Summary
이 방법의 목표는 마우스 모델에서 온열이나 열로 인한 발작을 스크리닝하는 것입니다. 이 프로토콜은 체온의 지속적인 모니터링과 함께 맞춤형 챔버를 사용하여 상승 된 체온이 발작으로 이어지는지 여부를 결정하는 것을 설명합니다.
Abstract
트랜스제닉 마우스 모델은 간질을 포함한 인간 신경 장애의 다양한 측면을 연구하는 데 강력한 도구임이 입증되었습니다. SCN1A 관련 유전 간질은 불완전한 침투성 및 임상적 가변성을 갖는 광범위한 발작 장애를 포함한다. SCN1A 돌연변이는 단순하고 자기 제한된 발열 관련 열성 발작 (FS), 열성 발작 플러스 (GEFS +)가있는 중간 수준의 유전 적 간질에서 더 심한 드래브 증후군 (DS)에 이르기까지 다양한 발작 표현형을 초래할 수 있습니다. FS는 유전 간질이없는 6-7 세 미만의 어린이에게서 흔히 볼 수 있지만 GEFS + 환자의 FS는 성인기까지 계속 발생합니다. 전통적으로 실험 FS는 동물을 건조한 공기 또는 가열 램프의 흐름에 노출시킴으로써 마우스에서 유도되었으며, 체온의 변화 속도는 종종 잘 제어되지 않습니다. 여기에서는 디지털 온도 컨트롤러와 히터가 장착 된 전기 팬이 장착 된 플렉시 글라스 전면이있는 맞춤형 가열 챔버에 대해 설명합니다.이 챔버는 가열 된 강제 공기를 온도 제어 방식으로 테스트 경기장으로 보낼 수 있습니다. 챔버 내에 배치된 마우스의 체온은, 직장 프로브를 통해 모니터링되고, 챔버 내부의 온도를 증가시킴으로써 재현 가능한 방식으로 40-42°C로 증가될 수 있다. 가열 기간 동안 동물의 지속적인 시각적 모니터링은 야생형 깔짚 메이트에서 행동 발작을 유발하지 않는 체온에서 FS 돌연변이를 운반하는 마우스에서 열 유발 발작의 유도를 입증합니다. 동물은 챔버에서 쉽게 제거하고 냉각 패드에 올려 체온을 정상으로 빠르게 되돌릴 수 있습니다. 이 방법은 간질 마우스 모델에서 열-유도된 발작의 발생에 대한 간단하고, 신속하고, 재현가능한 스크리닝 프로토콜을 제공한다.
Introduction
간질, 미국에서 신경 장애의 네 번째로 가장 흔한 가족1, 재발 성 발작으로 이어지는 CNS에서 흥분성 및 억제 드라이브의 불균형을 특징으로합니다. 열성 발작 (FS) 또는 발열 관련 발작은 일반 인구에서 발생할 수 있으며, 대부분 3 개월에서 6-7 세까지의 어린이에게서 발생합니다. 그러나 유전 적 돌연변이가있는 일부 개인, 가장 자주 나트륨 채널 유전자에서 FS는 7 세 이상 성인기까지 지속될 수 있습니다. 이 상태를 열성 발작 플러스 또는 FS +라고합니다. 게놈 시퀀싱의 급속한 발전으로 인간 나트륨 이온 채널 유전자 SCN1A에서 1,300 개가 넘는 돌연변이가 확인되어 간질 돌연변이의 핫스팟이되었습니다. SCN1A 돌연변이는 열성 발작 (FS), 열성 발작 플러스 (GEFS +)가있는 유전 적 간질 및 드라벳 증후군 (DS) 2,3,4,5,6을 포함한 광범위한 발작 장애와 관련이 있습니다. SCN1A 오센스 돌연변이의 약 20%가 GEFS+5,7,8로 이어진다. 어린 시절에 복잡하거나 장기간의 FS의 소아 병력은 후속적으로 측두엽 간질 (TLE) 9,10,11과 같은 간질의보다 쇠약 해지는 형태로 발전 할 수 있습니다. 드라벳 증후군은 SCN1A의 절단 돌연변이 또는 기능 돌연변이의 상실로 인해 발생하며 난치성 발작으로 발전하는 열성 발작의 어린 시절 발병과 함께 난치성 간질의 심각한 형태이며,인지, 발달 및 운동 장애와 종종 관련이 있습니다.2,5,12 . GEFS+ 및/또는 DS를 가진 많은 사람들이 열성 발작을 나타내기 때문에, 이러한 발작 장애에 더 잘 대처하기 위해 새로운 치료법을 개발하는 것이 필수적이다.
