Summary
El presente protocolo describe un sistema de "movimiento pasivo de la cabeza" diseñado a medida, que reproduce aceleraciones mecánicas en las cabezas de los roedores generadas durante su carrera en cinta a velocidades moderadas. Permite diseccionar factores/elementos mecánicos de los efectos beneficiosos del ejercicio físico.
Abstract
El ejercicio es ampliamente reconocido como eficaz para diversas enfermedades y trastornos físicos, incluidos los relacionados con la disfunción cerebral. Sin embargo, los mecanismos moleculares detrás de los efectos beneficiosos del ejercicio son poco conocidos. Muchos entrenamientos físicos, particularmente aquellos clasificados como ejercicios aeróbicos como trotar y caminar, producen fuerzas impulsivas en el momento del contacto del pie con el suelo. Por lo tanto, se especuló que el impacto mecánico podría estar implicado en cómo el ejercicio contribuye a la homeostasis del organismo. Para probar esta hipótesis en el cerebro, se desarrolló un sistema de "movimiento pasivo de la cabeza" diseñado a medida (en adelante, PHM) que puede generar aceleraciones verticales con magnitudes y modos controlados y definidos y reproducir la estimulación mecánica que podría aplicarse a las cabezas de los roedores durante la carrera en cinta a velocidades moderadas, una intervención típica para probar los efectos del ejercicio en animales. Mediante el uso de este sistema, se demostró que PHM recapitula la serotonina (5-hidroxitriptamina, en lo sucesivo denominada 5-HT) receptor subtipo 2A (5-HT2A) señalización en las neuronas de la corteza prefrontal (PFC) de ratones. Este trabajo proporciona protocolos detallados para aplicar PHM y medir sus aceleraciones mecánicas resultantes en las cabezas de los roedores.
Introduction
El ejercicio es beneficioso para tratar o prevenir varios trastornos físicos, incluyendo enfermedades del estilo de vida como la diabetes mellitus y la hipertensión esencial1. En relación con esto, también se han acumulado evidencias sobre los efectos positivos del ejercicio sobre las funciones cerebrales2. Sin embargo, los mecanismos moleculares subyacentes a los beneficios del ejercicio para el cerebro siguen siendo principalmente no dilucidados. La mayoría de las actividades físicas y entrenamientos generan aceleraciones mecánicas en la cabeza, al menos hasta cierto punto. Mientras que diversos fenómenos fisiológicos están regulados mecánicamente, la importancia de la carga mecánica ha sido, en la mayoría de los casos, documentada en el sistema musculoesquelético 3,4,5. Aunque el cerebro también está sujeto a fuerzas mecánicas durante las actividades físicas, particularmente los llamados ejercicios de impacto, la regulación mecánica de la función cerebral fisiológica rara vez se ha estudiado. Debido a que la generación de aceleraciones mecánicas en la cabeza es relativamente común en los entrenamientos físicos, se ha especulado que la regulación mecánica podría estar implicada en los beneficios del ejercicio para las funciones cerebrales.
La señalización del receptor 5-HT2A es esencial para regular las emociones y los comportamientos entre varias señales bioquímicas que funcionan en el sistema nervioso. Está implicada en múltiples enfermedades psiquiátricas 6,7,8, en las cuales el ejercicio ha demostrado ser terapéuticamente eficaz. El receptor 5-HT2A es un subtipo del receptor 5-HT2 que pertenece a la familia de la serotonina y también es miembro de la familia de receptores acoplados a proteínas G (GPCR), cuya señalización está modulada por su internalización, ya sea dependiente del ligando o independiente9. Las contracciones de la cabeza son un comportamiento característico de los roedores, cuya cantidad (frecuencia) representa explícitamente la intensidad de la señalización del receptor 5-HT2A en sus neuronas de la corteza prefrontal (PFC)10,11. Aprovechando la estricta especificidad de esta respuesta alucinógena a la 5-HT administrada (respuesta de contracción de la cabeza, en adelante HTR; ver Película Suplementaria 1), se probó la hipótesis mencionada anteriormente sobre las implicaciones mecánicas en los efectos del ejercicio sobre las funciones cerebrales. Por lo tanto, analizamos y comparamos el HTR de ratones sometidos a ejercicio forzado (carrera en cinta rodante) o intervención mecánica que imita el ejercicio (PHM).
