Summary
Cet article décrit une méthode de modélisation de l’anesthésie intraveineuse totale (TIVA) pendant la chirurgie de résection du cancer chez la souris. L’objectif est de reproduire les principales caractéristiques de l’administration de l’anesthésie aux patients atteints de cancer. La méthode permet d’étudier comment la technique anesthésique affecte la récidive du cancer après une chirurgie de résection.
Abstract
L’anesthésie est une composante courante des soins contre le cancer qui est utilisée pour les procédures diagnostiques et thérapeutiques. La technique anesthésique a récemment été impliquée dans l’impact sur les résultats du cancer à long terme, peut-être par la modulation des réponses adrénergiques-inflammatoires qui ont un impact sur le comportement des cellules cancéreuses et la fonction des cellules immunitaires. De nouvelles preuves suggèrent que l’anesthésie intraveineuse totale à base de propofol (TIVA) pourrait être bénéfique pour les résultats du cancer à long terme par rapport à l’anesthésie volatile inhalée. Cependant, les résultats cliniques disponibles sont contradictoires. Les études précliniques qui identifient les mécanismes sous-jacents impliqués sont absolument nécessaires pour guider la conception d’études cliniques qui accéléreront la compréhension. La plupart des modèles précliniques d’anesthésie ont été extrapolés à partir de l’utilisation de l’anesthésie dans la recherche in vivo et ne sont pas conçus de manière optimale pour étudier l’impact de l’anesthésie elle-même en tant que critère d’évaluation principal. Cet article décrit une méthode d’administration de l’anesthésie au propofol-TIVA dans un modèle murin de résection du cancer du sein qui reproduit des aspects clés de l’administration clinique chez les patientes atteintes de cancer. Le modèle peut être utilisé pour étudier les mécanismes d’action de l’anesthésie sur les résultats du cancer dans divers types de cancer et peut être extrapolé à d’autres domaines non cancéreux de la recherche préclinique en anesthésie.
Introduction
Plus de 60% des patients atteints de cancer reçoivent une anesthésie pour une résection chirurgicale1. Actuellement, il n’existe pas de lignes directrices cliniques spécifiques qui déterminent le choix de l’anesthésie utilisée chez les patients atteints de cancer. Les enquêtes menées auprès des anesthésiologistes indiquent une préférence pour l’anesthésie à base volatile, y compris lors d’une chirurgie du cancer 2,3. Cependant, il existe de plus en plus de preuves que l’utilisation de l’anesthésie intraveineuse totale à base de propofol (TIVA) pendant la chirurgie du cancer peut être associée à une amélioration des résultats postopératoires (survie sans progression, survie globale) par rapport à l’anesthésie volatile4. Des études cliniques ultérieures continuent de rapporter des résultats contradictoires 5,6,7,8. Ces résultats appuient la nécessité de mener des études précliniques pour mieux comprendre les effets mécanistes de différents agents anesthésiques sur les résultats liés au cancer.
Cependant, dans les études in vivo qui modélisent la chirurgie du cancer, l’anesthésie est souvent une partie accessoire de la procédure. La justification du choix de l’anesthésie n’est souvent pas au centre de la conception expérimentale, et son impact sur les paramètres liés au cancer peut ne pas être évalué. Par exemple, les études in vivo qui nécessitent le maintien de l’anesthésie pour la chirurgie du cancer utilisent le plus souvent une anesthésie volatile inhalée9. Lorsque le propofol a été utilisé dans des études in vivo , il a été administré par bolus unique avec administration intrapéritonéale, ce qui ne reproduit pas les protocoles onco-anesthésiques cliniques10. Cette approche de l’administration de propofol induit une anesthésie légère adaptée aux procédures rapides. Cependant, il ne permet pas le maintien de l’anesthésie nécessaire pour la chirurgie de résection du cancer qui peut être prolongée. De plus, la cinétique d’absorption de l’administration intrapéritonéale est distincte des méthodes cliniques d’administration.
Un modèle de TIVA à base de propofol pour la chirurgie de résection du cancer a été développé pour répondre à ce besoin. Un protocole pour le maintien soutenu de l’anesthésie avec titrage de l’agent anesthésique pour permettre la réponse au stimulus chirurgical a été développé pour reproduire les aspects clés de l’administration de l’anesthésique aux patients subissant une chirurgie du cancer. Le protocole résultant est utilisé avec un modèle murin de cancer pour fournir TIVA pendant la chirurgie de résection du cancer. L’effet sur les résultats à court et à long terme liés au cancer est évalué.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Toutes les études sur les animaux ont été entreprises sous l’approbation du Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Université Monash. Dans cette étude, des souris Balb/c femelles âgées de 6 à 8 semaines ont été utilisées.
