placerad ovanpå 50 ml plaströret (vänster och mitt). Förberedd medium / buffert tillsatt till andra 50 ml plaströr för att spola öar på cellsilen i en ny odlingsskål (höger). (F) 1. Holmar uppsamlade med en 200-1000 μL mikropipett. 2. Holmar hälls i cellsilen. 3 och 4. Medium/buffert används för att spola holmar på sil i ny odlingsrätt. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 1-GH. Beredning av öar för transplantation på epididymal fettvävnad och täckning med epididymal vit fettvävnad. (G) Holmar uppdelade i 1,5 ml plastcentrifugrör beroende på antalet mottagarmöss. Här delades tvåhundra 100-200 μm ösekvivalenter (IEQ) lika i varje rör. (H) Holmar delas lika i 1,5 ml rör före centrifugering (vänster). Holmar centrifugerade för att samlas vid rörbotten (mitten). 20-30 μL supernatant förblir i röret efter kassering av överskottslösning (höger). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2-ABC. Förfarandet för ötransplantation på epididymal fettvävnad och täckning med epididymal vit fettvävnad. A) Beredning av instrument: a. anestesimaskin för små djur, b. stereomikroskop, c. ljuskälla, d. desinficerade kirurgiska instrument, e. uppdelade holmar i 1,5 ml plaströr, f. 50-200 μL mikropipetter, g. 200 μL mikropipettspetsar och h. 4-0 suturer. (B) Diabetisk mottagarmus i ryggläge under generell anestesi av 2% isofluran (vänster). Buken och inguinalområdet desinficeras med 70% etanol och täcks av en papperslabbduk (höger). (C) Huden skärs i lägre medianposition (vänster). Vänster bukvägg kläms fast av Pean-tång och dras till vänster sida av musen för att säkra kirurgiskt fält (höger). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2-DEF. Förfarandet för ötransplantation på epididymal fettvävnad och täckning med epididymal vit fettvävnad. (D) Den vänstra epididymala vita fettvävnaden och de vänstra testiklarna mobiliseras utanför buken (vänster) och utspända (höger). Skalstång = 1 cm. (E) Öar i 1,5 ml plaströr samlas helt upp med en mikropipett med 200 μL pipettspets (vänster). Samlade holmar (indikeras med pil) får helt sjunka genom tyngdkraften till pipettspetsen (höger). (F) Mikropipettspetsen lätt placerad på den utspända fettvävnaden (vänster). Ösådd (prickad cirkel) på vävnaden bekräftad genom dissekering av mikroskop (höger). Skalstreck = 1 cm. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2-GHI. Förfarandet för ötransplantation på epididymal fettvävnad och täckning med epididymal vit fettvävnad. (G) Holmar är täckta med epididymal vit fettvävnad. (H) Vänster testiklar och epididymal vit fettvävnad återvände till intraperitoneal hålighet. (I) Bild efter stängning av buken. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3. Den terapeutiska effekten av fetttäckt ötransplantation. (A) Blodsockernivån. Blå linje: fetttäckt ötransplantation (n = 6); Orange linje: intraperitoneal ötransplantation (n = 6) Statistisk analys utfördes med hjälp av upprepade måttanalys av varians och en signifikant skillnad definierades som p < 0,05. (B) Blodsockernivå från glukostoleranstest en månad efter transplantation. Blå linje: fetttäckt ötransplantation (n = 6); Orange linje: intraperitoneal ötransplantation (n = 6). Statistisk analys utfördes med hjälp av upprepade mått analys av varians och en signifikant skillnad definierades som p < 0,05. C) Histologisk bild av inristade holmar en månad efter transplantation. Översta bilden: hematoxylin-eosinfärgning; Nedre bilden: immunohistostaining för murininsulin (grönt) och von Willebrand-faktor (vWF: röd, indikerad med vit pil). Skalstreck = 100 μm. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Den fetttäckta ötransplantationsmetoden innehåller tekniker från två olika transplantationstekniker: intraperitoneal ötransplantation och intrafettvävnadsötransplantation. Eftersom ytmembranet av epididymal vit fettvävnad anses vara den vita fettvävnaden som täcks av bukhinnan och som är fäst vid epididymis, kan den fetttäckta ötransplantationsmetoden anatomiskt kategoriseras som en typ av intraperitoneal ötransplantation. Tekniken genom vilken holmarna levereras till mottagardjuret liknar dock mer de som används vid ö-transplantation av vävnad inom fett. Våra data visar att den terapeutiska effekten av den fetttäckta ötransplantationsmetoden är överlägsen den för intraperitoneal ötransplantation. Vår tidigare studie visade också att transplantationseffekten av denna metod är nästan lika stor som för renal subkapsulär ötransplantation, en metod för ötransplantation med högsta transplantationseffekt23. Det spekuleras i att nyttan av denna metod kan bero på de vidhäftningsmolekyler som finns i vita fettvävnader och adipocytokiner och som tros bidra till ö-engraftment10,23.