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Protocol
Todos los experimentos con animales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales del Centro Nacional de Rehabilitación para Personas con Discapacidades. Se utilizaron ratas Sprague-Dawley macho de 8-9 semanas de edad para medir las aceleraciones en la cabeza durante la carrera en cinta rodante y PHM. Se utilizaron ratones machos C57BL/6 de 9-10 semanas de edad para pruebas de comportamiento y análisis histológicos del PFC. Los animales se obtuvieron de fuentes comerciales (ver Tabla de Materiales).
1. Medición de magnitudes de aceleraciones a lo largo de los ejes x, y y z durante el funcionamiento en cinta rodante
- Anestesiar a la rata con inhalación de isoflurano al 1,5%.
NOTA: Las ratas se utilizaron después de al menos 1 semana de aclimatación al ambiente de laboratorio. Asegúrese de que la rata no responda a un pellizco en el dedo del pie de la extremidad posterior. - Fije el acelerómetro (consulte la Tabla de materiales) en la parte superior de la cabeza de la rata con cinta quirúrgica.
- Después de la recuperación completa de la anestesia, coloque la rata en la máquina de correr (consulte la Tabla de materiales) y ajuste la cinta de correr a una velocidad moderada (20 m/min)12 (Figura 1A).
NOTA: Tomó al menos 20 minutos confirmar la recuperación completa de la rata de la anestesia después de la terminación de la inhalación de isoflurano y comenzar el experimento en la cinta rodante. Asegúrese de que la rata responda a un pellizco en el dedo del pie de la extremidad posterior, pudiendo caminar o correr sin tambalearse aparentemente. - Mida la magnitud de las aceleraciones verticales durante el funcionamiento en cinta rodante de rata utilizando el software de aplicación siguiendo las instrucciones del fabricante (consulte la Tabla de materiales).
NOTA: Extraiga 10 ondas seriales y calcule individualmente las aceleraciones promedio a lo largo de los ejes tridimensionales (ejes x, y y z, Figura 1B). Las magnitudes máximas se cuantificaron definiendo las ondas sincronizadas por pasos (frecuencia de ~ 2 Hz) como aceleraciones inducidas por la carrera en cinta rodante (Figura 1C). Se utilizaron ratas para este estudio ya que su mayor tamaño corporal era adecuado para medir de manera confiable la aceleración vertical en la cabeza, lo que no era posible en ratones. Sin embargo, los ratones se utilizaron para estudios adicionales debido a la facilidad y fiabilidad con respecto al análisis cuantitativo de la respuesta de contracción de la cabeza.
2. Ajuste del sistema PHM y aplicación de PHM a ratones
- Preajuste la amplitud de la oscilación de la plataforma y la velocidad de rotación de la leva en forma de hélice en el sistema PHM (Figura 1D) para que la magnitud y la frecuencia de la aceleración vertical coincidan con los valores obtenidos en el paso 1.4.
NOTA: El sistema PHM comprende una estructura metálica y una plataforma de madera. La velocidad del motor se puede cambiar y controlar ajustando el dial conectado al controlador incorporado (consulte la Tabla de materiales). La escala de dial de 600 corresponde a 2 Hz, Figura 1E. La leva en forma de hélice tiene cuatro palas con alturas de paso de 5 mm (Figura 1F). - Anestesiar al ratón mediante inhalación de isoflurano al 1,2%.
NOTA: Los ratones se utilizaron después de al menos 1 semana de aclimatación a los ambientes de laboratorio. Asegúrese de que el ratón no responda a un pellizco del dedo del pie de la extremidad posterior. - Coloque el ratón en posición prona con la cabeza y el resto del cuerpo ubicados en las plataformas oscilable y estática, respectivamente.
NOTA: Mantener el ratón anestesiado (1,2% de isoflurano). - Encienda el motor para oscilar la plataforma verticalmente y aplique PHM al mouse.
NOTA: La velocidad del motor se ajustó para oscilar la plataforma a 2 Hz (consulte el paso 2.1). Anestesiar y colocar el ratón de control en la plataforma PHM de la misma manera, pero dejar el motor apagado.
3. Funcionamiento del ratón en la cinta de correr
- Coloque el ratón en la cinta de correr y ajuste la cinta de correr a una velocidad moderada (10 m/min)13.