1. Préparer les cellules cancéreuses
- Culture de cellules tumorales en milieu. Culture de cellules cancéreuses mammaires murines 66cl4 dans l’alpha-MEM contenant 10% de FBS et 200 mM de glutamine. Les cellules doivent envoyer un texte négatif pour les mycoplasmes. FACULTATIF : Utilisez des cellules qui sont transduites de manière stable pour exprimer la luciférase luciole pour l’imagerie par bioluminescence afin de permettre la surveillance de la récidive du cancer après une chirurgie de résection11 (voir étape 4).
NOTE: La lignée cellulaire et le milieu mentionnés ci-dessus ont été utilisés dans cette étude. - Cultiver des cellules à 37 °C avec 5% de CO2. Cellules de passage aseptique dans une hotte à <80% de confluence. Utilisez des cellules à faible passage dans la phase de croissance logarithmique pour des résultats in vivo optimaux.
- Soulever les cellules adhérentes avec 0,5 mg/mL de trypsine dans du PBS avec 10 mM d’EDTA; 2 mL pour une fiole T75. Une fois soulevé, ajoutez du milieu pour inactiver la trypsine et lavez les cellules dans du PBS.
- Comptez les cellules à l’aide d’un hémocytomètre. Diluer les cellules dans PBS pour injection. Pour 66cl4 cellules cancéreuses mammaires, injecter 1 x 105 cellules dans 20 μL de PBS par souris.
- Placez les cellules sur de la glace avant l’injection.
2. Générer un modèle murin de cancer du sein
- Utilisez de l’isoflurane à 4% pour anesthésier la souris dans une chambre à induction. Ensuite, maintenez l’anesthésie avec 2% -3% d’isoflurane à l’aide d’un cône nasal. Confirmer une anesthésie adéquate par l’absence de réponse au pincement de l’orteil.
- Préparez le site d’injection en essuyant la quatrième zone de fatpad mammaire gauche à l’aide d’un tampon imbibé d’alcool à usage unique.
- Prélever les cellules tumorales (voir étape 1.4) dans une seringue Hamilton de 25 μL fixée à une aiguille hypodermique stérile de 27 G.
- Injectez les cellules dans le quatrième fatpad mammaire gauche. Utilisez des pinces pour fixer et soulever la peau. Injecter à environ 1 mm du mamelon.
- FACULTATIF: Si les cellules sont marquées avec de la luciférase, confirmer l’injection réussie de cellules tumorales par imagerie par bioluminescence. Injecter 100 μL de 150 mg/kg de D-luciférine dans la veine latérale de la queue des souris anesthésiées à l’aide d’une seringue à insuline de 0,5 mL avec une aiguille hypodermique de 30 G.
- FACULTATIF: Placez la souris dans un système d’imagerie par bioluminescence avec le fatpad mammaire vers le haut. Attendez 2 minutes à partir de l’injection de luciférine pour une absorption tissulaire optimale de la luciférine, puis imagez pendant 10 s.
- Placez la souris dans une cage propre et laissez-la récupérer de l’anesthésie.
- Continuer de surveiller le bien-être des animaux conformément aux lignes directrices institutionnelles en matière d’éthique animale.
3. Induire une anesthésie stable avec l’administration intraveineuse de propofol
- Surveillez la croissance de la tumeur primaire à l’aide de la mesure de l’étrier et calculez le volume tumoral à l’aide de l’équation: Volume (mm3) = (longueur x (largeur)2 ÷ 2 ).
- Effectuer une chirurgie de résection tumorale sur des souris lorsque la tumeur primaire atteint le volume requis (ici, 80-90 mm3).
- Mettre en place une pompe à seringue automatisée avec une seringue à insuline de 30 G 1 mL contenant une formulation de propofol (2 % de Lipuro propofol) (Figure 1A).
- Induire l’anesthésie de la souris dans une chambre d’induction avec 3% de sévoflurane ou d’isoflurane.
REMARQUE: Ici, le sévoflurane a été utilisé car c’est le volatil prédominant utilisé cliniquement. - Transférez la souris dans un coussin chauffant à 37 °C pendant toute la durée de la chirurgie. Maintenir brièvement l’anesthésie avec 2% -3% de sévoflurane à l’aide d’un cône nasal.
