Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Test d’activation basophile pour le diagnostic des allergies

Published: May 31, 2021 doi: 10.3791/62600
Automatic Translation
*1,2, *2, 2,3, 1,2,4,5
1Allergy Unit, Hospital Regional Universitario de Málaga, 2Allergy Research Group, Instituto de Investigación Biomédica de Málaga-IBIMA, 3Universidad de Málaga, Departamento de Biología celular, Genética y Fisiología, Universidad de Málaga, 4Departamento de Medicina, Universidad de Málaga, 5Nanostructures for Diagnosing and Treatment of Allergic Diseases Laboratory, Andalusian Center for Nanomedicine and Biotechnology-BIONAND
* These authors contributed equally

Summary

Le test d’activation des basophiles est un test de diagnostic in vitro complémentaire pour l’évaluation des réactions allergiques médiées par les IgE basé sur la détection de l’activation des basophiles en présence d’un stimulus spécifique par la mesure des marqueurs d’activation par cytométrie en flux.

Abstract

Le test d’activation des basophiles (MTD) est un test diagnostique in vitro complémentaire qui peut être utilisé en plus des antécédents cliniques, du test cutané (ST) et de la détermination des IgE spécifiques (IgE) dans l’évaluation des réactions allergiques médiées par les IgE aux aliments, au venin d’insecte, aux médicaments, ainsi qu’à certaines formes d’urticaire chronique. Cependant, le rôle de cette technique dans les algorithmes de diagnostic est très variable et mal déterminé.

La MTD est basée sur la détermination de la réponse basophile à l’activation des IgE de réticulation allergène/médicament par la mesure de marqueurs d’activation (tels que CD63, CD203c) par cytométrie en flux. Ce test peut être un outil utile et complémentaire pour éviter les tests de provocation contrôlés afin de confirmer le diagnostic d’allergie, en particulier chez les sujets présentant des réactions graves mettant la vie en danger. En général, l’efficacité de la MTD doit être prise en compte si i) l’allergène/médicament produit des résultats faussement positifs dans le ST; ii) il n’y a pas de source d’allergène/médicament à utiliser pour la détermination des ST ou des IgE; iii) il existe une discordance entre les antécédents du patient et la détermination des ST ou des IgE; iv) les symptômes suggèrent que le ST peut entraîner une réponse systémique; v) avant d’envisager un ECC pour confirmer l’allergène ou le médicament coupable. Les principales limites du test sont liées à une sensibilité non optimale, en particulier en cas d’allergie médicamenteuse, à la nécessité d’effectuer le test au plus tard 24 heures après l’extraction de l’échantillon et au manque de normalisation entre les laboratoires en termes de procédures, de concentrations et de marqueurs cellulaires.

Introduction

Le diagnostic d’allergie médiée par les IgE est basé sur les antécédents cliniques, les tests cutanés (ST), la quantification des IgE spécifiques du sérum (IgE) et, si cela est nécessaire et indiqué, les tests de provocation contrôlée (ECC)1,2,3,4,5,6. Cependant, les antécédents cliniques peuvent être peu fiables car il peut y avoir un manque d’informations précises, et les ST et les ECC ne sont pas des procédures sans risque qui peuvent être contre-indiquées chez les sujets présentant des réactions graves mettant la vie en danger 1,2,3,4,5,6 . Ces problèmes, ainsi que le fait que la détermination des sIgE par des immunoessais immunozymatiques validés et commerciaux n’est disponible que pour quelques allergènes et médicaments, ont mis en évidence le rôle important d’autres tests fonctionnels in vitro tels que le test d’activation des basophiles (MTD).

Les basophiles sont des cellules effectrices clés impliquées dans les réactions allergiques médiées par les IgE qui sont activées lors de la réticulation des IgE adjacentes liées aux récepteurs de haute affinité (FcεRI) à la surface des cellules après une exposition à un allergène / médicament. L’activation des basophiles déclenche la dégranulation cellulaire et la libération de médiateurs inflammatoires préformés et nouveaux synthétisés contenus dans les granules de sécrétion intracytoplasmique 7,8,9. La MTD est une méthode in vitro qui tente d’imiter l’activation des basophiles en présence d’un stimulus (allergène ou médicament) et détermine les changements dans l’expression des marqueurs d’activation des basophiles par cytométriede flux 7,10. Il existe différentes stratégies pour identifier les basophiles (IgE+, CCR3+, CRTH2+, CD203c+) et pour mesurer l’activation cellulaire (principalement la régulation positive de CD63 et CD203c) à l’aide de combinaisons d’anticorps marqués au fluorochrome 7,10. CD63, le meilleur marqueur d’activationvalidé cliniquement 11,12,13,14, est une protéine membranaire ancrée aux granules sécrétoires contenant de l’histamine qui, après activation cellulaire et fusion des granules avec la membrane, est exprimée à la surface des basophiles 15,16,17,18,19,20,21 . CD203c est un marqueur de surface qui est exprimé de manière constitutive sur les basophiles et régulé à la hausse après stimulation FcεRI, qui a également montré des résultats fiables dans BAT 15,22,23,24,25. En outre, il semble co-exprimer avec CD6326.

Au cours des dernières décennies, la MTD s’est révélée utile dans le diagnostic des réactions allergiques médiées par les IgE induites par différents déclencheurs tels que les médicaments, les aliments ou les inhalants, ainsi que dans certaines formes d’urticaire chronique, comme décrit ci-dessous. Cependant, la position de cette technique dans les algorithmes de diagnostic est très variable et mal déterminée.

Hypersensibilité aux médicaments
La MTD s’est révélée utile comme test complémentaire pour certains médicaments et patients, en particulier pour ceux qui présentent des réactions graves en raison du fait que la valeur diagnostique du ST n’est pas bien établie pour la plupart des médicaments, car elle est validée et normalisée pour un nombre limité de médicaments27,28,29,30. De plus, la quantification des IgE n’est disponible que pour un nombre limité de médicaments, avec une sensibilité inférieure à ST 27,28,29,30,31,32. Par conséquent, le diagnostic d’hypersensibilité aux médicaments repose généralement sur un test de provocation médicamenteuse, qui peut être contre-indiqué chez les sujets présentant des réactions graves mettant la vieen danger 33.

Des résultats prometteurs ont été rapportés pour l’utilisation de la MTD chez certains patients signalant des réactions d’hypersensibilité immédiate à différents médicaments tels que les bêtalactamines (BL)20,34,35,36,37,38,39, les agents bloquants neuromusculaires (AMNM)19,22,40,41,42, 43,44,45, fluoroquinolones (FQs)46,47,48,49, pyrazolones 50,51,52, produits de contraste radioactif (RCM)53,54,55,56 et composés du platine57,58,59 . On a signalé que la sensibilité et la spécificité des MTD se situaient entre 51,7 et 66,9 % et entre 89,2 et 97,8 %, respectivement; et les valeurs prédictives positives et négatives sont décrites comme variant entre 93,4 % et 66,3 %, respectivement27,31. De plus, la MTD a été proposée comme biomarqueur prédictif des réactions paroxystiques lors de la désensibilisation avec les composés du platine, car l’expression de CD203c est augmentée par rapport à CD63 chez les patients présentant un risque élevé d’effets indésirables lors de la désensibilisation au médicament57.

Il est à noter que la MTD n’est utile dans l’hypersensibilité aux médicaments que lorsque la réaction implique une dégranulation des basophiles; Par conséquent, il n’est pas utile dans les réactions résultant de l’inhibition enzymatique de la cyclooxygénase 142.

Allergie alimentaire
La MTD est apparue comme un outil de diagnostic potentiel pour les allergies alimentaires parce que la détermination des IgE sériques dans l’extrait d’allergène entier ou dans un allergène unique est souvent ambiguë, nécessitant une provocation alimentaire orale pour confirmer le diagnostic, ce qui, à l’instar de l’hypersensibilité aux médicaments, est une procédure coûteuse et non sans risque60. Plusieurs études ont montré des résultats pertinents avec le lait de vache 61,62, l’œuf61,63, le blé 64,65,66,67,68, l’arachide 63,69,70,71,72, la noisette 73,74,75,76 ,77, crustacés78, pêches 79,80,81, pomme21, céleri et carotte82,83.

La principale valeur ajoutée des MTD dans le diagnostic des allergies alimentaires par rapport aux ST et aux IgE dans le sérum est qu’elles présentent une spécificité plus élevée et une sensibilité similaire. Ainsi, la MTD est un outil utile pour différencier les patients cliniquement allergiques des sujets sensibilisés, mais tolérants, qui ont à la fois une spécificité élevée (75-100%) et une sensibilité (77-98%)63,69,84. Les valeurs de sensibilité et de spécificité dépendent de l’allergène et d’autres facteurs comme les phénotypes (p. ex. syndrome d’allergie orale par rapport à l’anaphylaxie), l’âge et les profils de sensibilisation liés à la géographie63,85.