Storleken på den epididymala vita fettvävnaden gör att en stor volym öar kan rymmas. Däremot är gnagarens större omentum för liten för att lätt kunna innehålla och komma åt många holmar. Den enda fysiska begränsningen av epididymal vit fettvävnad som ett potentiellt experimentellt ötransplantationsställe är att det inte ger en portalcirkulation av insulin10.
Metoden är unik eftersom holmarna är täckta med fettvävnader, istället för att direkt infunderas i vävnaden. Vävnadstransplanterade öar inom fett kan drabbas av påverkan av lipotoxicitet, eftersom den försämrade insulinfunktionen hos diabetiska djur kan leda till överskott av fria fettsyror32. Denna metod kräver inte heller biobindningsmedel eller suturering för att förhindra implanterad öförlust. Som observerats i figur 3C förblir öar framgångsrikt ingraferade i fettvävnaden upp till 1 månad efter transplantation och underhåll av blodsockernivån har bekräftats efter grafektomi23. Detta fenomen kan bero på fettvävnadens förmåga att fånga öarna, som blir svåra att avskala.
Fördelarna med denna metod är att den är tekniskt enkel att utföra, möjliggör en metabolisk och histologisk bedömning av öarnas terapeutiska effekter och underlättar utvärderingen av ögen- och/eller proteinuttryck efter graftektomi. Jämfört med tidigare studier är effekten av denna metod inte sämre än för ötransplantation i epididymal vit fettvävnad 10,33,34,35,36. Det är viktigt att notera att en exakt sådd av öarna på den epididymala vita fettvävnaden utan öförlust är nödvändig för en framgångsrik engraftment. För att säkerställa framgång måste hela volymen av holmar sugas försiktigt in i mikropipettspetsen från 1,5 ml plaströret, eftersom grov och snabb pipettering kan leda till ö-vidhäftning till plaströrets väggar, vilket gör det svårt att dosera. Ö-vidhäftning är en viktig orsak till otillräcklig ösådd. Efter att ha låtit öarna sätta sig vid spetsen av mikropipettspetsen måste öarna implanteras på den epididymala fettvävnaden utan att spola. Det är viktigt att minimera fördjupningen av kolvknappen vid aspirering och dosering av holmarna för att förhindra överdriven medium/ buffertspolning av fettvävnaden. Därför är det viktigt att vänta tills öarna har aggregerats helt vid spetsen av mikropipettspetsen innan du trycker på kolvknappen på mikropipetten för implantation. Det är tillräckligt att placera spetsen lätt på fettvävnaden och bekräfta sådden av holmar på vävnaden genom ljusmikroskopi.
Sammanfattningsvis är denna metod mycket enkel, trots att den kräver flera kritiska steg för dess framgång. Vi hoppas på ett brett antagande av denna metod för att ytterligare underlätta ingreppet av ö-engraftment på vit fettvävnad och för ytterligare utvärdering av de terapeutiska effekterna av biotekniska öar.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Vi har ingen intressekonflikt.