- Appliquez un lubrifiant aqueux sur les yeux pour éviter le dessèchement.
- Injecter 0,05 mg/kg de buprénorphine par voie sous-cutanée pour l’analgésie.
- Pour vous préparer à la chirurgie, rasez l’abdomen et préparez la peau à la chirurgie avec une solution d’iode-povidone. Essuyez la peau à l’aide d’un alcool ou d’une lingette stérile.
- Pour administrer le TIVA à base de propofol, canuler la veine latérale de la queue à l’aide d’une aiguille hypodermique stérile de 30 G fixée à un cathéter stérile en polyuréthane. Confirmer le placement correct par flashback sanguin dans le cathéter (Figure 1B). Ajuster l’administration de sévoflurane au besoin pendant la canulation intraveineuse pour maintenir une profondeur d’anesthésie stable démontrée par une perte du réflexe cornéen et pédal, et une fréquence respiratoire < 100 respirations par minute.
- Commencer le propofol-TIVA en administrant du propofol à 2 % sous forme de bolus initial de 27 mg/kg pendant plus de 1 min. Cesser l’administration de sévoflurane.
- Poursuivre la perfusion de propofol à un taux d’entretien de 2,2 à 4,0 mg/kg/min pour maintenir une profondeur d’anesthésie stable pendant toute la durée de la chirurgie (Figure 1C).
4. Réséquer la tumeur primaire
- Faites une incision droite de 1 cm inférieure à la tumeur dans la région du quatrième coussinet mammaire gauche. Réséquer soigneusement la tumeur et le ganglion lymphatique inguinal gauche en utilisant un curage avec une pince contondante.
- FACULTATIF: Si vous utilisez des cellules tumorales marquées à la luciférase, utilisez l’imagerie par bioluminescence pour confirmer des marges chirurgicales claires. Injecter 150 mg/kg de D-luciférine dans la veine latérale de la queue, attendre 2 minutes, puis imager pendant 60 s à l’aide d’un système d’imagerie par bioluminescence. Si une tumeur résiduelle est identifiée, réséquez le tissu supplémentaire du coussinet adipeux mammaire et ré-imagez pour obtenir des marges claires.
- Assurez-vous de l’hémostase au site chirurgical et fermez la peau à l’aide de sutures en nylon 5-0. Assurez-vous que la fourrure ne pénètre pas dans le site chirurgical.
- À la fin de la chirurgie de résection, cesser l’anesthésie. Placez la souris dans une cage propre sur un coussin chauffant à 37 °C et laissez-la récupérer de l’anesthésie.
- Surveiller toutes les 15 minutes après l’anesthésie jusqu’à ce que la souris soit revenue à une vigilance normale. Ensuite, surveillez la souris toutes les 12 heures pendant 48 heures après la chirurgie.
- Administrer 0,05 mg/kg de buprénorphine par voie sous-cutanée toutes les 12 heures pendant 48 h après la chirurgie.
- Après 7 à 10 jours, retirez les sutures à l’aide de couteaux incurvés stériles sous une brève anesthésie au sévoflurane ou à l’isoflurane.
5. Suivre la récidive du cancer grâce à l’imagerie in vivo
- Utilisez l’imagerie par bioluminescence pour suivre la récidive du cancer après une chirurgie de résection de manière non invasive. Utilisez un système d’imagerie par bioluminescence pour surveiller les souris une fois par semaine à la recherche de signes de récidive tumorale primaire ou de récidive à distance, à partir de la semaine suivant la chirurgie.
- Induire une anesthésie de la souris dans une chambre d’induction avec 4% d’isoflurane. Ensuite, transférez la souris dans un coussin chauffant à 37 °C pendant toute la durée de l’anesthésie et maintenez l’anesthésie avec de l’isoflurane à 2% à 4% à l’aide d’un cône nasal.
- Appliquez un lubrifiant aqueux sur les yeux pour éviter le dessèchement.
- Injecter 150 mg/kg de D-luciférine dans la veine latérale de la queue. Attendre 2 min, puis mesurer la bioluminescence sur une exposition de 60 s pour détecter une récidive de la tumeur primaire ou des métastases à distance.
- Si la tumeur primaire réapparaît et devient palpable, commencez à surveiller la croissance tumorale à l’aide de mesures d’étriers.