4. Cuantificación de la respuesta de contracción de la cabeza del ratón (HTR)
- Configure la cámara de vídeo (velocidad de fotogramas: 24 fps) para grabar todo el espacio en la caja de plástico transparente.
NOTA: La jaula de plástico se utilizó para mantener el ratón en el campo de grabación de vídeo. - Administrar por vía intraperitoneal 5-hidroxitriptófano (5-HTP) (100 mg/kg) (ver Tabla de materiales), el precursor de 5-HT, a un ratón.
- Coloque el ratón en el armazón transparente y comience a grabar durante 30 minutos.
- Revise el video grabado (velocidad de 1/2x o 1/3x), contando las contracciones de la cabeza manualmente.
NOTA: Los analistas no estaban cegados al procedimiento experimental. El movimiento rápido característico "similar a un tic" del ratón (ver Película suplementaria 1) se contó como espasmos de cabeza, lo que rara vez ocurre en un entorno normal de reproducción.
5. Análisis inmunohistoquímico de PFC de ratón
- Una vez completadas las pruebas de HTR, anestesiar al ratón administrando la mezcla de midazolam (4,0 mg/kg), butorfanol (4,0 mg/kg) y medetomidina (0,3 mg/kg), perfundir con paraformaldehído (PFA) al 4% en PBS, y luego extirpar el cerebro siguiendo los informes previamente publicados14,15.
- Fije los cerebros en PFA al 4% en PBS durante 24 h adicionales a 4 °C, y guárdelos en sacarosa/PBS al 30% hasta que se hundan. Congele el compuesto de temperatura de corte óptima fijado (compuesto OCT, consulte la Tabla de materiales).
- Recupere las secciones criogénicas del cerebro del ratón de la caja de diapositivas (consulte la Tabla de materiales). Deje los portaobjetos en toallitas limpias a temperatura ambiente hasta que las muestras se deshidraten por completo.
NOTA: Se prepararon secciones sagitales de veinte micrómetros de espesor (lateral +0.5–1.5 mm) a partir de muestras congeladas incrustadas en un compuesto OCT utilizando un criostato (ver Tabla de materiales). - Use una pluma bloqueadora de líquidos (consulte la Tabla de materiales) para dibujar un círculo alrededor del tejido crioseccionado en el portaobjetos para confinar el área de propagación de la solución (0.1% Tween-20 en solución salina tamponada con Tris (TBS-T).
- Coloque toallitas húmedas en la parte inferior de una bandeja que contenga los portaobjetos para crear un ambiente húmedo.
- Después de la permeabilización con TBS-T, bloquear con suero de burro al 4% (ver Tabla de materiales) a temperatura ambiente durante 1 h.
- Enjuague las diapositivas una vez por inmersión de 5 minutos en TBS-T.
- Aplique 100 μL de anticuerpo primario adecuadamente diluido y la mezcla DAPI (consulte la Tabla de materiales) en cada portaobjetos, cubra la bandeja para evitar que se seque la muestra e incube durante la noche a temperatura ambiente.
- Enjuague con TBS-T tres veces (5 minutos de incubación cada una).
- Aplique 100 μL de anticuerpo secundario fluorescente adecuadamente diluido (conjugado con Alexa Fluor 488, 568 o 645) (consulte la Tabla de materiales) en cada portaobjetos e incube durante 1 h a temperatura ambiente.
- Enjuague con TBS-T tres veces (5 minutos de incubación cada una).
- Monte las diapositivas con medio de montaje (consulte Tabla de materiales). Cubra los portaobjetos con cubreobjetos.
- Vea la muestra bajo un microscopio de fluorescencia.
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Representative Results
La magnitud máxima de las aceleraciones verticales en las cabezas de las ratas durante su carrera en cinta a una velocidad moderada (20 m/min) fue de aproximadamente 1,0 × g (Figura 1C). El sistema PHM (Figura 1D) se configuró para generar picos de aceleración vertical de 1,0 × g en las cabezas de los roedores.
La aplicación de PHM (2 Hz, 30 min/día durante 7 días) a ratones atenuó significativamente su HTR en comparación con los ratones control (anestesiados diariamente sin PHM durante 30 min/día durante 7 días) (Figura 2). Esto representa un efecto supresor de PHM en la señalización del receptor 5-HT2A en las neuronas PFC.