Les MTD utilisant des composants allergènes uniques peuvent potentiellement améliorer la précision diagnostique de certains allergènes alimentaires61,80. Des études utilisent des protéines d’entreposage des semences (p. ex. Ara h 1, Ara h 2, Ara h 3 et Ara h 6 de l’arachide)86; protéines de transfert lipidique (p. ex. Pru p 3 de la pêche et Ara h 9 de l’arachide)80,86; et les homologues Bet v 1 (par exemple, Ara h 8 de l’arachide)87. D’autres utilités potentielles sont liées à l’identification de l’allergène coupable dans les cas de syndrome d’allergie pollen-alimentaire 21,87,88, d’allergie à la viande rouge 89 ou d’anaphylaxie induite par l’exercice alimentaire66.

Fait intéressant, la MTD peut fournir des informations sur la gravité et le seuil des réactions allergiques puisque les patients présentant des réactions plus graves présentent une plus grande proportion de basophiles activés, comme l’ont observé des études sur des patients allergiques aux arachides et au lait de vache 84,90,91; et les patients réagissant à des traces de l’allergène montrent une plus grande sensibilité aux basophiles 84,90,92. Ces données suggèrent que la MTD pourrait être utile pour identifier les patients allergiques à haut risque qui nécessitent un suivi plus étroit et une éducation plus intensive93. En outre, il a été rapporté que les MTD peuvent prédire les réponses de provocation alimentaire 70,91,92,94 et les seuils de réactivité90,95 pour aider à déterminer quand les aliments peuvent être (ré)introduits en toute sécurité 84. Cependant, ces résultats sont controversés dans certaines études 63,96 et d’autres recherches sont nécessaires.

D’autre part, la MTD a été utilisée pour surveiller la résolution de l’allergie alimentaire, soit naturellement, soit sous traitement immunomodulateur, au fil du temps, qui jusqu’à présent n’a été évaluée que par provocation alimentaire orale, avec les risques et les coûts associés 84,97,98,99,100,101,102,103,104,105,106 ,107 108. De plus, il a également été utilisé pour surveiller l’effet de l’omalizumab dans les allergies alimentaires, car l’activation des basophiles diminue pendant le traitement par omalizumab, mais elle augmente après l’arrêt du traitement109.

Allergie aux inhalants
La MTD est rarement bénéfique dans l’allergie aux inhalants, car le diagnostic peut être systématiquement établi par quantification des IgE et ST. Cependant, dans les cas de rhinite allergique locale (taux indétectables d’IgE et de ST négatifs avec tests de provocation nasale positifs), la MTD a permis le diagnostic dans 50% des cas110. Il a également été rapporté une corrélation entre la sensibilité basophile et la réponse aux tests de provocation nasale / bronchique, ainsi qu’entre la gravité de l’asthme et l’efficacité du traitement par omalizumab111,112.

La MTD a également été utilisée pour surveiller l’immunothérapie allergénique pour les acariens et les pollens, car la sensibilité aux basophiles diminue pendant l’immunothérapie, probablement en raison de l’interférence des anticorps IgGbloquants 113,114,115,116,117.

Allergie au venin d’hyménoptère
Le diagnostic de l’allergie au venin d’hyménoptère est systématiquement basé sur les ST et les IgE sériques. La MTD a montré une sensibilité élevée (85-100%) et une spécificité (83-100%) et elle a été rapportée utile dans les cas qui donnent des résultats équivoques ou chez les patients ayant des antécédents cliniques suggestifs d’allergie au venin mais des IgE indétectables et ST118,119 négatives. Cependant, les MTD ne semblent pas être prédictives de la gravité de ces réactions 120 121.

Jusqu’à 60% des patients présentent des IgE à la fois au venin de guêpe et d’abeille, et l’identification de l’allergène dominant est cruciale pour un traitement immunothérapeutique adéquat. Dans ces cas, la MTD a été jugée utile dans l’identification de l’allergène dominant119 122 123 124. Bien que les sIgE aux principaux allergènes des venins d’abeilles et de guêpes puissent réduire l’utilité de la MTD chez les patients présentant une double positivité aux deux venins, elle fournit des informations utiles principalement chez les sujets présentant des résultats négatifs dans les déterminations d’IgE123.

Certaines études suggèrent que la MTD pourrait être utile comme biomarqueur prédictif des effets secondaires pendant la phase d’accumulation de l’immunothérapie au venin, car il a été rapporté que cette option de traitement diminuait la sensibilité aux basophiles. Cependant, la réactivité ne diminue pas et cette utilité BAT est aujourd’hui controversée13 120 125 126 127 128 129 130.

Urticaire et œdème de Quincke
Un sous-ensemble de patients atteints d’urticaire chronique ont une physiopathologie auto-inmanne, due aux autoanticorps IgE dirigés contre les autoallergènes et aux autoanticorps IgG qui ciblent les complexes FcεRI ou IgE-FcεRI présents à la surface des mastocytes 131 132. En pratique clinique, le diagnostic de ce type d’urticaire chronique repose sur le ST autologue positif, qui présente un risque d’infection accidentelle. La MTD a été proposée comme test in vitro pour le diagnostic et le suivi des patients suspectés d’urticaire chronique. L’expression de CD63 et CD203c à la surface des basophiles a été signalée comme étant augmentée après stimulation avec des sérums de patients atteints d’urticaire chronique, montrant la détection d’autoanticorps actifs 133,134,135,136,137. Récemment, il a été rapporté que les patients atteints de MTD positive éprouvent souvent l’état pathologique le plus actif, évalué par le score d’activité de l’urticaire, et nécessitent des doses plus élevées d’antihistaminiques associés à des traitements de troisième intention (cyclosporine A ou omalizumab), par rapport à ceux ayant une MTD138 négative.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

L’exécution du protocole a été menée conformément aux principes de la Déclaration d’Helsinki et approuvée par le Comité d’éthique local (Comité de Ética para la Investigación Provincial de Málaga, Espagne). Tous les sujets ont été informés oralement de l’étude de recherche et ils ont signé le formulaire de consentement éclairé correspondant.

NOTE: Le présent protocole détaille la procédure MTD que les auteurs utilisent quotidiennement. Cependant, il ne s’agit pas d’une méthode normalisée et il existe des différences avec les procédures publiées par d’autres auteurs. Les principales modifications du protocole sont liées à l’utilisation de l’IL-3 dans le tampon de stimulation, au temps d’incubation avec le stimulus, à la méthode d’arrêt de la dégranulation des basophiles et aux stratégies de cytométrie en flux. En outre, les différents kits disponibles dans le commerce pour les MTD comprennent des protocoles spécifiques recommandés par le fabricant.

1. Préparation de l’échantillon

  1. Prélever le sang périphérique dans des tubes héparinisés de 9 mL et maintenir l’échantillon à température ambiante (RT) dans un rotor jusqu’à ce qu’il soit requis pour le protocole expérimental.
  2. Étiqueter les tubes cytométriques de 5 mL pour les témoins négatifs (2 tubes), les témoins positifs (2 tubes) et les différentes concentrations d’allergène/médicament (1 tube pour chaque concentration d’allergène/médicament testé). Placez les tubes dans une grille où les tubes s’adaptent parfaitement sans glisser.
  3. Préparer le tampon de stimulation dans de l’eau bidistillée contenant 2 % (v/v) HEPES, 78 mg/L de NaCl, 3,7 mg/L de KCl, 7,8 mg/L de CaCl 2, 3,3 mg/L de MgCl2, 1 g/L de HSA. Ajuster le pH à 7,4 et ajouter l’IL-3 à 2 ng/mL. Préparer habituellement 100 mL et diviser en aliquotes de 2,5 mL à congeler à -20 °C.
  4. Préparer des témoins positifs dans PBS-Tween-20 0,05 % (v/v) (PBS-T) : Témoin positif 1, N-Formylméthionyl-leucyl-phénylalanine (fMLP) (4 μM), pour confirmer la qualité des basophiles; Contrôle positif 2, Anti-IgE (0,05 mg / mL) en tant que témoin positif médié par les IgE.
  5. Préparer l’allergène/médicament dans le PBS-T à 2x la concentration finale désirée.
    NOTA : Les concentrations optimales d’allergènes/médicaments à utiliser doivent être préalablement déterminées à l’aide d’une large gamme de concentrations, de courbes dose-réponse et d’études de cytotoxicité suivant les mêmes étapes du protocole139.

2. Préparation du mélange de coloration

  1. Ajouter des anticorps monoclonaux marqués au fluorochrome dans le tampon de stimulation après la concentration d’anticorps recommandée par le fabricant ou par titrage antérieur des anticorps. Dans ce protocole, nous ajoutons 1 μL de chaque anticorps (CCR3-APC et CD203c-PE pour l’identification des basophiles; CD63-FITC pour l’activation des basophiles)140 par 20 μL de tampon de stimulation.
    REMARQUE: Protégez la préparation du mélange de coloration de la lumière.
  2. Ajouter 23 μL de mélange de coloration dans chaque tube.