- À la fin de l’expérience, tuez humainement les souris selon le protocole approuvé. Ici, le CO2 a été utilisé, suivi d’une luxation cervicale.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Cette méthode décrit un modèle d’anesthésie intraveineuse totale (TIVA) avec du propofol lors d’une chirurgie de résection du cancer chez la souris. Le propofol est administré dans ce modèle murin par un cathéter intraveineux à l’aide d’une pompe à seringue (Figure 1A,B) pour reproduire l’administration de TIVA dans le cadre clinique de l’anesthésie pour la chirurgie du cancer. L’utilisation de la pompe à seringue minimise l’exposition à l’anesthésie volatile en permettant une conversion rapide de l’induction initiale par anesthésie par inhalation à l’administration intraveineuse.
Après une anesthésie stable obtenue par TIVA à base de propofol, la tumeur mammaire primaire a été réséquée. L’imagerie par bioluminescence in vivo a été utilisée pour confirmer la résection complète de la tumeur primitive (Figure 2). La surveillance régulière de souris par imagerie non invasive in vivo par bioluminescence in vivo a permis d’identifier une récidive à distance par des cellules tumorales marquées à la luciférase dans les poumons (Figure 2). Cette méthode convient également pour suivre la récidive locale dans le coussinet adipeux mammaire.
En plus de suivre les événements à long terme tels que la récidive, le modèle peut être utilisé pour évaluer les événements qui se produisent pendant la période périopératoire. Ces événements précoces peuvent fournir un aperçu mécaniste des effets de l’anesthésie et d’autres facteurs chirurgicaux sur les résultats liés au cancer. Vingt-quatre heures après la chirurgie du cancer sous propofol, un test immuno-enzymatique multiplex a été utilisé pour quantifier les cytokines plasmatiques circulantes (Figure 3). Les cytokines ont été évaluées chez 7 souris; La taille appropriée du groupe sera influencée par l’ampleur de l’effet du paramètre d’intérêt.
Figure 1 : Mise en place expérimentale du TIVA à base de propofol. (A) Une pompe à seringue est utilisée pour assurer l’administration contrôlée de propofol à partir d’une seringue à insuline de 1 mL. (B) Le propofol est administré dans la veine latérale de la queue par cathéter intraveineux, relié à une pompe à seringue, via une aiguille de 30 G. L’astérisque indique le point d’insertion de l’aiguille. (C) Schéma illustrant la concentration plasmatique de propofol obtenue par administration séquentielle d’un bolus suivi d’une perfusion constante à l’aide de la pompe à seringue, par rapport à l’administration par bolus ou perfusion uniquement. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Progression du cancer après résection chirurgicale de la tumeur mammaire primitive sous TIVA à base de propofol. L’imagerie bioluminescente non invasive de cellules tumorales marquées à la luciférase a été utilisée pour suivre la croissance initiale de la croissance tumorale primaire, la résection chirurgicale réussie et la récidive ultérieure à distance du poumon. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Taux de cytokines circulantes mesurés après résection du cancer sous TIVA à base de propofol. Un test immuno-enzymatique multiplex a été utilisé pour quantifier les cytokines plasmatiques 24 heures après la chirurgie. Chaque point de données représente les données d’une souris. Les lignes montrent l’erreur moyenne et l’erreur-type (N = 4-7). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Cette étude rend compte d’un protocole d’administration d’anesthésie intraveineuse totale (TIVA) avec du propofol dans un modèle murin de cancer du sein qui reproduit des aspects clés de la pratique clinique du TIVA chez les patientes nécessitant une chirurgie du cancer. Le protocole permet d’étudier les résultats cliniquement pertinents à court et à long terme après une chirurgie du cancer dans un modèle murin de progression du cancer, y compris la mesure des taux de cytokines et de la récidive du cancer (Figure 2 et Figure 3). La méthodologie sera utile pour l’évaluation des effets du TIVA sur les résultats liés au cancer et sa comparaison avec d’autres techniques anesthésiques telles que l’anesthésie volatile.