SCN1A 관련 간질의 동물 모델은 상이한 유형의 발작(열성 대 일반화)을 특성화하고 발작 발생13,14,15,16,17,18의 뉴런 메카니즘을 해부하는데 매우 귀중한 것으로 입증되었다. 설치류 뇌에서 EEG / EMG 기록을 통한 자발적 발작에 대한 연구는 잘 확립되어 있으며 매우 유용한 도구이지만 마우스 모델에서 열성 발작을 모방하려고 시도한 연구는 거의 없습니다.14,16,19,20,21,22,23 . 이전의 연구에서는 가열된 건조 공기 제트기 또는 열 시스템이 장착된 메타크릴레이트 실린더 또는 밀폐된 테스트 경기장 9,16,21,22,23,24 에 온도 조절기가 있는 열 램프를 사용하여 고열요법을 통한 발작을 유도했습니다. 보다 통제된 환경에서 체온을 증가시키기 위해, 여기에 설명된 프로토콜은 챔버 내부의 마우스의 체온 상승률을 재현할 수 있는 온도 제어 가열 시스템을 갖춘 맞춤형 챔버를 사용합니다. 히트 챔버는 나무 (길이 40cm x 너비 34cm x 높이 31cm)로 제작되었으며 K 열전대가있는 디지털 온도 컨트롤러가 장착되었습니다. 챔버의 후면 패널에 히터가 장착된 작은 축방향 팬은 가열된 공기를 디지털 온도 컨트롤러에 의해 조절되는 챔버로 보냅니다. 이 강제 공기 가열 시스템은 챔버 온도가 상승하는 속도를 제어 할 수있게합니다. (그림 1A,B). 목재 열 챔버 내부에 위치한 K 열전대는 디지털 온도 컨트롤러에 피드백을 전송하여 분석 중에 상자 내부의 온도를 일정하게 유지합니다. 디지털 온도 컨트롤러에 온도를 설정하면 전기 팬이 통풍구를 통해 가열된 강제 공기를 보내 챔버를 균일하게 가열할 수 있습니다(그림 1A). 열 챔버의 전면 패널은 시험의 쉬운 비디오 녹화를 가능하게하는 투명한 플렉시 글라스 시트입니다.
성인 (P30-P40) 마우스, GEFS+를 유발하는 SCN1A에서의 오센스 돌연변이에 대한 이형접합체 및 동일한 수의 야생형 깔짚 메이트가 대조군으로서 작용하여, 각 실험에 대해 선택되었다. 이 연구에 사용된 수컷과 암컷 모두 체중이 15g 이상인 야생형 마우스는 체중이 적은 야생형 마우스가 같은 나이의 무거운 동물보다 열에 의한 발작에 더 민감했다. 파일럿 연구에서, 돌연변이 및 야생형 마우스 둘 다 뒤쪽에 있는 챔버의 더 시원한 모서리를 찾아 장기간 그곳에 남아 있는 것으로 관찰되었다. 이를 회피하기 위해, 히트 챔버 테스트 경기장 내부의 유효 바닥 크기는 챔버의 오른쪽에 나무 블록 B (치수 20cm x 8cm x 7.2cm)를 배치하여 길이 16.5cm x 너비 21.5cm x 높이 27.5cm로 줄였습니다 (그림 1A). 히트 챔버는 흰색 라미네이트로 덮인 1.9cm 두께의 합판 (길이 40cm x 너비 34cm x 높이 31cm)으로 제작되었으며 K 열전대가있는 디지털 온도 컨트롤러가 장착되어 있습니다. 챔버 벽의 라미네이트 표면은 불투과성이며 70 % 에탄올로 닦아서 시험 사이에 쉽게 살균 할 수 있습니다. 열 챔버의 온도는 초기에 50°C로 설정하고, 챔버 내부의 균일한 가열을 보장하기 위해 실험 시작 전에 적어도 1시간 동안 예열되었다. 각 마우스에는 실험 전반에 걸쳐 체온의 지속적인 모니터링을 위해 직장 온도계가 장착되었습니다. 단일 마우스를 한 번에 챔버에 넣고, 온도를 1st-10분 사이에 50°C로 유지하였다. 이어서, 온도를 11분-20분 동안 55°C로 상승시키고, 최종적으로 21일-30분 동안 60°C로 상승시켰다. 이로 인해 마우스 체온의 재현 가능한 증가율이 발생했습니다 (그림 2A). 각 시험은 비디오 녹화되었으며 행동 분석은 오프라인으로 수행되었습니다.
가열 프로토콜은 열 챔버의 초기 온도와 챔버가 가열되는 속도를 변경하도록 쉽게 변형 될 수 있으며, 이는 차례로 분석 중에 마우스의 체온이 얼마나 빨리 상승되는지를 변경합니다. 따라서이 방법은 열 유도 발작과 관련된 행동 화면을 설정하는 전통적인 방법에 비해 더 많은 유연성을 제공합니다. 열 유도 발작 프로토콜은 또한 돌연변이 마우스가 열 유발 발작에 더 저항력을 갖도록하거나 발작이 관찰되는 임계 온도를 증가시키는 항 간질 약물을 스크리닝하는 데 사용될 수 있습니다. 마찬가지로, 열로 인한 발작에 대한 케토 다이어트와 같은 제한적인식이 요법의 유익한 효과는 정상적인 차우 먹이 대 케토 먹이를 먹인 마우스에서 검사 할 수 있습니다.
그림 1: 맞춤형 마우스 열 챔버에 대한 설명. (A) 나무 마우스 열 챔버의 전면 패널에는 디지털 온도 컨트롤러, K 열전대, 팬 히터의 ON/OFF 스위치 및 열 표시기를 켜는 전원 ON/OFF 스위치가 포함된 측면 제어판이 표시됩니다. 상자의 외부 치수와 내부 테스트 경기장은 cm로 표시됩니다. 테스트 경기장 표면을 효과적으로 줄이기 위해 사용되는 나무 블록 B도 표시됩니다. 테스트 경기장의 바닥은 쥐가 가열 된 나무 표면과 직접 접촉하는 것을 방지하기 위해 거미 침구로 덮여 있습니다. (B) 열 챔버의 후면 패널은 상단 공기 통풍구에 장착 된 팬과 챔버에 전기를 공급하는 전원 코드를 보여줍니다. 이 그림은 Das et al., 2021, eNeuro14의 그림 3에서 수정되었습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
Protocol
모든 동물 절차는 어바인 캘리포니아 대학의 IACUC(Institutional Animal Care and Use Committee)의 지침에 따라 수행되었다.