Acknowledgments
Denna studie finansierades av ett bidrag till vetenskaplig forskning (C) (19K09839, NS) från Japans ministerium för utbildning, kultur, sport, vetenskap och teknik.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 4-0 Nylon | Alfresa | ER2004NA45-KF2 | Closing abdomen |
| Alexa 488-conjugated donkey anti-guinea pig | Jackson Immunoresearch | 706-546-148 | Secondary antibody for insulin antibody |
| Alexa 647-conjugated donkey anti-rabbit | Jackson Immunoresearch | 711-606-152 | Secondary antibody for von Willebrand factor antibody |
| DMEM, low glucose, pyruvate | ThermoFisher Scientific | 11885084 | Culturing islets, transplanting islets |
| Eosin | Fujifilm Wako Chemicals | 051-06515 | Using for staining tissue by eosin |
| Eppendorf Safe-Lock Tubes, 1.5 mL | Eppendorf | 30120086 | Collecting islets |
| Falcon 15 mL Conical Centrifuge Tubes | Corning | 352095 | Collecting islets |
| Falcon 40 µm Cell Strainer | Falcon | 352340 | Using for separating islets from other pancreatic tissue |
| Falcon 50 mL Conical Centrifuge Tubes | Corning | 352070 | Discarding excessive medium/buffer |
| Guinea pig anti-insulin | Agilent Technologies Japan, Ltd. (Dako) | IR002 | Primary antibody for murine insulin |
| Hematoxylin | Muto Pure Chemicals Co., Ltd. | 30002 | Using for staining tissue by hematoxylin |
| Isodine solution 10% | Shionogi&Co., Ltd. | no catalog number | Using for disinfection |
| Isoflurane | Fujifilm Wako Chemicals | 095-06573 | Using for anesthesia |
| Labcon 1000 µL ZapSilk Low Retention Pipette Tips | Labcon | 1177-965-008 | Using for separating islets from other pancreatic tissue |
| Labcon 200 µL ZapSilk Low Retention Pipette Tips | Labcon | 1179-965-008 | Using for seeding islets onto epididymal white adipose tissue |
| Mintsensor | Sanwa Kagaku Kenkyusho Co. Ltd., | 8AEB02E | Using for monitoring blood glucose |
| Pipetteman P-1000 | Gilson | F123602 | Using for separating islets from other pancreatic tissue |
| Pipetteman P-200 | Gilson | F123601 | Using for seeding islets onto epididymal white adipose tissue |
| Rabbit anti-vWF | Abcam | ab6994 | Primary antibody for murine von Willebrand factor |
References
- Barton, F. B., et al. Improvement in outcomes of clinical islet transplantation: 1999-2010. Diabetes Care. 35 (7), 1436-1445 (2012).
- Balamurugan, A. N., et al. Islet product characteristics and factors related to successful human islet transplantation from the Collaborative Islet Transplant Registry (CITR) 1999-2010. American Journal of Transplantation. 14 (11), 2595-2606 (2014).
- Collaborative Islet Transplant Registry. Collaborative Islet Transplant Registry. Annual Report. , (2017).
- Rajab, A., et al. Total Pancreatectomy and Islet Autotransplantation Following Treated Hepatitis C Infection. Cell Transplantation. 27 (10), 1569-1573 (2018).
- Mellgren, A., Schnell Landstrom, A. H., Petersson, B., Andersson, A. The renal subcapsular site offers better growth conditions for transplanted mouse pancreatic islet cells than the liver or spleen. Diabetologia. 29 (9), 670-672 (1986).
- Hiller, W. F., Klempnauer, J., Luck, R., Steiniger, B. Progressive deterioration of endocrine function after intraportal but not kidney subcapsular rat islet transplantation. Diabetes. 40 (1), 134-140 (1991).
- Yasunami, Y., Lacy, P. E., Finke, E. H. A new site for islet transplantation--a peritoneal-omental pouch. Transplantation. 36 (2), 181-182 (1983).
- Kin, T., Korbutt, G. S., Rajotte, R. V. Survival and metabolic function of syngeneic rat islet grafts transplanted in the omental pouch. American Journal of Transplantation. 3 (3), 281-285 (2003).
- Kasoju, N., et al. Bioengineering a pre-vascularized pouch for subsequent islet transplantation using VEGF-loaded polylactide capsules. Biomaterials Science. 8 (2), 631-647 (2020).
- Sakata, N., Yoshimatsu, G., Kodama, S. White Adipose Tissue as a Site for Islet Transplantation. Transplantology. 1 (2), 55-70 (2020).
- Osama Gaber, A., Chamsuddin, A., Fraga, D., Fisher, J., Lo, A. Insulin independence achieved using the transmesenteric approach to the portal vein for islet transplantation. Transplantation. 77 (2), 309-311 (2004).
- Fujita, M., et al. Technique of endoscopic biopsy of islet allografts transplanted into the gastric submucosal space in pigs. Cell Transplantation. 22 (12), 2335-2344 (2013).
- Sakata, N., et al. Strategy for clinical setting in intramuscular and subcutaneous islet transplantation. Diabetes/Metabolism Research and Reviews. 30 (1), 1-10 (2014).
- Cantarelli, E., et al. Transplant Site Influences the Immune Response After Islet Transplantation: Bone Marrow Versus Liver. Transplantation. 101 (5), 1046-1055 (2017).