Contrairement aux protocoles existants qui délivrent un seul bolus intrapéritonéal de propofol pour la sédation lors d’interventions mineures telles que l’administration de prélèvements sanguins10, ce protocole permet une administration intraveineuse prolongée de propofol pour le maintien de l’anesthésie lors d’interventions majeures telles que la chirurgie. La dose d’induction et la dose d’entretien de propofol ont été soigneusement ajustées afin d’optimiser la profondeur anesthésique adaptée aux interventions chirurgicales majeures tout en minimisant la mortalité par hypotension ou arrêt cardiaque. Il a été constaté que l’hypotension pouvait être évitée en utilisant une dose d’induction stricte de 27 mg / kg administrée sur 60 s, avec un titrage descendant simultané et l’arrêt du sévoflurane inhalé. L’entretien a été réalisé en utilisant une perfusion de propofol à raison de 2,2-4,0 mg / kg / min. Au cours d’interventions chirurgicales majeures, telles que la résection du cancer, le titrage dans cette plage était important pour répondre et obtiller l’ampleur de la stimulation chirurgicale. Cela reproduit la pratique clinique et empêche soit une anesthésie par surdosage, qui peut entraîner une hypotension ou la mort, soit un sous-dosage, qui peut entraîner l’émergence d’une anesthésie, d’un mouvement ou d’un stress chirurgical.
Une limite du modèle est l’utilisation brève d’anesthésie volatile pour induire l’anesthésie avant la canulation. Cette approche a été choisie en raison de la facilité de canulation après induction de l’anesthésie, permettant l’administration rapide d’une dose thérapeutique de propofol pour poursuivre l’anesthésie. En outre, les souris ont été brièvement anesthésiées avec une anesthésie volatile pour l’inoculation des cellules tumorales, pour enlever la suture et pour l’imagerie. Le sévoflurane a été utilisé pour l’anesthésie volatile pendant la chirurgie de résection, car il est souvent utilisé en pratique clinique. Cependant, l’isoflurane est également utilisé dans la pratique clinique. Des études futures pourraient utiliser un seul agent pour tous les épisodes d’anesthésie par inhalation. Avec l’expérience, moins de 2 minutes se sont écoulées entre la perte du réflexe de redressement en réponse à l’exposition à une anesthésie volatile et le début de l’administration du propofol. Néanmoins, pour les analyses qui visent à comparer le TIVA à base de propofol avec les techniques d’anesthésie volatile par inhalation, l’interprétation peut être confondue même par l’utilisation brève d’une anesthésie volatile.
Une approche alternative à l’induction de l’anesthésie volatile consiste à canuler la veine latérale de la queue d’une souris éveillée. Bien que cela ne convienne pas à toutes les situations, cela peut constituer une alternative à l’induction par anesthésie par inhalation. Cependant, le mouvement de la souris éveillée peut entraîner le délogement de la canule, entraînant l’échec de l’induction de l’anesthésie. En outre, le mouvement de l’aiguille peut entraîner une extravasation du propofol de la veine, ce qui expose la queue à un risque de nécrose tissulaire. Cela a des implications sur le bien-être de la souris, et toute activation adrénergique associée résultant d’un stress physiologique peut avoir un impact sur la validité des résultats observés11.
Une limitation potentielle supplémentaire est l’utilisation de la buprénorphrine comme analgésique postopératoire. Les opioïdes peuvent moduler les réponses inflammatoires et immunitaires postopératoires12,13. La buprénorphine a été choisie pour l’analgésie car ses effets sur la réponse immunitaire sont moindres que pour les autres opiacés13. Néanmoins, des études futures pourraient envisager l’utilisation d’agents analgésiques non opioïdes.
Malgré les progrès de la thérapie oncologique, une récidive locale et distante du cancer peut survenir après la chirurgie et reste une cause dominante de mortalité chez les patients cancéreux. De nombreux patients seront exposés à l’anesthésie, souvent plusieurs fois, lors de procédures opératoires diagnostiques et thérapeutiques. Un nombre croissant de preuves issues d’études in vivo et in vitro implique des agents anesthésiques dans la modulation de la réponse périopératoire à la chirurgie et un impact sur divers aspects de la biologie des cellules tumorales14. Pour mieux comprendre l’impact des agents anesthésiques sur la progression du cancer, le modèle d’anesthésie intraveineuse au propofol développé ici sera important dans la recherche préclinique mécaniste future. Ce modèle peut être utilisé pour interroger les mécanismes sous-jacents aux effets des agents anesthésiques sur l’immunomodulation, la réponse inflammatoire périopératoire et la croissance et l’invasion des cellules tumorales. De plus, ce modèle pourrait être extrapolé pour être utilisé dans la recherche en chirurgie non cancéreuse où les agents anesthésiques peuvent avoir des effets sur d’autres systèmes, comme la chirurgie cardiaque, la recherche en traumatologie ou les maladies graves (p. ex. septicémie), car le propofol est une sédation courante utilisée dans les unités de soins intensifs.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Les auteurs ne déclarent aucun intérêt financier concurrent.