1. 열유도성 발작 분석법의 제조
- 히트 챔버의 전원 켜기 버튼을 켠 다음 히트 온 버튼을 켭 니다.
- 디지털 온도 컨트롤러의 키패드를 사용하여 열 챔버의 온도를 50°C로 설정합니다.
- 첫 번째 마우스를 챔버 내로 도입하기 전에 챔버를 50°C에서 예열하기 위해 최소 1시간 동안 기다린다. 예열은 챔버 내부의 균일 한 가열을 보장합니다.
- 마우스 열 챔버의 바닥을 코브 침구로 정렬하십시오.
- 각 열 유도 발작 분석 시험을 기록하기 위해 열 챔버 앞에 비디오 녹화 카메라를 장착하십시오.
- 직경 140mm의 페트리 접시에 두꺼운 티슈 페이퍼 층을 깔고 얼음 위에 올려 냉각 패드 역할을 합니다.
참고 : 분석이 끝나면 개별 마우스를 미리 냉각 된 냉각 패드로 옮겨 체온을 낮추는 데 도움을줍니다.
2. 열 유도 발작 분석용 마우스 제조
- 열 유발 발작 스크리닝 분석을 위해 10마리의 성인 마우스(P30-P40), 간질 유발 돌연변이를 운반하는 5마리 및 야생형 깔짚 메이트 5마리를 선별한다.
참고: 돌연변이를 일으키는 간질을 보유하지 않는 야생형 마우스는 44°C 이하의 온도에서 열에 의한 발작을 나타내지 않으며 대조군으로 작용한다. - 스크리닝 분석에 사용될 각 마우스의 무게를 측정하고 그의 체중을 기록한다. 체중이 15g 이상인 마우스만 검정에 사용해야 합니다.
- 마우스 열 챔버에서 한 번에 하나의 마우스를 스크린한다.
- 종 항아리 바닥에 이소플루란 몇 방울을 사용하여 마우스를 10-15 초 동안 간단히 마취하십시오.
- 종을 항아리에서 동물을 꺼내 종이 타월에 올려 놓으십시오.
- 마우스가 유해한 발가락 꼬집음에 반응하지 않는지 확인하여 마우스가 완전히 마취되었는지 확인하십시오.
- 직장 온도 프로브의 금속 팁을 윤활제 (예 : 석유 젤리)로 코팅하고 2cm 이하의 깊이에서 마우스에 부드럽게 삽입하십시오.
- 직장 프로브를 테이프로 마우스의 꼬리에 고정시켜 분석 중에 프로브가 나오지 않도록하십시오.
참고 : 또는 동물을 마우스 restrainer 콘에 넣고 직장 온도 프로브를 삽입하십시오. 꼬리에 테이핑하여 고정하십시오. - 직장 프로브가 마우스의 내부 체온을 표시하는 멀티 미터에 연결되어 있는지 확인하십시오.
- 동물을 자갈 침구, 즉 회복 케이지가 늘어선 신선한 새장에 넣으십시오.
- 타이머를 시작하고 5 분 동안 기다리십시오. 마취에서 완전히 회복되고 마우스가 활성화되고 손질 될 때까지 마우스를 관찰하십시오.
- 동시에 마우스의 코어 체온이 35-36 °C에서 안정화 될 때까지 모니터링하십시오.
- 5 분이 끝나면 마우스의 체온을 기록하십시오. 이것은 시간 "0"분에서의 초기 체온입니다.
참고: 마우스의 코어 체온이 35°C 미만인 경우, 동물이 마취로 인한 저체온증으로부터 회복될 때까지 추가 시간을 기다리십시오. - 신속하게 개별 마우스를 예열 된 마우스 챔버로 옮깁니다. 이것은 실험 시험의 시작을 표시합니다. 지정된 시간에 하나의 마우스만 선별됩니다.
3. 열유발 발작 분석
- 예열 된 마우스 열 챔버의 바닥에 마우스를 부드럽게 놓은 후 플렉시 글라스 도어를 닫고 실험을 비디오 녹화하기위한 카메라를 시작하십시오.
- 스톱워치를 시작합니다. 실험 기간 동안 직장 온도계에서 마우스의 체온을 1 분 간격으로 기록하십시오.
- 일정한 간격으로 마우스의 체온이 0.25-0.5 °C / min의 속도로 증가하도록 마우스 열 챔버의 온도를 높입니다.
참고 : 체온이 급격히 상승하면 열사병이나 사망으로 이어질 수 있으므로 피해야합니다. - 이 프로토콜에 따라, 도 2A에 도시된 바와 같이, 마우스 열 챔버의 온도를 10분마다 5°C씩 증가시킨다.
- 9.5분에, 열 챔버의 온도를 55°C로 설정하고, 디지털 온도 디스플레이에 표시된 바와 같이 10분에 의해 열 챔버의 온도를 55°C로 안정화시킨다.
- 유사하게, 온도를 19.5분에서 60°C로 증가시켜 20분에 의해 열 챔버의 온도를 60°C로 안정화시킨다. 각 발작 선별 시험은 30 분 동안 지속됩니다.
- 마우스가 발작을 일으킨 경우(발성, 머리 끄덕임, 앞다리 클로너스, 뒷다리 확장, 옆으로 떨어지거나 일반화된 강장제/클로닉 경련을 경험하는 경우) 다음 정보를 기록하십시오.