La cinta de correr y PHM mejoraron significativamente la internalización del receptor 5-HT2A en neuronas PFC de ratón (Figura 3). Consistentemente, tanto la carrera en cinta rodante como la expresión de c-Fos inducida por 5-HTP regulada a la baja de PHM, el evento celular aguas abajo de la activación del receptor 5-HT2A 14, en neuronas PFC de ratón (Figura 4). Estos resultados sugieren que la carrera en cinta rodante y la PHM internalizan los receptores 5-HT2A en las neuronas PFC, atenuando la señalización relevante.
Figura 1: Medición de las magnitudes de las aceleraciones durante la carrera en cinta rodante. (A) Ilustración para la medición de las aceleraciones generadas en las cabezas de ratas durante su carrera en la cinta rodante. (B) Definición de los ejes x-(izquierda-derecha), y-(rostral-caudal) y z-(dorsal-ventral) utilizados en este estudio. (C) Se generaron aceleraciones en las cabezas de las ratas durante la carrera en cinta a 20 m/min y PHM (frecuencia: 2 Hz) (n = 3 ratas para cada grupo). El sistema PHM se ajustó para producir picos de aceleración vertical equivalentes a los de 20 m/min en cinta rodante (1,0 × g). Barra de escala en ángulo recto, 0,5 × g / 0,5 s. Las imágenes representan tres experimentos independientes con resultados similares. (D) Fotografía de todo el sistema PHM. € Fotografía de la leva en forma de hélice conectada a un motor equipado con conductor. (F) Fotografía de la leva en forma de hélice compuesta por cuatro palas con alturas de paso de 5 mm (véase flecha roja de dos puntas). La figura ha sido modificada de Ryu et al.15. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Aplicación de PHM a ratones. (A) Ilustración para el análisis de los efectos de PHM en HTR. (B,C) PHM mitigó el HTR inducido por 5-HTP. Las contracciones de la cabeza se contaron en bloques de 5 min (B) y bloques de 30 min (C) después de la administración de 5-HTP. El control 2 representa ratones que fueron anestesiados y colocados en la plataforma PHM sin oscilar. Los datos se presentan como medias ± SEM. *, P < 0,05, prueba t no pareada (n = 10 ratones para cada grupo). La figura ha sido modificada de Ryu et al.15. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: La cinta de correr y la aplicación de PHM mejoraron la internalización del receptor 5-HT 2A en neuronas PFC de ratón. (A) Micrografías de anti-5-HT 2A receptor (5-HT 2A R; rojo) y anti-NeuN (verde) inmunotinción del PFC de ratones inyectados con 5-HTP (o vehículo) después de una semana de PHM diaria. Las imágenes de mayor aumento de la inmunotinción del receptor anti-5-HT2A de las células puntiagudas con flecha se muestran con una escala de grises. Las líneas amarillas indican los márgenes soma delineados por señales NeuN-positivas, y las puntas de flecha cian apuntan a inmunoseñales internalizadas del receptor anti-5-HT2A. Barras de escala, 20 μm. Las imágenes son representativas de cinco ratones. (B) Cuantificación de la internalización del receptor 5-HT2A en neuronas PFC de ratón. Las áreas positivas para el receptor 5-HT2A internalizadas y asociadas a la membrana se cuantificaron como valores relativos al área NeuN-positiva en PFC de ratón. El control 1 representa ratones colocados en la máquina de correr apagada, y el control 2 representa ratones que fueron anestesiados y colocados en la plataforma PHM sin oscilar. Se analizaron de treinta y cinco a cuarenta somas neuronales NeuN positivos para cada ratón (internalizado: gráfico izquierdo, p < 0,001, ANOVA unidireccional con prueba de Bonferroni post hoc; gráfico derecho, P = 0,0027, prueba t no pareada; Asociado a membrana: gráfico izquierdo, P < 0,001, ANOVA unidireccional con prueba de Bonferroni post hoc; gráfico derecho, P = 0,0025, prueba t no pareada; n = 5 ratones para cada grupo). Los datos se representan como medias ± SEM. **P < 0.01, ***P < 0.001; ns, no significativo. La figura ha sido modificada de Ryu et al.15. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: La cinta rodante y la aplicación de PHM regularon a la baja la expresión de c-Fos inducida por 5-HTP en neuronas PFC de ratón. (A) Micrografías de anti-c-Fos (verde), anti-5-HT 2A receptor (rojo) y anti-NeuN (azul) inmunotinción del PFC de ratones administrados por vía intraperitoneal con 5-HTP (o vehículo) después de una semana de PHM diaria. Barra de escala, 100 μm. Las imágenes son representativas de cuatro a cinco ratones. (B) Cuantificación de la expresión de c-Fos en neuronas positivas para el receptor 5-HT2A en PFC de ratón. El control 1 representa ratones colocados en la máquina de correr apagada, y el control 2 representa ratones que fueron anestesiados y colocados en la plataforma PHM sin oscilar. Se muestra la población relativa (%) de células c-Fos positivas de 300 células NeuN- y 5-HT2A receptoras positivas (gráfico de la izquierda: P < 0,001, ANOVA unidireccional con prueba de Bonferroni post hoc; gráfico derecho: P < 0,001, prueba t no pareada; n = 4 ratones para la columna 1, n = 5 ratones para las columnas 2 a 5). Los datos se representan como medias ± SEM. ***P < 0.001. La figura ha sido modificada de Ryu et al.15. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Película complementaria 1: La respuesta de contracción de la cabeza del ratón. La película de 2 minutos y 46 s comienza 6 minutos después de la inyección de HTP. Las contracciones en la cabeza se observan en los puntos de tiempo de 0:03, 0:39, 1:39 y 2:42. Haga clic aquí para descargar esta película.
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Discussion
Utilizando el sistema de aplicación PHM desarrollado, hemos demostrado que la señalización 5-HT en sus neuronas PFC está regulada mecánicamente. Debido a la complejidad de los efectos del ejercicio, ha sido difícil diseccionar con precisión las consecuencias del ejercicio en el contexto de la promoción de la salud. La atención se centra en los aspectos mecánicos para evitar la participación o contribución de eventos metabólicos que pueden ocurrir con o posteriormente a las actividades de ejercicio, como el consumo de energía. Se espera que el método descrito aquí sea más ampliamente útil en la investigación biomédica que explora los mecanismos subyacentes a los efectos del ejercicio en las funciones cerebrales.
El sistema actual requiere anestesia para someter a los animales experimentales a PHM, lo que puede influir (ya sea perjudicial o no) en el comportamiento y los procesos de las células nerviosas en el cerebro. Puede ser posible aplicar PHM sin anestesia modificando el sistema, incluidas las magnitudes, modos y formas de onda de las aceleraciones mecánicas generadas por PHM. Por ejemplo, los picos de aceleración más pequeños con ondas sinusoidales en lugar de picos impulsivos de 1 × g del PHM actual pueden "sentirse" como una estimulación más cómoda por parte de los animales. Alternativamente, se pueden implementar nuevos métodos para mantener animales experimentales en la plataforma oscilante con un estrés mínimo. Estas modificaciones y mejoras son factibles, principalmente porque las aceleraciones generadas por PHM se relacionan con el ejercicio moderado en principio y es poco probable que sean un estrés "doloroso" para los animales de experimentación.
Muchos estudios previos han reportado el ejercicio moderado como un procedimiento eficaz para tratar o prevenir numerosas enfermedades y trastornos16,17. El umbral de lactato, donde la concentración plasmática de lactato aumenta exponencialmente con la secreción de hormona adrenocorticotrópica (ACTH), un indicador de estrés18, se utiliza para determinar los ejercicios como leves o moderados19. Sin embargo, el ejercicio "óptimo" aún no se ha definido a nivel molecular. Debido a que no solo el cerebro sino eventualmente todos los demás órganos corporales están sujetos a fuerzas mecánicas durante el ejercicio, el enfoque actual que emplea perturbaciones mecánicas puede ser útil para revelar los mecanismos moleculares detrás de los efectos del ejercicio en contextos más amplios y ayudar a definir "qué es el ejercicio óptimo" mediante medidas científicas.
Sin embargo, el método actual adolece de ciertas limitaciones. No pudimos fijar de manera estable el acelerómetro en la cabeza del mouse debido a la falta de compatibilidad de tamaño. Aunque la medición preliminar indica que la magnitud máxima de las aceleraciones mecánicas generadas en la cinta de correr en la cabeza del ratón también es de aproximadamente 1,0 × g, se requieren más estudios para cuantificarla con mayor precisión.