3. Stimulation sanguine

  1. Ajouter 100 μL de PBS-T aux tubes 1 et 2 (témoin négatif), 100 μL de fMLP au tube 3, 100 μL d’anti-IgE au tube 4 et 100 μL des différentes concentrations d’allergènes/médicaments aux tubes suivants. Incuber pendant 10 min à 37 °C dans un bain thermostatique à agitation moyenne pour préchauffer les réactifs.
  2. Ajouter doucement 100 μL de sang dans chaque tube pour éviter l’hémolyse. Tubes tourbillonnants doucement et incuber pendant 25 min à 37 °C dans un bain thermostatique à agitation moyenne.
  3. Arrêter la dégranulation en maintenant les tubes à 4 °C pendant au moins 5 min.
    REMARQUE: Le protocole peut être interrompu ici à 4 ° C pendant 30-45 min si nécessaire141,142,143.

4. Érythrocytes lysant

  1. Ajouter 2 mL de 1x tampon lysant à chaque tube pour lyser les érythrocytes. Vortex chaque tube et incuber pendant 5 min à RT.
    REMARQUE: Dans cette étape, les cellules sont fixées en raison des agents fixateurs (formaldéhyde) contenus dans le tampon.
  2. Centrifuger à 300 x g à 4 °C pendant 5 min. Décanter le surnageant, renverser la grille en évier. Les cellules restent au fond des tubes.
  3. Ajouter 3 mL de PBS-T à chaque tube pour laver les cellules. Vortex chaque tube.
  4. Centrifuger à 300 x g à 4 °C pendant 5 min. Décanter le surnageant, renverser la grille en évier.
    NOTE: Conserver les échantillons à 4 °C, à l’abri de la lumière jusqu’à l’acquisition du cytomètre en flux.

5. Acquisition de la cytométrie en flux

  1. Acquérir des échantillons par cytomètre en flux (p. ex., BD FACSCalibur Flow Cytometer). Connectez le cytomètre en flux au logiciel informatique et attendez que le cytomètre soit prêt. Chargez les paramètres du modèle et de l’instrument (Tableau 1).
  2. Commencez l’acquisition d’échantillons.
  3. Utilisez les stratégies cytométriques suivantes pour la sélection des basophiles activés139.
    1. Grille les lymphocytes à partir du tracé Side Scatter (SSC) - Forward Scatter (FSC).
    2. Porte les basophiles de la population lymphocytaire sous forme de cellules CCR3 + CD203c +. Acquérir au moins 500 basophiles par tube.
    3. Affichez un tracé CCR3 - CD63 pour analyser l’activation en utilisant CD63 comme marqueur d’activation. Régler le seuil négatif CD63 à environ 2,5 % à l’aide des tubes témoins négatifs.
    4. Acquérir tous les échantillons.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

La MTD réalisée avec des allergènes ou des médicaments permet d’étudier les réactions d’hypersensibilité dépendantes des IgE. La réactivité basophile doit être mesurée à au moins deux concentrations optimales afin d’obtenir les meilleurs résultats34 et l’activation est visualisée par la régulation positive de CD63 à la surface de la cellule. Dans le cas des allergènes, de plus, pour confirmer la réactivité des basophiles, la sensibilité des basophiles doit être analysée en mesurant la réactivité à des concentrations d’allergènes décroissantes multiples114. Cette mesure permet de déterminer la concentration d’allergènes qui induit la réponse de 50 % de basophiles (CE50), qui peut être exprimée en « CD-sens »141. La mesure de l’aire sous la courbe de dose (ASC) a été récemment proposée pour évaluer à la fois la réactivité basophile et la sensibilité basophileensemble 58.

La stratégie de cytométrie en flux pour analyser les résultats des MTD est illustrée à la figure 1 et à la figure 2 et comprend les lymphocytes de contrôle du diagramme SSC-FSC (étape 1), les basophiles de la population de lymphocytes sous forme de cellules CCR3 + CD203c + (étape 2), montrant un diagramme CCR3 - CD63 pour analyser l’activation en utilisant CD63 comme marqueur d’activation (étape 3). Les figures montrent des exemples représentatifs de résultats obtenus sur les MTD pour les médicaments (figure 1) et les allergènes (figure 2).

Figure 1
Figure 1 : Analyse représentative du test d’activation des basophiles médicamenteux par cytométrie en flux. (A) Diagramme SSC-FSC pour sélectionner la population lymphocytaire+basophile. (B) Tracé CCR3-CD203c pour ouvrir les basophiles de la population lymphocytaire sous forme de cellules CCR3+CD203c. (C) Diagramme CCR3-CD63 pour analyser l’activation en utilisant CD63 comme marqueur d’activation pour le contrôle négatif, le contrôle positif et le médicament. Les valeurs affichées dans chaque panneau représentent le pourcentage de cellules. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : Analyse représentative du test d’activation des basophiles allergènes par cytométrie en flux. (A) Diagramme SSC-FSC pour sélectionner la population lymphocytaire + basophile. (B) Tracé CCR3-CD203c pour ouvrir la porte des basophiles de la population lymphocytaire sous forme de cellules CCR3+CD203c+. (C) Diagramme CCR3-CD63 pour analyser l’activation en utilisant CD63 comme marqueur d’activation montrant les résultats pour le contrôle négatif et la diminution des concentrations d’allergènes (Ara h 9). Les valeurs affichées dans chaque panneau représentent le pourcentage de cellules. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Sources lumineuses (lasers) Laser argon-ion refroidi par air Coherent SapphireTM de 488 nm; 20 mW; Laser refroidi par air JDS UniphaseTM HeNe de 633 nm; 17 mW
Longueur d’onde excitatrice de lumière Laser bleu:488 nm; Laser rouge: 633 nm
Puissance de la source lumineuse à la longueur d’onde excitatrice Laser bleu: 20 mW; Laser rouge : 17 mW
Filtres optiques SSC: 488/10; FITC: 530/30, PE:585/42, APC: 660/20
Détecteurs optiques FSC, SSC, FL1-H FITC, FL2-H PE, FL4-H APC
Détecteurs optiques laser argon-ion refroidi par air
Chemins optiques Octogone BD (ligne laser 488 nm); BD Trigons (ligne laser 633 nm)

Tableau 1 : Exigences relatives au cytomètre en flux

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

La MTD est un test de diagnostic in vitro complémentaire pour l’évaluation des réactions allergiques médiées par les IgE qui s’est avéré utile dans le diagnostic des réactions induites par différents déclencheurs tels que les médicaments, les aliments ou les inhalants, ainsi que dans certaines formes d’urticaire chronique. En général, la performance des MTD devrait être prise en compte si i) l’allergène/médicament produit des résultats faussement positifs dans le ST; ii) l’allergène ou le médicament n’est pas disponible pour être utilisé pour la quantification des ST ou des IgE; iii) il existe une discordance entre les antécédents cliniques et la détermination des ST ou des IgE; iv) les symptômes suggèrent que le ST peut induire une réaction systémique; v) avant le TDC pour la confirmation de l’allergène ou du médicament coupable10.

En ce qui concerne le protocole expérimental, il y a différents aspects importants à prendre en compte pour obtenir des échantillons de sang appropriés pour le test. Les stéroïdes systémiques 146 et les immunosuppresseurs, y compris les corticostéroïdes oraux,147 doivent être évités avant le test en raison de la diminution de la réponse basophile 146 (les antihistaminiques et les stéroïdes topiques n’affectent pas les résultats des MTD)146. Le test ne doit pas être effectué lors d’une infection ou de maladies inflammatoires chroniques actives148. L’intervalle de temps entre la réaction et l’essai ne devrait pas dépasser 1 an en raison de la négativisation signalée des taux d’IgE au fil du temps42,52,149. Le test est effectué avec du sang total frais et doit être effectué au plus tard 24 heures après l’extraction du sang150,151. Le sang doit être recueilli dans des tubes stabilisés à l’héparine parce que les basophiles ne se dégranulent pas si l’EDTA ou le dextrose au citrate acide sont utilisés comme stabilisant, bien qu’il puisse être utilisé après l’ajout de calcium152. D’autre part, le stimulus utilisé dans le test ne doit pas inclure d’excipients; Pour cette raison, des extraits d’allergènes standardisés, des allergènes recombinants ou purifiés, des ingrédients actifs purs ou des préparations médicamenteuses injectables par voie intraveineuse sont recommandés. De plus, les caractéristiques chimiques des médicaments doivent être prises en compte. Par exemple, certains médicaments sont instables en solution et doivent être fraîchement préparés avant chaque test, et d’autres sont photolabiles et doivent être effectués tout en protégeant le test de la lumière48. La toxicité et l’activation non spécifique doivent être évaluées pour chaque allergène/médicament testé et les courbes ROC avec des patients confirmés et des témoins tolérants doivent être analysés pour déterminer le seuil. Enfin, l’importance des deux contrôles positifs devrait être soulignée dans l’analyse des MTD. fMLP est un peptide bactérien qui induit l’activation des basophiles par le récepteur fMLP couplé à la protéine G. Pour cette raison, il est souvent utilisé comme contrôle positif de l’activation non médiée par les IgE16. Les anti-IgE ou les anti-FcεRI sont utilisés comme témoins positifs de l’activation des basophiles médiée par les IgE. L’absence d’activation des basophiles en présence de témoins positifs non IgE et IgE suggère une qualité insuffisante des basophiles ou des erreurs dans le protocole expérimental. En revanche, les basophiles activés par fMLP mais pas par anti-IgE ou anti-FcεRI sont désignés comme basophiles non répondeurs, étant estimé que 6 à 17% de la population générale ne répond pas à la stimulation par FcεRI dans BAT 63,84,153, bien qu’ils expriment des densités normales d’IgE de surface des cellules. La non-réponse pourrait être liée à de faibles niveaux de Syk phosphatase 154,155,156 ainsi qu’à des niveaux accrus de CD45 157. Bien que des études aient montré que les basophiles non répondeurs peuvent se transformer en répondeurs en présence d’IL-3158 dans des essais in vitro, les basophiles non répondeurs peuvent toujours être détectés dans les MTD et, dans ces cas, les résultats ne peuvent pas être pris en compte pour l’évaluation.