- 직장 온도 온도계에서 발작 (발작 임계 온도) 동안 마우스의 체온을 기록하십시오.
- 머리 끄덕임, 앞다리 클로너스, 뒷다리 확장, 옆으로 떨어지는 것 및 / 또는 마우스가 표시하는 일반화 된 강장제 / 클로닉 발작 (GTCS)과 같은 발작 행동 특성을 기록하십시오.
- 챔버에서 마우스를 빠르고 부드럽게 집어 들고 단계 1.6에서 준비된 냉각 패드 위에 놓습니다.
참고: 마우스가 라신 스케일 5 발작을 경험하고 제어되지 않은 점프를 보이는 경우, 열 챔버에서 동물을 집어 들고 외부의 냉각 패드로 옮기는 것이 어려울 수 있습니다. 그러나 전형적인 열 유발 발작은 30 초에서 60 초 사이에 지속됩니다.따라서 마우스는 열 챔버에서 꺼내어 열 유발 발작 에피소드가 시작된 후 60 초 이내에 냉각 패드에 올려 놓아야합니다. - 회복 케이지로 옮기기 전에 마우스 체온이 36-37 °C로 내려올 때까지 기다리십시오. 한 번에 하나의 마우스 만 복구 케이지에 배치됩니다.
참고: 열 유도 스크리닝에 아직 사용되지 않은 마우스와 이미 열 유발 발작 실험 시험을 경험한 마우스를 혼합하지 마십시오. - 부드럽게 조심스럽게 한 쌍의 가위로 마우스 꼬리와 직장 프로브 와이어 사이의 테이프를 잘라 마우스에서 직장 프로브를 제거하십시오.
- 직장 프로브의 금속 끝을 70% 알코올과 연조직 닦아내기로 닦아내어 다음 임상시험을 준비합니다.
- 마우스를 홈 케이지로 되돌리기 전에 정상적인 활동 (걷기, 손질 등)을 재개 할 때까지 회복 케이지에서 마우스를 계속 관찰하십시오. 이것은 이 마우스에 대한 실험 시험의 종료를 표시합니다.
- 분석 후 동물 상태를 기록-살아 있고 시험 세션으로부터 회수하거나 사망한다. 통제되지 않은 점프 및 일반화 된 강장제 / 클로닉 발작을 포함하는 고강도 발작은 때때로 마우스의 죽음을 초래할 수 있습니다.
- 마우스가 관찰 기간 30분 이내에 열로 인한 발작을 경험하지 않거나 마우스의 체온이 44°C에 도달하면, 마우스를 열 챔버로부터 제거하고 마우스의 체온이 36-37°C로 돌아올 때까지 냉각 패드 위에 놓는다.
- 마우스 열 챔버의 온도를 50°C로 재설정하고 디지털 온도 컨트롤러의 디스플레이 온도가 50°C를 나타낼 때까지 평형을 유지하도록 합니다.
- 개별 마우스 시험 사이에 속대 침구를 변경하십시오.
- 섹션 2에 설명된 대로 선별 시험을 위해 다음 마우스를 준비하고 섹션 3의 단계를 반복합니다.
4. 동물 안락사
- 대부분의 동물들은 열로 인한 발작 후 회복되지만, 우리의 경험상, 몇몇 마우스는 열 유발 발작의 24-48 시간 이내에 가정 케이지에서 SUDEP (EPilepsy에서 설명 할 수없는 갑작스런 죽음)를 겪습니다. 30분 임상시험 후 열-유도된 발작에 대해 개별적으로 모든 마우스에 대한 스크리닝을 결론지은 후, 기관의 IACUC 가이드라인에 따라 모든 마우스를 안락사시킨다.
5. 열유발 발작 데이터 분석
- 동물 코호트의 스크리닝을 완료한 후, 다음 공식을 사용하여 발작을 나타내는 주어진 유전자형에서 마우스의 백분율을 계산한다:
- 열유도된 발작을 나타내는 유전자형에서 모든 마우스의 발작 역치 온도(단계 3.7에서 언급됨)를 평균화함으로써 주어진 유전자형 내 마우스의 평균 발작 역치 온도를 추정한다.
- 여전히 정체성 및 유전자형에 대해 눈이 멀어 있는 동안, 열 유도 발작 분석 스크리닝 동안 각 마우스의 비디오 녹화를 컴퓨터 스크린에서 재생하여 발작 발작의 중증도를 점수화한다.
- 이전 연구13,14에 의해 기술된 바와 같이 변형된 라신 scale13을 사용하여 열 유도된 발작 거동을 나타내는 개별 마우스에 점수를 부여한다. 자세한 내용은 표 1을 참조하십시오.
- 마우스가 열로 인한 발작을 경험하는 동안 머리가 고개를 끄덕이는 것만 보이면 2 점을주십시오. 마우스가 머리를 끄덕이는 발작 에피소드를 시작하지만 앞다리 클로너스, 넘어짐 및 / 또는 점프를 나타내면 5 점을 얻습니다.
- 위에서 설명한 바와 같이 수정된 Racine scale13 을 사용하여 각 마우스에 대한 최대 점수를 기록하십시오.
- 주어진 유전자형에서 모든 마우스에 의해 나타난 최대 라신 점수의 산란 그래프를 플롯한다.
- 열로 인한 발작과 같은 행동 발작의 중증도를 결정하는 방법으로 서로 다른 마우스 그룹 간의 최대 라신 점수를 통계적으로 비교합니다.