- White, S. A., et al. The risks of total pancreatectomy and splenic islet autotransplantation. Cell Transplantation. 9 (1), 19-24 (2000).
- Itoh, T., Nishinakamura, H., Kumano, K., Takahashi, H., Kodama, S. The Spleen Is an Ideal Site for Inducing Transplanted Islet Graft Expansion in Mice. PLoS One. 12 (1), 0170899 (2017).
- Sakata, N., Yoshimatsu, G., Kodama, S. The Spleen as an Optimal Site for Islet Transplantation and a Source of Mesenchymal Stem Cells. International Journal of Molecular Sciences. 19 (5), (2018).
- Sakata, N., et al. Effect of rat-to-mouse bioartificial pancreas xenotransplantation on diabetic renal damage and survival. Pancreas. 32 (3), 249-257 (2006).
- Nagaya, M., et al. Effectiveness of bioengineered islet cell sheets for the treatment of diabetes mellitus. Journal of Surgical Research. 227, 119-129 (2018).
- Weaver, J. D., et al. Vasculogenic hydrogel enhances islet survival, engraftment, and function in leading extrahepatic sites. Science Advances. 3 (6), 1700184 (2017).
- Dufour, J. M., et al. Development of an ectopic site for islet transplantation, using biodegradable scaffolds. Tissue Engineering. 11 (9-10), 1323-1331 (2005).
- Chen, X., et al. The epididymal fat pad as a transplant site for minimal islet mass. Transplantation. 84 (1), 122-125 (2007).
- Sakata, N., et al. Mechanism of Transplanted Islet Engraftment in Visceral White Adipose Tissue. Transplantation. 104 (12), 2516-2527 (2020).
- Navarro-Requena, C., et al. PEG hydrogel containing calcium-releasing particles and mesenchymal stromal cells promote vessel maturation. Acta Biomaterialia. 67, 53-65 (2018).
- Phelps, E. A., Headen, D. M., Taylor, W. R., Thule, P. M., Garcia, A. J. Vasculogenic bio-synthetic hydrogel for enhancement of pancreatic islet engraftment and function in type 1 diabetes. Biomaterials. 34 (19), 4602-4611 (2013).
- Manzoli, V., et al. Immunoisolation of murine islet allografts in vascularized sites through conformal coating with polyethylene glycol. American Journal of Transplantation. 18 (3), 590-603 (2018).
- Gotoh, M., Maki, T., Kiyoizumi, T., Satomi, S., Monaco, A. P. An improved method for isolation of mouse pancreatic islets. Transplantation. 40 (4), 437-438 (1985).
- Brandhorst, D., Brandhorst, H., Hering, B. J., Bretzel, R. G. Long-term survival, morphology and in vitro function of isolated pig islets under different culture conditions. Transplantation. 67 (12), 1533-1541 (1999).
- Noguchi, H., et al. Low-temperature preservation of isolated islets is superior to conventional islet culture before islet transplantation. Transplantation. 89 (1), 47-54 (2010).
- Itoh, T., et al. Low temperature condition prevents hypoxia-induced islet cell damage and HMGB1 release in a mouse model. Cell Transplantation. 21 (7), 1361-1370 (2012).
- Komatsu, H., et al. Optimizing Temperature and Oxygen Supports Long-term Culture of Human Islets. Transplantation. 103 (2), 299-306 (2019).
- Unger, R. H. Lipid overload and overflow: metabolic trauma and the metabolic syndrome. Trends in Endocrinology, Metabolism. 14 (9), 398-403 (2003).
- Mao, D., et al. A macroporous heparin-releasing silk fibroin scaffold improves islet transplantation outcome by promoting islet revascularisation and survival. Acta Biomaterialia. 59, 210-220 (2017).
- Wang, K., Wang, X., Han, C. S., Chen, L. Y., Luo, Y. Scaffold-supported Transplantation of Islets in the Epididymal Fat Pad of Diabetic Mice. Journal of Visualized Experiments. (125), e54995 (2017).
- Wang, X., Wang, K., Zhang, W., Qiang, M., Luo, Y. A bilaminated decellularized scaffold for islet transplantation: Structure, properties and functions in diabetic mice. Biomaterials. 138, 80-90 (2017).
- Rios, P. D., Zhang, X., Luo, X., Shea, L. D. Mold-casted non-degradable, islet macro-encapsulating hydrogel devices for restoration of normoglycemia in diabetic mice. Biotechnology and Bioengineering. 113 (11), 2485-2495 (2016).