En ce qui concerne l’inclusion de l’IL-3, une cytokine d’amorçage basophile, il n’existe pas de consensus général. Il a été rapporté que l’utilisation de l’IL-3 améliore la réactivité des basophiles dans les MTD à base de CD63 sans induire de régulation positive de CD63 par elle-même après un court prétraitement7 159 160. Cependant, une autre étude suggère que l’IL-3 régule à la hausse l’expression de CD63 à l’inclusion161. En revanche, dans le cas des MTD à base de CD203c, des études confirment que l’amorçage de l’IL-3 améliore l’expression de CD203c en laissant les basophiles au repos, en diminuant les différences entre les basophiles non stimulés et stimulés et en diminuant la sensibilité aux MTD 159,161.

Différentes stratégies de contrôle peuvent être utilisées pour identifier la population de basophiles et analyser l’activation des basophiles par cyotmétrie de flux. Les basophiles sont des cellules à faible diffusion latérale qui peuvent être identifiées grâce à différentes options de marqueurs de sélection 162,163,164, étant un point clé qui pourrait affecter l’efficacité diagnostique de BAT165,166. La sélection des marqueurs cellulaires doit être basée sur la spécificité pour distinguer les basophiles d’autres populations cellulaires ainsi que sur l’expression des marqueurs cellulaires sur les cellules au repos et activées. Les marqueurs de sélection des basophiles les plus connus et les plus couramment utilisés sont : CD193 (CCR3) (également exprimé sur les mastocytes, les lymphocytes Th2162 et les éosinophiles), CD123 (également exprimé sur les cellules dendritiques plasmacytoïdes HLA-DR+), CD203c (exclusivement exprimé sur les basophiles et régulé à la hausse après activation des basophiles) et FcεRI (également exprimé sur les progéniteurs pluripotents des mastocytes)139. Sur la base de ces marqueurs cellulaires et en combinaison avec les SSC, les stratégies de sélection les plus courantes sont les suivantes : SSC faible CCR3+, SSC faible CCR3+CD203c+ (appliqué dans ce protocole), SSC faible CD123+HLA-DR−, SSC faible CD203c+CD123+HLA-DR−, SSC faibleFcεRI+HLA-DR− (pour exclure les cellules présentatrices d’antigènes et les monocytes 146,161 ,162 163), CD203c+CRTH2+CD3- (à l’exclusion des lymphocytes T)164, CD203c+à faibleCSSou CCR3+CD123+10,162,166, CD123+(CD3-CD14-CD19-CD20-)167,168, et SSCfaibleIgE + 169 170, bien que ce dernier ne soit pas recommandé en raison des limitations chez les patients ayant de faibles taux d’IgE. Après une sélection précise de la population de basophiles, l’activation est généralement détectée par la détection de CD63, situé dans la membrane des granules sécrétoires 16,171 dont l’expression à la surface du basophile est directement corrélée à la dégranulation des basophiles et à la libération d’histamine16,172,173. Une autre option est l’analyse de CD203c, bien que la sensibilité soit plus faible en raison de sa régulation positive par IL-3159,161, exprimée de manière constitutive sur les basophiles au repos et régulée à la hausse sur les basophiles activés.

L’activation des basophiles est détectée en mesurant le pourcentage de cellules CD63 positives (MTD à base de CD63) ou les variations de l’intensité moyenne de fluorescence (ICM) CD203c (MTD basée sur CD203c) par rapport à un témoin négatif défini comme valeur seuil pour chaque essai. Un seuil de 2,5 % de cellules CD63 positives dans le témoin négatif (cellules non stimulées) est recommandé pour déterminer les résultats les plus précis sur les MTD par rapport à un test de provocation contrôlé. La prise en compte de la positivité dépend du stimulus testé. L’activation des basophiles est considérée comme positive pour un stimulus si le pourcentage de basophiles CD63 positifs en présence du stimulus divisé par le pourcentage de basophiles CD63 positifs dans le témoin négatif est supérieur au seuil calculé par analyse de la courbe ROC des données obtenues auprès de patients allergiques confirmés et de donneurs sains.

La performance BAT permet de distinguer l’activation basophile dépendante des IgE et indépendante des IgE en analysant l’effet inhibiteur de la wortmannine (WTM)16,174,175, un inhibiteur puissant et spécifique de la phosphoinositide 3-kinase impliquée dans l’activation des basophiles médiée par les IgE. Le test d’inhibition est réalisé en incubant du sang avec WTM (1 μM) à 37 °C pendant 5 min avant l’incubation avec le stimulus. Pour confirmer que l’inhibition de la MTD avec WTM est correcte, l’inhibition de l’anti-IgE de contrôle positif mais pas du contrôle positif fMLP doit être observée.

Malheureusement, il n’y a pas de normalisation entre les différents laboratoires en termes de procédures, de concentrations et de marqueurs. De futures études multicentriques sont nécessaires pour normaliser la méthode afin de comparer les résultats entre les centres et de normaliser et valider cliniquement le test.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgments

Nous remercions Claudia Corazza pour son précieux soutien en anglais. Ce travail a été soutenu par l’Institut de Santé ''Carlos III'' (ISCIII) du MINECO (subvention cofinancée par le FEDER: « Una manera de hacer Europa »; Subventions n° PI20/01715; PI18/00095; PI17/01410; PI17/01318; PI17/01237 et RETIC ARADYAL RD16/0006/0001; Ministère régional andalou de la Santé (subventions nos PI-0127-2020, PIO-0176-2018; PE-0172-2018; PE-0039-2018; PC-0098-2017; PI-0075-2017; PI-0241-2016). ID est chercheur clinique (B-0001-2017) et AA détient un contrat postdoctoral senior (RH-0099-2020), tous deux soutenus par le ministère régional de la Santé d’Andalousie (cofinancé par ESF: « Andalucía se mueve con Europa »).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
5 mL Round Bottom Polystyrene Test Tube, without Cap, Nonsterile Corning 352008
APC anti-human CD193 (CCR3) Antibody BioLegend 310708
BD FACSCalibur Flow Cytometer BD Biosciences
Calcium chloride Sigma-Aldrich C1016
FITC anti-human CD63 Antibody BioLegend 353006
HEPES (1 M) Thermo-Fisher 15630106
Lysing Solution 10x concentrated BD Biosciences 349202
Magnesium chloride Sigma-Aldrich M8266
N-Formyl-Met-Leu-Phe Sigma-Aldrich F3506
PE anti-human CD203c (E-NPP3) Antibody BioLegend 324606
Potassium chloride Sigma-Aldrich P9541
Purified Mouse Anti-Human IgE BD Biosciences 555857
Recombinant Human IL-3 R&D Systems 203-IL
Sheath Fluid BD Biosciences 342003
Sodium chloride Sigma-Aldrich S3014
TUBE 9 mL LH Lithium Heparin Greiner Bio-One 455084
Tween 20 Sigma-Aldrich P1379