Acknowledgments
Les auteurs souhaitent remercier les membres du Cancer Neural-Immune Laboratory et le Dr Cameron Nowell de l’Institut Monash des sciences pharmaceutiques de l’Université Monash, Parkville. Ce travail a été soutenu par des subventions du National Health and Medical Research Council 1147498, de la National Breast Cancer Foundation IIRS-20-025, de l’Australian and New Zealand College of Anesthetists (ANZCA), de Perpetual et CTC for Cancer Therapeutics.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% saline | Fresnius Kabi | AUST R 197198 | |
| Artery forceps | Proscitech | TS1322-140 | |
| Buprenorphine | Temgesic | TEMG I | |
| Heated surgical mat | Custom | - | |
| Hypodermic needle (30 G, 1 mL insulin syringe) | Terumo | NN3013R | |
| IVIS Lumina | PerkinElmer | 126274 | |
| Luciferin | Promega | P1041/2/3 | |
| Polyurethane catheter | Intramedic | 427401 | |
| Povidone Iodine | Betadine | AUST R 29562 | |
| Propofol Lipuro, 2% | Braun | 3521490 | |
| Sevoflurane | Baxter | ANZ2L9117 | |
| Sevoflurane vaporiser | Vetquip | VQ1334 | |
| Sterile gauze | Multigate Medical Products | 11-600A | |
| Surgical scissors | Proscitech | TS1044 | |
| Sutures, 5-0 nylon | Dynek | V504 | |
| Syringe pump | Harvard Apparatus | 70-4500 | |
| Syringes (1 mL) | Terumo | SS+01T |
References
- Sullivan, R., et al. Global cancer surgery: delivering safe, affordable, and timely cancer surgery. Lancet Oncology. 16 (11), 1193-1224 (2015).
- Lim, J. A., et al. The effect of propofol and sevoflurane on cancer cell, natural killer cell, and cytotoxic T lymphocyte function in patients undergoing breast cancer surgery: an in vitro analysis. BMC Cancer. 18 (1), 159 (2018).
- Pandit, J. J., et al. 5th National Audit Project (NAP5) on accidental awareness during general anesthesia: protocol, methods, and analysis of data. British Journal of Anaesthesia. 113 (4), 540-548 (2014).
- Yap, A., Lopez-Olivo, M. A., Dubowitz, J., Hiller, J., Riedel, B. Anesthetic technique and cancer outcomes: a meta-analysis of total intravenous versus volatile anesthesia. Canadian Journal of Anesthesia. 66 (5), 546-561 (2019).
- Makito, K., Matsui, H., Fushimi, K., Yasunaga, H. Volatile versus total intravenous anesthesia for cancer prognosis in patients having digestive cancer surgery. Anesthesiology. 133 (4), 764-773 (2020).
- Oh, T. K., Kim, H. H., Jeon, Y. T. Retrospective analysis of 1-year mortality after gastric cancer surgery: Total intravenous anesthesia versus volatile anesthesia. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 63 (9), 1169-1177 (2019).
- Lai, H. C., et al. Propofol-based total intravenous anesthesia is associated with better survival than desflurane anesthesia in hepatectomy for hepatocellular carcinoma: a retrospective cohort study. British Journal of Anaesthesia. 123 (2), 151-160 (2019).
- Hong, B., et al. Anesthetics and long-term survival after cancer surgery-total intravenous versus volatile anesthesia: a retrospective study. BMC Anesthesiology. 19 (1), 233 (2019).
- Flecknell, P. Special Techniques. Laboratory Animal Anaesthesia. Fourth edition. , Elsevier. Chapter 3 (2015).
- Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes. Acta Biomedica. 89 (3), 337-342 (2018).
- Sloan, E. K., et al. The sympathetic nervous system induces a metastatic switch in primary breast cancer. Cancer Research. 70 (18), 7042-7052 (2010).
- Al-Hashimi, M., Scott, S. W. M., Thompson, J. P., Lambert, D. G. Opioids and immune modulation: more questions than answers. British Journal of Anaesthesia. 111 (1), 80-88 (2013).
- DeMarco, G. J., Nunamaker, E. A. A Review of the effects of pain and analgesia on immune system function and inflammation: relevance for preclinical studies. Comparative Medicine. 69 (6), 520-534 (2019).
- Hiller, J. G., Perry, N. J., Poulogiannis, G., Riedel, B., Sloan, E. K. Perioperative events influence cancer recurrence risk after surgery. Nature Reviews Clinical Oncology. 15 (4), 205-218 (2018).