El presente protocolo ha detallado los procedimientos del sistema PHM diseñado a medida, que permitió diseccionar elementos / factores mecánicos del ejercicio físico. El enfoque proporciona información significativa sobre los beneficios del ejercicio para las funciones cerebrales.
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Disclosures
Los autores declaran que no hay ningún interés en competencia asociado con el trabajo descrito en este documento.
Acknowledgments
Esta labor fue apoyada en parte por el Fondo de Investigación Intramuros del Ministerio de Salud, Trabajo y Bienestar del Japón; Subvenciones para la investigación científica de la Sociedad Japonesa para la Promoción de la Ciencia (KAKENHI 15H01820, 15H04966, 18H04088, 20K21778, 21H04866, 21K11330, 20K19367); Programa apoyado por MEXT para la Fundación de Investigación Estratégica en Universidades Privadas, 2015-2019 del Ministerio de Educación, Cultura, Deportes, Ciencia y Tecnología de Japón (S1511017); la Fundación Naito de Ciencia e Ingeniería. Esta investigación también recibió fondos de la Alianza para la Investigación y Capacitación en Rehabilitación Regenerativa (AR3T), que cuenta con el apoyo del Instituto Nacional de Salud Infantil y Desarrollo Humano Eunice Kennedy Shriver (NICHD), el Instituto Nacional de Trastornos Neurológicos y Accidentes Cerebrovasculares (NINDS) y el Instituto Nacional de Imágenes Biomédicas y Bioingeniería (NIBIB) de los Institutos Nacionales de Salud bajo el número de premio P2CHD086843.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 5-hydroxytryptophan (5-HTP) | Sigma-Aldrich | H9772 | Serotonin (5-HT) precursor |
| Brushless motor driver | Oriental motor | BMUD30-A2 | Speed changer build-in motor driver |
| C57BL/6 mice | Oriental yeast company | C57BL/6J | Mice used in this study |
| Cryostat | Leica | CM33050S | Microtome to cut frozen samples |
| DC Motor | Oriental motor | BLM230-GFV2 | Motor |
| Donkey anti-goat Alexa Fluor 568 | Invitrogen | A-11057 | Secondary antibody used for immunohistochemical staining |
| Donkey anti-mouse Alexa Fluor 647 | Invitrogen | A-31571 | Secondary antibody used for immunohistochemical staining |
| Donkey anti-rabbit Alexa Fluor 488 | Invitrogen | A-21206 | Secondary antibody used for immunohistochemical staining |
| Donkey serum | Sigma-Aldrich | S30-100ML | Blocker of non-specific binding of antibodies in immunohistochemical staining |
| Fluorescence microscope | Keyence | BZ-9000 | Fluorescence microscope |
| Goat polyclonal anti-5-HT2A receptor | Santa Cruz Biotechnology | sc-15073 | Primary antibody used for immunohistochemical staining |
| Isoflurane | Pfizer | v002139 | Inhalation anesthetic |
| KimWipe | NIPPON PAPER CRECIA | S-200 | Paper cloth for cleaning surfaces, parts, instruments in labratory |
| Liquid Blocker | Daido Sangyo | PAP-S | Marker used to make the slide surface water-repellent |
| Mouse monoclonal anti-NeuN (clone A60) | EMD Millipore (Merck) | MAB377 | Primary antibody used for immunohistochemical staining |
| NinjaScan-Light | Switchscience | SSCI-023641 | Accelerometer to measure accelerations |
| OCT compound | Sakura Finetek | 45833 | Embedding agent for preparing frozen tissue sections |
| ProLong Gold Antifade Mountant | Invitrogen | P36934 | Mounting medium to prevent flourscence fading |
| Rabbit polyclonal anti-c-Fos | Santa Cruz Biotechnology | sc-52 | Primary antibody used for immunohistochemical staining |
| Slide box | AS ONE | 03-448-1 | Opaque box to store slides |
| Spike2 | Cambridge electronic design limited (CED) | N/A | Application software used to analyze acceleration |
| Sprague-Dawley rats | Japan SLC | Slc:SD | Rats used in this study |
| Treadmill machine | Muromachi | MK-680 | System used in experiments of forced running of rats and mice |
References
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