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Mayorga, C., et al. In vitro tests for drug hypersensitivity reactions: an ENDA/EAACI Drug Allergy Interest Group position paper. Allergy. 71 (8), 1103-1134 (2016).
  2. Romano, A., et al. Towards a more precise diagnosis of hypersensitivity to beta-lactams - an EAACI position paper. Allergy. 75 (6), 1300-1315 (2020).
  3. Garvey, L. H., et al. An EAACI position paper on the investigation of perioperative immediate hypersensitivity reactions. Allergy. 74 (10), 1872-1884 (2019).
  4. Gomes, E. R., et al. Drug hypersensitivity in children: report from the pediatric task force of the EAACI Drug Allergy Interest Group. Allergy. 71 (2), 149-161 (2016).
  5. Ansotegui, I. J., et al. IgE allergy diagnostics and other relevant tests in allergy, a World Allergy Organization position paper. World Allergy Organization Journal. 13 (2), 100080 (2020).
  6. Jeebhay, M. F., et al. Food processing and occupational respiratory allergy- An EAACI position paper. Allergy. 74 (10), 1852-1871 (2019).
  7. Ebo, D. G., et al. Flow-assisted allergy diagnosis: current applications and future perspectives. Allergy. 61 (9), 1028-1039 (2006).
  8. Bochner, B. S. Systemic activation of basophils and eosinophils: markers and consequences. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 106 (5), Suppl 292-302 (2000).
  9. Ghannadan, M., et al. Detection of novel CD antigens on the surface of human mast cells and basophils. International Archives of Allergy and Immunology. 127 (4), 299-307 (2002).
  10. Hoffmann, H. J., et al. The clinical utility of basophil activation testing in diagnosis and monitoring of allergic disease. Allergy. 70 (11), 1393-1405 (2015).
  11. Sainte-Laudy, J., Sabbah, A., Drouet, M., Lauret, M. G., Loiry, M. Diagnosis of venom allergy by flow cytometry. Correlation with clinical history, skin tests, specific IgE, histamine and leukotriene C4 release. Clinical & Experimental Allergy. 30 (8), 1166-1171 (2000).
  12. Sturm, G. J., et al. The CD63 basophil activation test in Hymenoptera venom allergy: a prospective study. Allergy. 59 (10), 1110-1117 (2004).
  13. Erdmann, S. M., et al. The basophil activation test in wasp venom allergy: sensitivity, specificity and monitoring specific immunotherapy. Allergy. 59 (10), 1102-1109 (2004).
  14. De Weck, A. L., et al. Diagnostic tests based on human basophils: more potentials and perspectives than pitfalls. International Archives of Allergy and Immunology. 146 (3), 177-189 (2008).
  15. Buhring, H. J., Streble, A., Valent, P. The basophil-specific ectoenzyme E-NPP3 (CD203c) as a marker for cell activation and allergy diagnosis. International Archives of Allergy and Immunology. 133 (4), 317-329 (2004).
  16. Knol, E. F., Mul, F. P., Jansen, H., Calafat, J., Roos, D. Monitoring human basophil activation via CD63 monoclonal antibody 435. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 88 (3), Pt 1 328-338 (1991).
  17. Fureder, W., Agis, H., Sperr, W. R., Lechner, K., Valent, P. The surface membrane antigen phenotype of human blood basophils. Allergy. 49 (10), 861-865 (1994).
  18. Sanz, M. L., et al. Allergen-induced basophil activation: CD63 cell expression detected by flow cytometry in patients allergic to Dermatophagoides pteronyssinus and Lolium perenne. Clinical & Experimental Allergy. 31 (7), 1007-1013 (2001).
  19. Monneret, G., et al. Monitoring of basophil activation using CD63 and CCR3 in allergy to muscle relaxant drugs. Clin Immunol. 102 (2), 192-199 (2002).
  20. Sanz, M. L., et al. Flow cytometric basophil activation test by detection of CD63 expression in patients with immediate-type reactions to betalactam antibiotics. Clinical & Experimental Allergy. 32 (2), 277-286 (2002).
  21. Ebo, D. G., et al. Flow cytometric analysis of in vitro activated basophils, specific IgE and skin tests in the diagnosis of pollen-associated food allergy. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 64 (1), 28-33 (2005).
  22. Sudheer, P. S., Hall, J. E., Read, G. F., Rowbottom, A. W., Williams, P. E. Flow cytometric investigation of peri-anaesthetic anaphylaxis using CD63 and CD203c. Anaesthesia. 60 (3), 251-256 (2005).
  23. Binder, M., Fierlbeck, G., King, T., Valent, P., Buhring, H. J. Individual hymenoptera venom compounds induce upregulation of the basophil activation marker ectonucleotide pyrophosphatase/phosphodiesterase 3 (CD203c) in sensitized patients. International Archives of Allergy and Immunology. 129 (2), 160-168 (2002).
  24. Hauswirth, A. W., et al. Recombinant allergens promote expression of CD203c on basophils in sensitized individuals. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 110 (1), 102-109 (2002).
  25. Boumiza, R., et al. Marked improvement of the basophil activation test by detecting CD203c instead of CD63. Clinical & Experimental Allergy. 33 (2), 259-265 (2003).
  26. Macglashan, D. Expression of CD203c and CD63 in human basophils: relationship to differential regulation of piecemeal and anaphylactic degranulation processes. Clinical & Experimental Allergy. 40 (9), 1365-1377 (2010).
  27. Mayorga, C., Dona, I., Perez-Inestrosa, E., Fernandez, T. D., Torres, M. J. The Value of In Vitro Tests to DiminishDrug Challenges. International Journal of Molecular Sciences. 18 (6), (2017).
  28. Brockow, K., et al. General considerations for skin test procedures in the diagnosis of drug hypersensitivity. Allergy. 57 (1), 45-51 (2002).
  29. Brockow, K., et al. Skin test concentrations for systemically administered drugs -- an ENDA/EAACI Drug Allergy Interest Group position paper. Allergy. 68 (6), 702-712 (2013).
  30. Torres, M. J., et al. Approach to the diagnosis of drug hypersensitivity reactions: similarities and differences between Europe and North America. Clinical and Translational Allergy. 7, 7 (2017).
  31. Mayorga, C., et al. In vitro tests for drug hypersensitivity reactions: an ENDA/EAACI Drug Allergy Interest Group position paper. Allergy. 71 (8), 1103-1134 (2016).
  32. Mayorga, C., et al. Controversies in drug allergy: In vitro testing. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 143 (1), 56-65 (2019).
  33. Aberer, W., et al. Drug provocation testing in the diagnosis of drug hypersensitivity reactions: general considerations. Allergy. 58 (9), 854-863 (2003).
  34. De Week, A. L., et al. Diagnosis of immediate-type beta-lactam allergy in vitro by flow-cytometric basophil activation test and sulfidoleukotriene production: a multicenter study. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 19 (2), 91-109 (2009).
  35. Abuaf, N., et al. Comparison of two basophil activation markers CD63 and CD203c in the diagnosis of amoxicillin allergy. Clinical & Experimental Allergy. 38 (6), 921-928 (2008).
  36. Torres, M. J., et al. The diagnostic interpretation of basophil activation test in immediate allergic reactions to betalactams. Clinical & Experimental Allergy. 34 (11), 1768-1775 (2004).
  37. Torres, M. J., et al. Clavulanic acid can be the component in amoxicillin-clavulanic acid responsible for immediate hypersensitivity reactions. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 125 (2), 502-505 (2010).
  38. Eberlein, B., et al. A new basophil activation test using CD63 and CCR3 in allergy to antibiotics. Clinical & Experimental Allergy. 40 (3), 411-418 (2010).
  39. Sanchez-Morillas, L., et al. Selective allergic reactions to clavulanic acid: a report of 9 cases. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 126 (1), 177-179 (2010).
  40. Leysen, J., et al. Allergy to rocuronium: from clinical suspicion to correct diagnosis. Allergy. 66 (8), 1014-1019 (2011).
  41. Ebo, D. G., et al. Flow-assisted diagnostic management of anaphylaxis from rocuronium bromide. Allergy. 61 (8), 935-939 (2006).
  42. Kvedariene, V., et al. Diagnosis of neuromuscular blocking agent hypersensitivity reactions using cytofluorimetric analysis of basophils. Allergy. 61 (3), 311-315 (2006).
  43. Hagau, N., Gherman-Ionica, N., Sfichi, M., Petrisor, C. Threshold for basophil activation test positivity in neuromuscular blocking agents hypersensitivity reactions. Allergy Asthma Clin Immunol. 9 (1), 42 (2013).
  44. Uyttebroek, A. P., et al. Flowcytometric diagnosis of atracurium-induced anaphylaxis. Allergy. 69 (10), 1324-1332 (2014).
  45. Abuaf, N., et al. Validation of a flow cytometric assay detecting in vitro basophil activation for the diagnosis of muscle relaxant allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 104 (2), Pt 1 411-418 (1999).
  46. Aranda, A., et al. In vitro evaluation of IgE-mediated hypersensitivity reactions to quinolones. Allergy. 66 (2), 247-254 (2011).
  47. Fernandez, T. D., et al. Hypersensitivity to fluoroquinolones: The expression of basophil activation markers depends on the clinical entity and the culprit fluoroquinolone. Medicine (Baltimore). 95 (23), 3679 (2016).