참고: 라신 점수는 상이한 돌연변이 마우스 그룹 또는 유전자형 사이의 발작 특성을 비교하는데 도움이 된다. 야생형 마우스는 열로 인한 발작을 겪지 않을 것으로 예상되며 라신 점수 비교를 위해 고려할 필요가 없을 것으로 예상됩니다. - 실험 설계에 기초하여, 야생형과 돌연변이 마우스 사이에 발작을 나타내는 마우스의 백분율과 그들의 평균 발작 역치 온도 값이 서로 유의하게 다른지를 결정하기 위해 적절한 통계 분석을 수행한다.
| 라신 점수 | 발작 특성 | ||
| 0 | 발작 없음 | ||
| 1 | 입과 얼굴 움직임 | ||
| 2 | 고개를 끄덕이는 머리 | ||
| 3 | 앞다리 클로너스, 보통 한쪽 팔다리 | ||
| 4 | 양육과 앞다리 클로너스 | ||
| 5 | 일반화 된 강장제 - 클로닉 발작, 양육, 점프, 넘어짐 | ||
표 1: 라신 점수.
Representative Results
열성 발작 돌연변이를 가진 동물 모델은 야생형 깔짚 짝에서 발작을 유도하지 않는 상승된 체온에서 열 유발 발작을 겪을 것으로 예상된다. SCN1A 돌연변이는 열성 및 열성 일반화 발작을 모두 나타내는 K1270T GEFS+ 환자를 포함한 열성 발작과 관련이 있다7. 우리는 발작 내성 129X1/SvJ (129X1) 및 발작 감수성 C57BL/NJ (B6N) 배경의 두 가지 유전 적 배경에서 열 발작의 발생에 대해 최근 연구14에서 기술된 CRISPR 생성 SCN1A K1270T GEFS+ 돌연변이 마우스를 스크리닝하였다. GEFS+ 돌연변이를 보유하지 않는 마우스 열 챔버 내의 연령 매칭된 야생형 깔짚 메이트는 따라서, 열 유도된 발작을 나타낼 것으로 예상되지 않으며, 대조군으로서 작용하였다. 시간에 따른 체온 변화의 비율은 분석 동안 매분마다 기록된 마우스의 평균 체온을 플롯팅하여 평가하였다. 이형접합체 돌연변이 마우스와 야생형 깔짚 메이트 사이의 체온 변화율에는 차이가 없었으며 각각의 129X1 및 B6N 유전자 배경에서 시험하였다(도 2B,C). 이는 K1270T GEFS+ 이형접합체 돌연변이 마우스에서 온도 조절이 변경되지 않음을 시사한다.
129X1 (n=15) 또는 B6N (n=9) 유전적 배경으로부터의 모든 이형접합체 돌연변이 마우스는 열-유도된 발작을 나타내었다 (도 2D). 129X1 풍부 배경(n=13)에서 야생형 마우스 중 어느 것도 열 유도된 발작을 나타내지 않았다(도 2D). 대조적으로, 발작에 민감한 B6N 배경에서 시험된 마우스의 3번째(9마리의 마우스 중 n=3)는 열 유도된 발작을 나타내었다. 통계적 비교는 열 유도된 발작을 나타내는 이형접합체 돌연변이 마우스의 백분율이 129X1 및 B6N 유전적 배경 둘 다에서 그들의 각각의 야생형 대응 마우스보다 유의하게 더 높았다는 것을 보여준다 (도 2D, 피셔의 정확한 검정, 129X1 p < 0.0001; B6NJ p = 0.009). 129X1 및 B6N 유전적 배경에서 이형접합체 돌연변이 마우스 사이의 평균 발작 역치 온도는 유사하였다. 129X1 돌연변이 마우스는 0.20°C± 평균 발작 역치 온도가 42.6이고, 이는 B6N 마우스에서 보이는 42.7±06°C의 평균 발작 역치 온도와 유의하게 다르지 않았다(도 2E; 쌍을 이루지 않은 두 꼬리 스튜던트 t-검정, p =0.782). 열 유도된 발작을 나타내는 3개의 B6N 야생형 마우스의 평균 발작 역치 온도는 0.08°C에± 43.7이었고, B6N 이형접합체 돌연변이 마우스에 의해 표시되는 42.7±06°C의 평균 발작 역치보다 유의하게 더 높았다는 점에 유의하는 것이 중요하다(도 2E, 2꼬리 짝을 이루지 않은 스튜던트 t-test, p < 0.0001).
챔버의 플렉시글라스 전면은 앞서 기술된 바와 같이 변형된 라신 스케일(14,20)에서 각 마우스의 발작 중증도에 대한 스코어링에 나중에 사용될 수 있는 분석 동안 연속 비디오 녹화를 수행할 수 있게 한다. 전형적인 분석 동안, 이형접합체 돌연변이 마우스는 발성 및/또는 머리 끄덕임(라신 스코어 2)으로 열-유도된 발작을 나타낼 것이고, 체온이 약 42°C에 도달했을 때 옆구리에 떨어지거나, 점프하거나, 뒷다리 연장 및/또는 일반화된 강장제/클론 발작(라신 스코어 3-5)으로 빠르게 전환된다. 최대 라신 스코어는 돌연변이 마우스 중에서 가장 심각한 열 유도 발작 거동을 나타낸다. 129X1 풍부 배경에서 이형접합체 돌연변이 마우스의 최대 라신 스코어(n=15)는 B6N(n=9) 유전적 배경에서 이형접합체 돌연변이 마우스와 다르지 않다(도 2F; 만-휘트니 검정, p > 0.9999). 이는 K1270T GEFS+ 돌연변이 마우스에서 열-유도된 발작 거동 특성이 균주 배경과 무관하다는 것을 시사한다.