  48. Mayorga, C., et al. Fluoroquinolone photodegradation influences specific basophil activation. International Archives of Allergy and Immunology. 160 (4), 377-382 (2013).
  49. Rouzaire, P., et al. Negativity of the basophil activation test in quinolone hypersensitivity: a breakthrough for provocation test decision-making. International Archives of Allergy and Immunology. 157 (3), 299-302 (2012).
  50. Hagau, N., Longrois, D., Petrisor, C. Threshold for positivity and optimal dipyrone concentration in flow cytometry-assisted basophil activation test. Allergy, Asthma & Immunology Research. 5 (6), 383-388 (2013).
  51. Gamboa, P. M., et al. Use of CD63 expression as a marker of in vitro basophil activation and leukotriene determination in metamizol allergic patients. Allergy. 58 (4), 312-317 (2003).
  52. Gomez, E., et al. Immunoglobulin E-mediated immediate allergic reactions to dipyrone: value of basophil activation test in the identification of patients. Clinical & Experimental Allergy. 39 (8), 1217-1224 (2009).
  53. Pinnobphun, P., Buranapraditkun, S., Kampitak, T., Hirankarn, N., Klaewsongkram, J. The diagnostic value of basophil activation test in patients with an immediate hypersensitivity reaction to radiocontrast media. Annals of Allergy, Asthma & Immunology. 106 (5), 387-393 (2011).
  54. Salas, M., et al. Diagnosis of immediate hypersensitivity reactions to radiocontrast media. Allergy. 68 (9), 1203-1206 (2013).
  55. Chirumbolo, S. Basophil activation test (BAT) in the diagnosis of immediate hypersensitivity reactions to radiocontrast media. Allergy. 68 (12), 1627-1628 (2013).
  56. Dona, I., et al. Hypersensitivity Reactions to Multiple Iodinated Contrast Media. Frontiers in Pharmacology. 11, 575437 (2020).
  57. Giavina-Bianchi, P., Galvao, V. R., Picard, M., Caiado, J., Castells, M. C. Basophil Activation Test is a Relevant Biomarker of the Outcome of Rapid Desensitization in Platinum Compounds-Allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 5 (3), 728-736 (2017).
  58. Iwamoto, T., et al. Evaluation of basophil CD203c as a predictor of carboplatin-related hypersensitivity reaction in patients with gynecologic cancer. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 35 (9), 1487-1495 (2012).
  59. Iwamoto, T., et al. Carboplatin-induced severe hypersensitivity reaction: role of IgE-dependent basophil activation and FcepsilonRI. Cancer Science. 105 (11), 1472-1479 (2014).
  60. Muraro, A., et al. EAACI food allergy and anaphylaxis guidelines: diagnosis and management of food allergy. Allergy. 69 (8), 1008-1025 (2014).
  61. Sato, S., et al. Basophil activation marker CD203c is useful in the diagnosis of hen's egg and cow's milk allergies in children. International Archives of Allergy and Immunology. 152, Suppl 1 54-61 (2010).
  62. Ciepiela, O., et al. Basophil activation test based on the expression of CD203c in the diagnostics of cow milk allergy in children. European Journal of Medical Research. 15, Suppl 2 21-26 (2010).
  63. Ocmant, A., et al. Basophil activation tests for the diagnosis of food allergy in children. Clinical & Experimental Allergy. 39 (8), 1234-1245 (2009).
  64. Carroccio, A., et al. A comparison between two different in vitro basophil activation tests for gluten- and cow's milk protein sensitivity in irritable bowel syndrome (IBS)-like patients. Clinical Chemistry and Laboratory Medicine. 51 (6), 1257-1263 (2013).
  65. Tokuda, R., et al. Antigen-induced expression of CD203c on basophils predicts IgE-mediated wheat allergy. Allergology International. 58 (2), 193-199 (2009).
  66. Chinuki, Y., et al. CD203c expression-based basophil activation test for diagnosis of wheat-dependent exercise-induced anaphylaxis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 129 (5), 1404-1406 (2012).
  67. Carroccio, A., et al. Non-celiac wheat sensitivity diagnosed by double-blind placebo-controlled challenge: exploring a new clinical entity. Am J Gastroenterol. 107 (12), 1898-1906 (2012).
  68. Carroccio, A., et al. A cytologic assay for diagnosis of food hypersensitivity in patients with irritable bowel syndrome. Clin Gastroenterol Hepatol. 8 (3), 254-260 (2010).
  69. Santos, A. F., et al. Basophil activation test discriminates between allergy and tolerance in peanut-sensitized children. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 134 (3), 645-652 (2014).
  70. Glaumann, S., et al. Basophil allergen threshold sensitivity, CD-sens, IgE-sensitization and DBPCFC in peanut-sensitized children. Allergy. 67 (2), 242-247 (2012).
  71. Javaloyes, G., et al. Performance of different in vitro techniques in the molecular diagnosis of peanut allergy. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 22 (7), 508-513 (2012).
  72. Glaumann, S., Nopp, A., Johansson, S. G., Borres, M. P., Nilsson, C. Oral peanut challenge identifies an allergy but the peanut allergen threshold sensitivity is not reproducible. PLoS One. 8 (1), 53465 (2013).
  73. Elizur, A., et al. NUT Co Reactivity - ACquiring Knowledge for Elimination Recommendations (NUT CRACKER) study. Allergy. 73 (3), 593-601 (2018).
  74. Cucu, T., De Meulenaer, B., Bridts, C., Devreese, B., Ebo, D. Impact of thermal processing and the Maillard reaction on the basophil activation of hazelnut allergic patients. Food Chem Toxicol. 50 (5), 1722-1728 (2012).
  75. Worm, M., et al. Impact of native, heat-processed and encapsulated hazelnuts on the allergic response in hazelnut-allergic patients. Clinical & Experimental Allergy. 39 (1), 159-166 (2009).
  76. Brandstrom, J., et al. Basophil allergen threshold sensitivity and component-resolved diagnostics improve hazelnut allergy diagnosis. Clinical & Experimental Allergy. 45 (9), 1412-1418 (2015).
  77. Lotzsch, B., Dolle, S., Vieths, S., Worm, M. Exploratory analysis of CD63 and CD203c expression in basophils from hazelnut sensitized and allergic individuals. Clinical and Translational Allergy. 6, 45 (2016).
  78. Ebo, D. G., Bridts, C. H., Hagendorens, M. M., De Clerck, L. S., Stevens, W. J. Scampi allergy: from fancy name-giving to correct diagnosis. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 18 (3), 228-230 (2008).
  79. Gamboa, P. M., et al. Component-resolved in vitro diagnosis in peach-allergic patients. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 19 (1), 13-20 (2009).
  80. Gamboa, P. M., et al. Two different profiles of peach allergy in the north of Spain. Allergy. 62 (4), 408-414 (2007).
  81. Diaz-Perales, A., et al. Recombinant Pru p 3 and natural Pru p 3, a major peach allergen, show equivalent immunologic reactivity: a new tool for the diagnosis of fruit allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 111 (3), 628-633 (2003).
  82. Erdmann, S. M., Heussen, N., Moll-Slodowy, S., Merk, H. F., Sachs, B. CD63 expression on basophils as a tool for the diagnosis of pollen-associated food allergy: sensitivity and specificity. Clinical & Experimental Allergy. 33 (5), 607-614 (2003).
  83. Erdmann, S. M., et al. In vitro analysis of birch-pollen-associated food allergy by use of recombinant allergens in the basophil activation test. International Archives of Allergy and Immunology. 136 (3), 230-238 (2005).
  84. Rubio, A., et al. Benefit of the basophil activation test in deciding when to reintroduce cow's milk in allergic children. Allergy. 66 (1), 92-100 (2011).
  85. Decuyper, I. i, et al. Performance of basophil activation test and specific IgG4 as diagnostic tools in nonspecific lipid transfer protein allergy: Antwerp-Barcelona comparison. Allergy. 75 (3), 616-624 (2020).
  86. Mayorga, C., et al. Basophil response to peanut allergens in Mediterranean peanut-allergic patients. Allergy. 69 (7), 964-968 (2014).
  87. Glaumann, S., et al. Evaluation of basophil allergen threshold sensitivity (CD-sens) to peanut and Ara h 8 in children IgE-sensitized to Ara h 8. Clinical and Molecular Allergy. 13 (1), 5 (2015).
  88. Wolbing, F., et al. The clinical relevance of birch pollen profilin cross-reactivity in sensitized patients. Allergy. 72 (4), 562-569 (2017).
  89. Commins, S. P., et al. Delayed clinical and ex vivo response to mammalian meat in patients with IgE to galactose-alpha-1,3-galactose. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 134 (1), 108-115 (2014).
  90. Santos, A. F., et al. Distinct parameters of the basophil activation test reflect the severity and threshold of allergic reactions to peanut. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 135 (1), 179-186 (2015).
  91. Song, Y., et al. Correlations between basophil activation, allergen-specific IgE with outcome and severity of oral food challenges. Annals of Allergy, Asthma & Immunology. 114 (4), 319-326 (2015).
  92. Chinthrajah, R. S., et al. Development of a tool predicting severity of allergic reaction during peanut challenge. Annals of Allergy, Asthma & Immunology. 121 (1), 69-76 (2018).