종합하면, 데이터는 모든 돌연변이 마우스가 균주 독립적 방식으로 유사한 빈도, 발작 역치 온도 및 행동 발작 중증도를 갖는 열 유도된 발작을 나타낸다는 것을 입증한다. 야생형 깔짚 메이트의 대부분은 44°C 이하에서 그러한 발작을 나타내지 않는다. 발작에 민감한 B6N 배경에서 야생형 대조군 마우스의 약 삼분의 일은 열-유도된 발작(아마도 유전적 배경 효과로 인한 것일 수 있음)을 나타내었지만, 발작 역치 온도는 동일한 배경의 돌연변이 마우스에 비해 유의하게 더 높았다. 이러한 결과는 B6N 유전자 배경의 돌연변이 마우스가 그들이 품고 있는 SCN1A GEFS+ 돌연변이로 인해 더 낮은 온도 역치에서 열 유발 발작에 취약하다는 것을 시사한다. 따라서이 프로토콜을 사용하여 간질 돌연변이 마우스에서 열 유발 발작을 평가하고 열로 인한 발작을 겪지 않거나 상당히 높은 온도에서 열 발작을 나타내는 야생형 깔짚 메이트 마우스와 구별 할 수 있습니다.
도 2: 돌연변이 마우스는 열-유도된 발작을 나타낸다. (A) 마우스에서 열-유도된 발작의 행동 스크리닝을 위한 가열 프로토콜. (B-C) 야생형(Scn1a+/+ - 검은색 삼각형)과 이형접합체 돌연변이(Scn1aKT/+ - 오렌지 원)에서 시간에 따른 마우스의 평균 체온은 각각 두 개의 유전적 배경인 129X1 및 B6N에서 이루어졌다. (d) 두 유전적 배경 모두에서 열-유도된 발작을 나타내는 마우스의 백분율. 야생형(Scn1a+/+) 및 이형접합체(Scn1aKT/+) 마우스는 각각 검은색 및 주황색 막대로 표시된다. 129X1 및 B6N 배경의 이형접합체 돌연변이체는 각각 검은색 줄무늬가 있는 주황색 솔리드 바와 주황색 막대로 표시됩니다. (e) 두 균주 모두에서 야생형(Scn1a+/+) 및 이형접합체 돌연변이(Scn1aKT/+) 마우스에서 열-유도된 발작에 대한 발작 온도 역치. (f) 두 유전적 배경 모두에서 이형접합체(Scn1aKT/+) 마우스에 의해 나타나는 열-유도된 발작의 최대 라신 스코어의 산란 분포. 각 점은 단일 마우스에서 최대 라신 점수를 나타냅니다. 각 유전자형에서 동물의 수는 괄호 안에 표시된다. 패널 B-F에 표시된 데이터는 S.E± 평균.M다. 이 그림은 Das et al., 2021, eNeuro14의 그림 3에서 수정되었습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
Discussion
우리는 생쥐에서 열로 인한 발작의 발생을 스크리닝하는 간단하고 효과적인 프로토콜을 설명하며, 이는 인간 환자의 열성 발작과 동등한 행동입니다. 상기 분석은 체온의 증가에 대한 대조군 및 시험 마우스 그룹의 민감도를 비교하기 위해 발작, 발작 역치, 라신 척도에서의 발작의 중증도를 나타내는 마우스의 백분율을 포함하는 몇몇 파라미터를 평가한다.
이 프로토콜의 중요한 단계는 마우스의 체온을 지속적으로 모니터링하면서 챔버의 열을 증가시키는 것입니다. 야생형 동물이 체온 >44°C에서 열에 의한 발작을 겪을 수 있기 때문에 이러한 분석에서 마우스가 경험하게 될 최대 체온은 44°C가 필수적이다. 전신 마취 또는 진통제로 전처리하면 동물의 핵심 체온을 낮추거나 온도 조절을 방해 할 수 있으며 이는 발작 임계 온도 데이터 수집을 혼란스럽게 할 수 있습니다. 따라서, 이러한 스크리닝 프로토콜 하의 마우스는 30분 시험 윈도우 동안 이들 제제와 함께 제공될 수 없었다. 모든 절차는 기관의 IACUC 위원회의 승인을 받아야 합니다. 분석 중에 마우스의 코어 체온을 지속적으로 모니터링하려면 직장 온도 프로브를 마우스의 꼬리에 단단히 테이프로 붙입니다. 분석 도중에, 마우스 체온이 마우스 챔버의 온도를 증가시킨 후에도 장기간 변하지 않은 채로 유지되는 것으로 밝혀지면, 직장 온도 프로브가 마우스에서 나오지 않았거나 꼬리에 느슨하게 부착되어 있는지 확인하십시오.
마우스 모델의 유전적 배경은 SCN1A 돌연변이 및 약리학적으로 유도된 발작에 대한 민감성에 영향을 미칠 수 있다18,25,26,27. 위의 결과에서 논의된 바와 같이, 마우스의 유전적 배경은 열-유도된 발작에 대한 그들의 감수성에 영향을 미칠 수 있다. Scn1a K1270T GEFS+ 돌연변이 마우스는 129X1 및 B6NJ의 두 가지 유전적 배경에서 시험되었고, 발작에 민감한 B6NJ 배경에서 야생형 마우스의 작은 비율(33%)이 또한 열 유도된 발작을 겪는 것으로 관찰되었다. 그러나, 이형접합체 돌연변이 Scn1aKT/+ 마우스와 비교하여, B6NJ 야생형 마우스는 상당히 높은 온도 역치에서 열 유발 발작을 경험하였다. 이것은 CRISPR 넉인에 의해 도입된 유전적 돌연변이(Scn1a K1270T)가 돌연변이 마우스를 온열요법으로 유도된 발작에 더 취약하게 만든다는 것을 확인시켜준다.