  93. Santos, A. F., Shreffler, W. G. Road map for the clinical application of the basophil activation test in food allergy. Clinical & Experimental Allergy. 47 (9), 1115-1124 (2017).
  94. Santos, A. F., et al. Biomarkers of severity and threshold of allergic reactions during oral peanut challenges. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 146 (2), 344-355 (2020).
  95. Reier-Nilsen, T., et al. Predicting reactivity threshold in children with anaphylaxis to peanut. Clinical & Experimental Allergy. 48 (4), 415-423 (2018).
  96. Chapuis, A., et al. h 2 basophil activation test does not predict clinical reactivity to peanut. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 6 (5), 1772-1774 (2018).
  97. Patil, S. U., et al. Early decrease in basophil sensitivity to Ara h 2 precedes sustained unresponsiveness after peanut oral immunotherapy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 144 (5), 1310-1319 (2019).
  98. Chinthrajah, R. S., et al. Sustained outcomes in oral immunotherapy for peanut allergy (POISED study): a large, randomised, double-blind, placebo-controlled, phase 2 study. Lancet. 394 (10207), 1437-1449 (2019).
  99. Kim, E. H., et al. Long-term sublingual immunotherapy for peanut allergy in children: Clinical and immunologic evidence of desensitization. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 144 (5), 1320-1326 (2019).
  100. Tsai, M., Mukai, K., Chinthrajah, R. S., Nadeau, K. C., Galli, S. J. Sustained successful peanut oral immunotherapy associated with low basophil activation and peanut-specific IgE. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 145 (3), 885-896 (2020).
  101. Nachshon, L., et al. Efficacy and Safety of Sesame Oral Immunotherapy-A Real-World, Single-Center Study. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 7 (8), 2775-2781 (2019).
  102. Goldberg, M. R., et al. Efficacy of baked milk oral immunotherapy in baked milk-reactive allergic patients. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 136 (6), 1601-1606 (2015).
  103. Keet, C. A., et al. The safety and efficacy of sublingual and oral immunotherapy for milk allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 129 (2), 448-455 (2012).
  104. Matsui, T., et al. Changes in passively-sensitized basophil activation to alphaS1-casein after oral immunotherapy. Immunity, Inflammation and Disease. 8 (2), 188-197 (2020).
  105. Giavi, S., et al. Oral immunotherapy with low allergenic hydrolysed egg in egg allergic children. Allergy. 71 (11), 1575-1584 (2016).
  106. Jones, S. M., et al. Clinical efficacy and immune regulation with peanut oral immunotherapy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 124 (2), 292-300 (2009).
  107. Burks, A. W., et al. Oral immunotherapy for treatment of egg allergy in children. New England Journal of Medicine. 367 (3), 233-243 (2012).
  108. Elizur, A., et al. Clinical and laboratory 2-year outcome of oral immunotherapy in patients with cow's milk allergy. Allergy. 71 (2), 275-278 (2016).
  109. Gernez, Y., et al. Basophil CD203c levels are increased at baseline and can be used to monitor omalizumab treatment in subjects with nut allergy. International Archives of Allergy and Immunology. 154 (4), 318-327 (2011).
  110. Gomez, E., et al. Role of the basophil activation test in the diagnosis of local allergic rhinitis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 132 (4), 975-976 (2013).
  111. Nopp, A., et al. Basophil allergen threshold sensitivity: a useful approach to anti-IgE treatment efficacy evaluation. Allergy. 61 (3), 298-302 (2006).
  112. Dahlen, B., et al. Basophil allergen threshold sensitivity, CD-sens, is a measure of allergen sensitivity in asthma. Clinical & Experimental Allergy. 41 (8), 1091-1097 (2011).
  113. Lalek, N., Kosnik, M., Silar, M., Korosec, P. Immunoglobulin G-dependent changes in basophil allergen threshold sensitivity during birch pollen immunotherapy. Clinical & Experimental Allergy. 40 (8), 1186-1193 (2010).
  114. Schmid, J. M., Wurtzen, P. A., Dahl, R., Hoffmann, H. J. Early improvement in basophil sensitivity predicts symptom relief with grass pollen immunotherapy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 134 (3), 741-744 (2014).
  115. Sharif, H., et al. Immunologic mechanisms of a short-course of Lolium perenne peptide immunotherapy: A randomized, double-blind, placebo-controlled trial. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 144 (3), 738-749 (2019).
  116. Kim, S. H., et al. Changes in basophil activation during immunotherapy with house dust mite and mugwort in patients with allergic rhinitis. Asia Pacific Allergy. 8 (1), 6 (2018).
  117. Feng, M., et al. Allergen Immunotherapy-Induced Immunoglobulin G4 Reduces Basophil Activation in House Dust Mite-Allergic Asthma Patients. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 30 (2020).
  118. Korosec, P., et al. Clinical routine utility of basophil activation testing for diagnosis of hymenoptera-allergic patients with emphasis on individuals with negative venom-specific IgE antibodies. International Archives of Allergy and Immunology. 161 (4), 363-368 (2013).
  119. Ebo, D. G., Hagendorens, M. M., Bridts, C. H., De Clerck, L. S., Stevens, W. J. Hymenoptera venom allergy: taking the sting out of difficult cases. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 17 (6), 357-360 (2007).
  120. Ebo, D. G., et al. Flow-assisted quantification of in vitro activated basophils in the diagnosis of wasp venom allergy and follow-up of wasp venom immunotherapy. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 72 (3), 196-203 (2007).
  121. Ott, H., Tenbrock, K., Baron, J., Merk, H., Lehmann, S. Basophil activation test for the diagnosis of hymenoptera venom allergy in childhood: a pilot study. Klin Padiatr. 223 (1), 27-32 (2011).
  122. Eberlein-Konig, B., Rakoski, J., Behrendt, H., Ring, J. Use of CD63 expression as marker of in vitro basophil activation in identifying the culprit in insect venom allergy. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 14 (1), 10-16 (2004).
  123. Eberlein, B., Krischan, L., Darsow, U., Ollert, M., Ring, J. Double positivity to bee and wasp venom: improved diagnostic procedure by recombinant allergen-based IgE testing and basophil activation test including data about cross-reactive carbohydrate determinants. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 130 (1), 155-161 (2012).
  124. Sturm, G. J., et al. Inconsistent results of diagnostic tools hamper the differentiation between bee and vespid venom allergy. PLoS One. 6 (6), 20842 (2011).
  125. Zitnik, S. E., et al. Monitoring honeybee venom immunotherapy in children with the basophil activation test. Pediatric Allergy and Immunology. 23 (2), 166-172 (2012).
  126. Kosnik, M., Silar, M., Bajrovic, N., Music, E., Korosec, P. High sensitivity of basophils predicts side-effects in venom immunotherapy. Allergy. 60 (11), 1401-1406 (2005).
  127. Celesnik, N., et al. Short-term venom immunotherapy induces desensitization of FcepsilonRI-mediated basophil response. Allergy. 67 (12), 1594-1600 (2012).
  128. Nullens, S., et al. Basophilic histamine content and release during venom immunotherapy: insights by flow cytometry. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 84 (3), 173-178 (2013).
  129. Bidad, K., Nawijn, M. C., Van Oosterhout, A. J., Van Der Heide, S., Elberink, J. N. Basophil activation test in the diagnosis and monitoring of mastocytosis patients with wasp venom allergy on immunotherapy. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 86 (3), 183-190 (2014).
  130. Eberlein-Konig, B., Schmidt-Leidescher, C., Behrendt, H., Ring, J. Predicting side-effects in venom immunotherapy by basophil activation. Allergy. 61 (7), 897 (2006).
  131. Kikuchi, Y., Kaplan, A. P. Mechanisms of autoimmune activation of basophils in chronic urticaria. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 107 (6), 1056-1062 (2001).
  132. Huston, D. P., Sabato, V. Decoding the Enigma of Urticaria and Angioedema. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 6 (4), 1171-1175 (2018).
  133. Netchiporouk, E., et al. Positive CD63 Basophil Activation Tests Are Common in Children with Chronic Spontaneous Urticaria and Linked to High Disease Activity. International Archives of Allergy and Immunology. 171 (2), 81-88 (2016).
  134. Irinyi, B., et al. Extended diagnostic value of autologous serum skin test and basophil CD63 expression assay in chronic urticaria. British Journal of Dermatology. 168 (3), 656-658 (2013).
  135. Chen, Q., et al. Basophil CD63 expression in chronic spontaneous urticaria: correlation with allergic sensitization, serum autoreactivity and basophil reactivity. Journal of the European Academy of Dermatology and Venereology. 31 (3), 463-468 (2017).