이 프로토콜을 채택하면 몇 가지 이점이 있으며 아래에 요약되어 있습니다. 첫째, 건조한 공기 또는 가열 된 램프의 스트림을 사용하는 것과 달리, 밀폐 된 공간 내에 온도 제어 강제 공기가 설치되면 실험자는 원하는 속도로 테스트 경기장을 가열하는 것에 대한 더 많은 제어를 할 수 있습니다. 가열 프로토콜의 단계는 쥐와 같이 더 무겁거나 큰 설치류 인 오래된 마우스를 선별하기 위해 시작 온도, 각 단계의 지속 시간 등을 증가 / 감소시키기 위해 쉽게 수정할 수 있습니다. 둘째, 부착 된 직장 프로브를 통해 마우스 체온을 지속적으로 모니터링하면 분석 전반에 걸쳐 개별 마우스의 체온 변화 속도에 대한 귀중한 정보를 제공합니다. 이를 통해 실험자는이 프로토콜을 다른 테스트 분야에 적용 할 때 마우스의 온도 변화 속도가 0.25-0.5 ° C / min (동물에게 스트레스가 될 수 있음)을 초과하지 않는다는 것을 면밀히 관찰 할 수 있습니다. 중요하게도, 다른 마우스 그룹에서 시간에 따른 체온 변화 속도는 열 조절 능력을 밝힐 수 있으며 돌연변이를 일으키는 열성 발작이 생쥐의 온도 조절을 변경하는지 여부를 이해하는 데 도움이 될 수 있습니다. 셋째, 지속적인 체온 모니터링은 마우스가 경험하는 발작의 첫 번째 발작과 동시에 기록되기 때문에이 프로토콜을 사용하는 발작 임계 온도 측정이 정확하다는 것을 보장합니다. 동물의 체온이 지속적으로 모니터링되지 않거나 시험 경기장에서 동물을 데리고 나온 후 발작 역치가 측정되는 경우, 발작 역치 값은 발작 후 마우스를 처리하는 데 걸리는 시간에 따라 달라질 수 있습니다. 마지막으로,이 방법은 인간 환자의 열성 발작을 모방하기 위해 마우스에 발열을 유도하기 위해 (병원균을 주입함으로써) 침습적 인 방법을 사용할 필요성을 회피합니다.
이 프로토콜의 한계 중 하나는 열 유도 발작에 대해 청소년 (연령상 P30 미만) 마우스를 스크리닝하는 것이 어렵다는 것입니다. 이 프로토콜은 열- 또는 고열-유도된 발작에 대한 성인 마우스(P30-P40 이상)의 민감성을 스크리닝하기 위해 개발되었다. 우리의 경험에 비추어 볼 때, 어린 야생형 마우스, 특히 체중이 15g 미만인 쥐는 열로 인한 발작을 겪을 가능성이 더 높으며, 이는 저개발 된 온도 조절 메커니즘, 생리적 열 스트레스 또는 둘 다의 조합으로 인한 것일 수 있습니다. 따라서, 이 프로토콜을 사용하여 청소년 마우스에서 열 유도 발작 스크린을 수행하는 것은 이상적이지 않다.
마우스를 열로 유도된 발작에 노출시키면서 EEG 모니터링을 결합한 미래의 연구는 이전 연구와 유사하게 열-유도된 발작의 EEG 발작 패턴을 조명할 수 있다19. 마우스 뇌의 특정 영역에서의 뉴런 활성은 뇌 조직을 수확한 후 광유전학적 접근법과 면역조직화학 기반 연구를 결합하여 추적할 수 있다. 또한, 케토 다이어트와 같은 제한적인 식단이 열성 발작을 줄이는 데 미치는 영향은 케토를 먹인 마우스와 정상적인 차우 먹이를 먹인 마우스를 열 유도 발작 프로토콜에 적용함으로써 평가할 수 있습니다. 유사하게, 간질 약물 스크리닝 패러다임은 비히클 공급 또는 대조 마우스와 비교했을 때 약물-공급 또는 치료된 마우스에서 열-유도된 발작을 개선하거나 억제하는 후보 항간질 약물을 시험하고 확인하기 위해 개발될 수 있다.
Disclosures
저자는 이해 상충을 선언하지 않습니다.
Acknowledgments
맞춤형 마우스 열실을 만드는 데 도움을 주신 Connor J. Smith에게 감사드립니다. 우리는 O'Dowd 실험실 구성원 인 Lisha Zeng과 Andrew Salgado가 분석 개발의 초기 단계에서 가열 프로토콜을 표준화 한 것을 인정합니다. 또한 원고에 대한 실험 절차의 일부를 비디오 녹화 한 Danny Benavides와 Kumar Perinbam에게 감사드립니다. 이 작업은 D.O.D.에 수여 된 NIH 보조금 (NS083009)에 의해 지원되었습니다.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Axial fan | Farnam | AF20-200-120-xx10-3.1 | Farnam custom products -Axial Fan Heater with Fan |
| Digital temperature controller | Inkbird | ITC-100RH | Inkbird digital PID temperature controller ITC-100RH with K thermocouple |
| Mouse rectal temperature probe | ThermoWorks, Braintree Scientific, Inc | RET-3 | Mouse rectal temperature probe with thermometer |
References
- Hirtz, D., et al. How common are the 'common' neurologic disorders. Neurology. 68, 326-337 (2007).
- Catterall, W. A. Sodium Channel Mutations and Epilepsy. Jasper's Basic Mechanisms of the Epilepsies. , Center for Biotechnology Information. US. Internet (2012).
- Mantegazza, M., Broccoli, V. SCN 1A /Na V 1.1 channelopathies: Mechanisms in expression systems, animal models, and human iPSC models. Epilepsia. 60, (2019).
- Stafstrom, C. E. Persistent Sodium Current and Its Role in Epilepsy. Epilepsy Currents. 7, 15-22 (2007).
- Schutte, S. S., Schutte, R. J., Barragan, E. V., O'Dowd, D. K. Model systems for studying cellular mechanisms of SCN1A-related epilepsy. Journal of Neurophysiology. 115, 1755-1766 (2016).
- Wei, F., et al. Ion Channel Genes and Epilepsy: Functional Alteration, Pathogenic Potential, and Mechanism of Epilepsy. Neuroscience Bulletin. 33, 455-477 (2017).
- Abou-Khalil, B., et al. Partial and generalized epilepsy with febrile seizures plus and a novel SCN1A mutation. Neurology. 57, 2265-2272 (2001).
- Zhang, Y. -H., et al. Genetic epilepsy with febrile seizures plus: Refining the spectrum. Neurology. 89, 1210-1219 (2017).
- Patterson, K. P., et al. Enduring memory impairments provoked by developmental febrile seizures are mediated by functional and structural effects of neuronal restrictive silencing factor. Journal of Neuroscience. 37, 3799-3812 (2017).
- Rossi, M. A. SCN1A and febrile seizures in mesial temporal epilepsy: An early signal to guide prognosis and treatment. Epilepsy Currents. 14, 189-190 (2014).
- Zhang, Y., et al. Altered gut microbiome composition in children with refractory epilepsy after ketogenic diet. Epilepsy Research. 145, 163-168 (2018).
- Meng, H., et al. The SCN1A mutation database: Updating information and analysis of the relationships among genotype, functional alteration, and phenotype. Human Mutation. 36, 573-580 (2015).
- Cheah, C. S., et al. Specific deletion of NaV1.1 sodium channels in inhibitory interneurons causes seizures and premature death in a mouse model of Dravet syndrome. Proceedings of the National Academy of Science U.S.A. 109, 14646-14651 (2012).
- Das, A., et al. Interneuron dysfunction in a new mouse model of SCN1A GEFS. eNeuro. , (2021).
- Kalume, F., et al. Sudden unexpected death in a mouse model of Dravet syndrome. Journal of Clinical Investigations. 123, 1798-1808 (2013).
- Martin, M. S., et al. Altered function of the SCN1A voltage-gated sodium channel leads to gamma-aminobutyric acid-ergic (GABAergic) interneuron abnormalities. Journal of Biological Chemistry. 285, 9823-9834 (2010).
- Rubinstein, M., et al. Dissecting the phenotypes of Dravet syndrome by gene deletion. Brain. 138, 2219-2233 (2015).
- Yu, F. H., et al. Reduced sodium current in GABAergic interneurons in a mouse model of severe myoclonic epilepsy in infancy. Nature Neuroscience. 9, 1142-1149 (2006).
- Dutton, S. B. B., et al. Early-life febrile seizures worsen adult phenotypes in Scn1a mutants. Experimental Neurology. 293, 159-171 (2017).
- Cheah, C. S., et al. Specific deletion of NaV1.1 sodium channels in inhibitory interneurons causes seizures and premature death in a mouse model of Dravet syndrome. Proceedings of the National Academy of Science U.S.A. 109, 14646-14651 (2012).
- Oakley, J. C., Cho, A. R., Cheah, C. S., Scheuer, T., Catterall, W. A. Synergistic GABA-enhancing therapy against seizures in a mouse model of Dravet Syndrome. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 345, 215-224 (2013).
- Ricobaraza, A., et al. Epilepsy and neuropsychiatric comorbidities in mice carrying a recurrent Dravet syndrome SCN1A missense mutation. Scientific Reports. 9, (2019).
- Warner, T. A., Liu, Z., Macdonald, R. L., Kang, J. -Q. Heat induced temperature dysregulation and seizures in Dravet Syndrome/GEFS+ Gabrg2+/Q390X mice. Epilepsy Research. 134, 1-8 (2017).
- Eun, B. -L., Abraham, J., Mlsna, L., Kim, M. J., Koh, S.
- Miller, A. R., Hawkins, N. A., McCollom, C. E., Kearney, J. A. Mapping genetic modifiers of survival in a mouse model of Dravet syndrome. Genes Brain and Behavior. 13, 163-172 (2013).
- Mistry, A. M., et al. Strain- and age-dependent hippocampal neuron sodium currents correlate with epilepsy severity in Dravet syndrome mice. Neurobiology of Disease. 65, 1-11 (2014).
- Ogiwara, I., et al. Nav1.1 localizes to axons of parvalbumin-positive inhibitory interneurons: a circuit basis for epileptic seizures in mice carrying an Scn1a gene mutation. Journal of Neuroscience. 27, 5903-5914 (2007).