  136. Wedi, B., Novacovic, V., Koerner, M., Kapp, A. Chronic urticaria serum induces histamine release, leukotriene production, and basophil CD63 surface expression--inhibitory effects ofanti-inflammatory drugs. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 105 (3), 552-560 (2000).
  137. Yasnowsky, K. M., et al. Chronic urticaria sera increase basophil CD203c expression. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 117 (6), 1430-1434 (2006).
  138. Curto-Barredo, L., et al. Basophil Activation Test identifies the patients with Chronic Spontaneous Urticaria suffering the most active disease. Immunity, Inflammation and Disease. 4 (4), 441-445 (2016).
  139. Santos, A. F., Alpan, O., Hoffmann, H. J. Basophil activation test: Mechanisms and considerations for use in clinical trials and clinical practice. Allergy. , (2021).
  140. Boumiza, R., Debard, A. L., Monneret, G. The basophil activation test by flow cytometry: recent developments in clinical studies, standardization and emerging perspectives. Clinical and Molecular Allergy. 3, 9 (2005).
  141. Aljadi, Z., et al. Activation of basophils is a new and sensitive marker of biocompatibility in hemodialysis. Artif Organs. 38 (11), 945-953 (2014).
  142. Rasmussen, P., Spillner, E., Hoffmann, H. J. Inhibiting phosphatase SHIP-1 enhances suboptimal IgE-mediated activation of human blood basophils but inhibits IgE-mediated activation of cultured human mast cells. Immunology Letters. 210, 40-46 (2019).
  143. Mueller-Wirth, N., et al. IgE-mediated chlorhexidine allergy-Cross-reactivity with other biguanide disinfectants. Allergy. 75 (12), 3237-3247 (2020).
  144. Johansson, S. G., et al. Passive IgE-sensitization by blood transfusion. Allergy. 60 (9), 1192-1199 (2005).
  145. Ariza, A., et al. Basophil activation after nonsteroidal anti-inflammatory drugs stimulation in patients with immediate hypersensitivity reactions to these drugs. Cytometry A. 85 (5), 400-407 (2014).
  146. Sturm, G. J., et al. The basophil activation test in the diagnosis of allergy: technical issues and critical factors. Allergy. 64 (9), 1319-1326 (2009).
  147. Iqbal, K., Bhargava, K., Skov, P. S., Falkencrone, S., Grattan, C. E. A positive serum basophil histamine release assay is a marker for ciclosporin-responsiveness in patients with chronic spontaneous urticaria. Clinical and Translational Allergy. 2 (1), 19 (2012).
  148. Korosec, P., et al. high-affinity IgE receptors, and CCL2 in human anaphylaxis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 140 (3), 750-758 (2017).
  149. Fernandez, T. D., et al. Negativization rates of IgE radioimmunoassay and basophil activation test in immediate reactions to penicillins. Allergy. 64 (2), 242-248 (2009).
  150. Kwok, M., Lack, G., Santos, A. F. Improved standardisation of the whole blood basophil activation test to peanut. Clinical and Translational Allergy. 8 (26), Suppl 2 15-16 (2017).
  151. Mukai, K., et al. Assessing basophil activation by using flow cytometry and mass cytometry in blood stored 24 hours before analysis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 139 (3), 889-899 (2017).
  152. Sousa, N., Martinez-Aranguren, R., Fernandez-Benitez, M., Ribeiro, F., Sanz, M. L. Comparison of basophil activation test results in blood preserved in acid citrate dextrose and EDTA. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 20 (6), 535-536 (2010).
  153. Knol, E. F., Koenderman, L., Mul, F. P., Verhoeven, A. J., Roos, D. Differential activation of human basophils by anti-IgE and formyl-methionyl-leucyl-phenylalanine. Indications for protein kinase C-dependent and -independent activation pathways. European Journal of Immunology. 21 (4), 881-885 (1991).
  154. Macglashan, D. W. Basophil activation testing. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 132 (4), 777-787 (2013).
  155. Macglashan, D., Moore, G., Muchhal, U. Regulation of IgE-mediated signalling in human basophils by CD32b and its role in Syk down-regulation: basic mechanisms in allergic disease. Clinical & Experimental Allergy. 44 (5), 713-723 (2014).
  156. Macglashan, D. Subthreshold desensitization of human basophils re-capitulates the loss of Syk and FcepsilonRI expression characterized by other methods of desensitization. Clinical & Experimental Allergy. 42 (7), 1060-1070 (2012).
  157. Grochowy, G., Hermiston, M. L., Kuhny, M., Weiss, A., Huber, M. Requirement for CD45 in fine-tuning mast cell responses mediated by different ligand-receptor systems. Cell Signaling. 21 (8), 1277-1286 (2009).
  158. Schroeder, J. T., Chichester, K. L., Bieneman, A. P. Human basophils secrete IL-3: evidence of autocrine priming for phenotypic and functional responses in allergic disease. Journal of Immunology. 182 (4), 2432-2438 (2009).
  159. Ocmant, A., et al. Flow cytometry for basophil activation markers: the measurement of CD203c up-regulation is as reliable as CD63 expression in the diagnosis of cat allergy. Journal of Immunology Methods. 320 (1-2), 40-48 (2007).
  160. Gentinetta, T., et al. Individual IL-3 priming is crucial for consistent in vitro activation of donor basophils in patients with chronic urticaria. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 128 (6), 1227-1234 (2011).
  161. Sturm, E. M., et al. CD203c-based basophil activation test in allergy diagnosis: characteristics and differences to CD63 upregulation. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 78 (5), 308-318 (2010).
  162. Hausmann, O. V., et al. Robust expression of CCR3 as a single basophil selection marker in flow cytometry. Allergy. 66 (1), 85-91 (2011).
  163. Nucera, E., et al. Utility of Basophil Activation Test for monitoring the acquisition of clinical tolerance after oral desensitization to cow's milk: Pilot study. United European Gastroenterol Journal. 3 (3), 272-276 (2015).
  164. Imoto, Y., et al. Peripheral basophil reactivity, CD203c expression by Cryj1 stimulation, is useful for diagnosing seasonal allergic rhinitis by Japanese cedar pollen. Immunity, Inflammation and Disease. 3 (3), 300-308 (2015).
  165. Konstantinou, G. N., et al. EAACI taskforce position paper: evidence for autoimmune urticaria and proposal for defining diagnostic criteria. Allergy. 68 (1), 27-36 (2013).
  166. Santos, A. F., Becares, N., Stephens, A., Turcanu, V., Lack, G. The expression of CD123 can decrease with basophil activation: implications for the gating strategy of the basophil activation test. Clinical and Translational Allergy. 6, 11 (2016).
  167. Dijkstra, D., et al. Identification and quantification of basophils in the airways of asthmatics following segmental allergen challenge. Cytometry A. 85 (7), 580-587 (2014).
  168. Dijkstra, D., Meyer-Bahlburg, A. Human Basophils Modulate Plasma Cell Differentiation and Maturation. Journal of Immunology. 198 (1), 229-238 (2017).
  169. Sihra, B. S., Kon, O. M., Grant, J. A., Kay, A. B. Expression of high-affinity IgE receptors (Fc epsilon RI) on peripheral blood basophils, monocytes, and eosinophils in atopic and nonatopic subjects: relationship to total serum IgE concentrations. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 99 (5), 699-706 (1997).
  170. Dehlink, E., Baker, A. H., Yen, E., Nurko, S., Fiebiger, E. Relationships between levels of serum IgE, cell-bound IgE, and IgE-receptors on peripheral blood cells in a pediatric population. PLoS One. 5 (8), 12204 (2010).
  171. Hoffmann, H. J., Frandsen, P. M., Christensen, L. H., Schiotz, P. O., Dahl, R. Cultured human mast cells are heterogeneous for expression of the high-affinity IgE receptor FcepsilonRI. International Archives of Allergy and Immunology. 157 (3), 246-250 (2012).
  172. Ebo, D. G., et al. Analyzing histamine release by flow cytometry (HistaFlow): a novel instrument to study the degranulation patterns of basophils. Journal of Immunology Methods. 375 (1-2), 30-38 (2012).
  173. Macglashan, D. Marked differences in the signaling requirements for expression of CD203c and CD11b versus CD63 expression and histamine release in human basophils. International Archives of Allergy and Immunology. 159 (3), 243-252 (2012).
  174. Torres, M. J., et al. Clavulanic acid can be the component in amoxicillin-clavulanic acid responsible for immediate hypersensitivity reactions. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 125 (2), 502-505 (2010).
  175. Ariza, A., et al. Pyrazolones metabolites are relevant for identifying selective anaphylaxis to metamizole. Scientific Reports. 6, 23845 (2016).

Tags

Médecine Numéro 171 Basophile allergène médicament allergie diagnostic méthode in vitro CD63 CD203c
Test d’activation basophile pour le diagnostic des allergies
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Doña, I., Ariza, A.,… More

Doña, I., Ariza, A., Fernández, T. D., Torres, M. J. Basophil Activation Test for Allergy Diagnosis. J. Vis. Exp. (171), e62600, doi:10.3791/62600 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter