Summary
Dieser Artikel beschreibt die Herstellung und den Betrieb von mikrofluidischen akustophoretischen Chips unter Verwendung der mikrofluidischen Akustophorese-Technik und Aptamer-modifizierten Mikroperlen, die zur schnellen und effizienten Isolierung gramnegativer Bakterien aus einem Medium verwendet werden können.
Abstract
Dieser Artikel beschreibt die Herstellung und den Betrieb von mikrofluidischen akustophoretischen Chips unter Verwendung einer mikrofluidischen Akustophoresetechnik und Aptamer-modifizierten Mikroperlen, die für die schnelle, effiziente Isolierung gramnegativer Bakterien aus einem Medium verwendet werden können. Diese Methode erhöht die Trenneffizienz durch eine Mischung aus langen, quadratischen Mikrokanälen. Bei diesem System werden die Probe und der Puffer über einen Durchflussregler in den Einlassanschluss injiziert. Für die Perlenzentrierung und Probentrennung wird über einen Funktionsgenerator mit Leistungsverstärker Wechselstrom an den piezoelektrischen Wandler angelegt, um eine akustische Strahlungskraft im Mikrokanal zu erzeugen. Sowohl am Ein- als auch am Auslass befindet sich ein gegabelter Kanal, der eine gleichzeitige Trennung, Reinigung und Konzentration ermöglicht. Das Gerät hat eine Wiederfindungsrate von >98% und eine Reinheit von 97,8% bis zu einer 10-fachen Dosiskonzentration. Diese Studie hat eine höhere Wiederfindungsrate und Reinheit als die bestehenden Methoden zur Trennung von Bakterien gezeigt, was darauf hindeutet, dass das Gerät Bakterien effizient trennen kann.
Introduction
Mikrofluidische Plattformen werden entwickelt, um Bakterien aus medizinischen und Umweltproben zu isolieren, zusätzlich zu Methoden, die auf dielektrischem Transfer, Magnetophorese, Perlenextraktion, Filterung, zentrifugaler Mikrofluidik und Trägheitseffekten sowie akustischen Oberflächenwellen basieren 1,2. Der Nachweis pathogener Bakterien wird mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) fortgesetzt, ist aber in der Regel mühsam, komplex und zeitaufwendig 3,4. Mikrofluidische Akustophoresesysteme sind eine Alternative, um dies durch angemessenen Durchsatz und berührungslose Zellisolierung zu beheben 5,6,7. Die Akustophorese ist eine Technologie, die Perlen unter Verwendung des Phänomens der materiellen Bewegung durch eine Schallwelle trennt oder konzentriert. Wenn Schallwellen in den Mikrokanal eintreten, werden sie nach Größe, Dichte usw. der Perlen sortiert, und Zellen können nach den biochemischen und elektrischen Eigenschaften des Suspensionsmediums 7,8 getrennt werden. Dementsprechend wurden viele akustophoretische Studien aktiv durchgeführt 9,10,11, und kürzlich wurden numerische 3D-Simulationen akustophoretischer Bewegungen, die durch grenzgetriebenes akustisches Strömen in der Mikrofluidik der akustischen Wellen stehender Oberfläche induziert wurden, eingeführt 12.
Studien in verschiedenen Bereichen untersuchen, wie Antikörperersetzt werden können 2,3. Aptamer ist ein Zielmaterial mit hoher Selektivität und Spezifität, und viele Studien werden durchgeführt 2,9,10,13. Aptamere haben Vorteile von geringer Größe, ausgezeichneter biologischer Stabilität, niedrigen Kosten und hoher Reproduzierbarkeit im Vergleich zu Antikörpern und werden in diagnostischen und therapeutischen Anwendungen untersucht 2,3,14.
Hier beschreibt dieser Artikel ein mikrofluidisches Akustophorese-Technologieprotokoll, das für die schnelle, effiziente Trennung von gramnegativen (GN) Bakterien aus einem Medium unter Verwendung von Aptamer-modifizierten Mikrokügelchen verwendet werden kann. Dieses System erzeugt eine zweidimensionale (2D) akustische stehende Welle durch einzelne piezoelektrische Betätigung, indem es gleichzeitig zwei orthogonale Resonanzen innerhalb eines langen rechteckigen Mikrokanals stimuliert, um Aptamer-gebundene Mikroperlen an den Knoten- und Antiknotenpunkten für die Trenneffizienz auszurichten und zu fokussieren 2,11,15,16 . Sowohl am Ein- als auch am Auslass befindet sich ein gegabelter Kanal, der eine gleichzeitige Trennung, Reinigung und Konzentration ermöglicht.
Dieses Protokoll kann im Bereich der Früherkennung bakterieller Infektionskrankheiten sowie einer schnellen, selektiven und empfindlichen Reaktion auf pathogene bakterielle Infektionen durch Echtzeit-Wasserüberwachung hilfreich sein.
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Protocol
1. Mikrofluidisches Akustophorese-Chip-Design
HINWEIS: Abbildung 1 zeigt ein Schema der Trennung und Sammlung von Zielmikroperlen aus Mikrokanälen durch Akustophorese. Der mikrofluidische Akustophorese-Chip ist mit einem CAD-Programm konstruiert.
- Entwerfen Sie einen mikrofluidischen Akustophorese-Chip, der eine Mischung aus Aptamer-modifizierten Perlen und Streptavidin-beschichteten Polystyrol (PS)-Perlen verwendet, die der Größe von Bakterien entsprechen, um die Trennleistung des Geräts zu untersuchen.
- Entwerfen Sie einen mikrofluidischen Akustophorese-Chip, der PS-Perlen am Zielausgang sammelt und den Rest durch den Auslass verwirft, nachdem eine PS-Probenmischung in den Probeneinlass injiziert wurde (siehe Abbildung 2 und Tabelle 1).
HINWEIS: Zu diesem Zweck besteht der akustofluidische Chip aus zwei Einlässen für die Injektion von Proben und Puffer, einem Hauptkanal mit einem angeschlossenen piezoelektrischen Wandler (PZT), damit die Mikroperlen zentral ausgerichtet werden können, und zwei Auslässen, über die Proben gesammelt und Abfälle entladen werden (Abbildung 3A). - Entwerfen Sie einen mikrofluidischen Akustophorese-Chip, bei dem Mikroperlen, Puffer, Bakterien und Aptamere den Hauptkanal passieren, wobei die Mikrokügelchen zentral über die durch die PZT induzierte In-Chip-Akustophorese ausgerichtet sind (Abbildung 3B, C)
2. Mikrofluidische Akustophorese-Chip-Herstellung
HINWEIS: Setzen Sie vier Schichten in der folgenden Reihenfolge zusammen: eine Borosilikat-Glas-Silizium-Schicht, eine Siliziumschicht, eine Borosilikatglasschicht und eine PZT-Schicht, wie in Abbildung 3A,B dargestellt.
- Borosilikatglas (die oberste Schicht) mit Löchern mit 2 mm Durchmesser durch Sandstrahlen17 am Ein- und Auslass zum Anschluss von Polyetheretherketon (PEEK)-Rohren vorbereiten. Das Borosilikatglas misst 20 × 80 × 0,5 mm3.
- Es wird eine 200 μm dicke Siliziumkanalschicht mit einem Mikrokanal mit einer Querschnittsfläche von 0,2 × 0,2mm2 hergestellt, der unter Verwendung eines Fotolacks und eines Siliziummusters gebildet wird, das durch tiefenreaktives Ionenätzen (RIE)18 erhalten wird. Bohren Sie Löcher mit einem Durchmesser von 1 mm für die Proben- und Puffereinlasskanäle sowie die Sammel- und Abfallauslasskanäle während des reaktiven Ionenätzens.
HINWEIS: Hier verwendet das Ionenätzen den RIE-Prozess, um Mikrokanäle zu bilden. Für die Siliziumkanalschicht wurde ein Fotolack in Form eines Kanals auf einen Siliziumwafer aufgebracht. Der PR-beschichtete Siliziumwafer wurde mit Plasma geätzt, das durch Auftragen von 13,56 MHz auf Fluor18 erzeugt wurde. - Es wird ein Chip hergestellt, wobei die Schichten über und unter der Siliziumschicht (20 × 80 × 0,5 mm 3), die in Schritt 2.2 (20 × 80 × 0,5 mm3) hergestellt wurden, mit dem Borosilikatglas in Schritt 2.1 und einer dritten Borosilikatglasschicht unter Eloxierung bei 1.000 V und 400 °C19 verbunden sind.
- Befestigen Sie eine PZT (20 × 40 mm2) mit einem Cyanacrylatkleber (10 μL oder weniger) auf der Borosilikatglasschicht entlang des mikrofluidischen Kanals.
HINWEIS: Tragen Sie den Klebstoff als sehr dünne Schicht mit einem Wattestäbchen in den Kanal auf, um Höhenänderungen zu minimieren. Abbildung 3C zeigt ein Bild des Geräts.
3. Bakterienstämme und Kultur
HINWEIS: Siehe Tabelle 2 , um GN- und grampositive (GP) Bakterien für Experimente auszuwählen und zu inkubieren. Informationen zur Kulturmethode finden Sie in den Schritten 3.1-3.4. Alle Bakterien sollten unter aeroben Bedingungen inkubiert werden, bis eine Absorption von 0,4 bei 600 nm (OD600) erreicht ist.
- Für GN-Bakterien wie Escherichia coli DH5α, Escherichia coli KCTC2571 , Sphingomonas insulae und Pseudomonas pictorum und GP-Bakterien wie Staphylococcus epidermidis und Staphylococcus pasteuri, inkubieren Sie in Luria-Bertani-Medium bei 37 °C und 220 U/min für 16 h.
- Für Enterobacter (GN) und Bacillus megaterium (GP; KCTC 1021), 16 h in Nährbrühmedium bei 37 °C und 220 U/min inkubieren.
- Für Enterococcus thailandicus (GP) inkubieren Sie in de Man, Rogosa und Sharpe (MRS) medium bei 37 °C und 220 U/min für 16 h.
- Bei Listeria grayi (GP) 16 h lang im Hirnherz-Infusionsmedium bei 37 °C und 220 U/min inkubieren.
- Zentrifugieren (9056 x g) der kultivierten Bakterien für 1 min bei Raumtemperatur (RT), dann zweimal mit 1x phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) Puffer waschen.
- Bereiten Sie die ausgewählten GN- und GP-Bakterien für die Analyse vor, indem Sie sie im PBS-Puffer resuspendieren.
4. Mikroperlen und Immobilisierung von Aptamer auf Mikroperlen
- Resuspendieren Sie die mit Streptavidin beschichtete Mikroperlen (10 μm) Mischung (Table of Materials) vor Gebrauch (Mischung durch Vortexing für 20 s).
- Aptamer durch Denaturierung bei 95 °C für 3 min und anschließendes Rückfalten bei 0 °C für 2 min vorbereiten.
- 250 μL der resuspendierten Streptavidin-beschichteten Mikroperlenmischung in ein 1,5 ml Röhrchen überführen und mit Tris-HCl-Puffer (50 mM Tris, pH 7,4, 1 mM MgCl2, 5 mMKCL, 100 mM NaCl) bei RT waschen. Dann geben Sie 100 μL biotinyliertes DNA-Aptamer in die Röhre.
- Inkubieren Sie die Mischung bei RT für 30 min während des Drehens (25 U/min).
- Nach der Zentrifugation (9056 x g) wird das Röhrchen zweimal mit 200 μL Tris-HCl-Puffer bei RT gewaschen.
- 10 μL BSA (100 mg/ml) in das gewaschene Probenröhrchen geben und 30 min bei RT mit Rotation (25 U/min) inkubieren.
- Zum Schluss werden die Aptamer-modifizierten Mikrokügelchen zweimal durch Zentrifugation (9056 x g) im Tris-HCl-Puffer bei RT gewaschen.
5. Aufbau und Betrieb der Akustophorese
- Verbinden Sie PEEK-Röhrchen mit den beiden Einlässen für die Injektion von zwei Proben und Puffer und den beiden Auslässen zum Sammeln und Entladen von Abfällen (Abbildung 4).
- Füllen Sie den mikrofluidischen Akustophoresekanal manuell mit blasenfreiem demineralisiertem Wasser mit einer 10-ml-Spritze.
- Bereiten Sie einen Präzisionsdruckregler mit zwei oder mehr Ausgangskanälen vor, um den Flüssigkeitsfluss zu steuern. Füllen Sie dann die Durchstechflaschen zur Hälfte mit der Probe und puffern Sie sie mit jeweils zwei Löchern in den Kappen und verbinden Sie sie mit dem Chipeinlass.
HINWEIS: Ein Präzisionsdruckregler mit zwei oder mehr Ausgangskanälen kann durch mehrere Präzisionsdruckregler ersetzt werden. Am Puffereinlass wird ein Puffer, der in der Lage ist, eine laminare Strömung zu erzeugen, die verhindert, dass sich die Probe während der Probeninjektion in die Mitte bewegt, durch einen Durchflussregler injiziert. - Nach der Vorbereitung des Geräts injizieren Sie die Probe und den Puffer, indem Sie mit dem Präzisionsdruckregelgerät einen Druck von 2 kPa an den Probeneinlass und 4 kPa an den Puffereinlass anlegen.
HINWEIS: Zu diesem Zeitpunkt sollte für eine glatte laminare Strömung der Injektionsdruck des Puffers höher sein als der Injektionsdruck der Probe. Der Durchfluss wird von einem Durchflussregler gesteuert, der am Ansauger befestigt ist, der mit dem Einlasskanal verbunden ist. - Konzentrieren Sie sich auf eine Perle, um sie mit dem PZT in die Mitte des mikrofluidischen Kanals zu bewegen, während Sie durch das Mikroskop prüfen.
HINWEIS: Je größer die Perle, desto größer der Effekt auf die Wellenform, so dass es einfacher ist, sie am Knotenpunkt auszurichten. Funktionsgenerator mit Verstärker versorgt PZT mit Strom, um Sinuswellen im Mikrokanal zu erzeugen. Da der obere und untere Teil des Mikrokanals aus Glas bestehen, wird die erzeugte Sinuswelle reflektiert und erzeugt einen Knotenpunkt7. - Erzeugen Sie eine Resonanzfrequenz von 3,66 MHz mit einem einkanaligen Funktionsgenerator und verstärken Sie ein typisches Signal mit einem Leistungsverstärker um 16 dB (etwa das Neunfache) (Abbildung 4).
HINWEIS: Die Resonanzfrequenz des Aktors muss mit der Größe des Kanals übereinstimmen; Da der Kanal quadratisch ist, arbeitet der PZT mit einer genauen Frequenz, um einen einzelnen Knoten zu erstellen. - Beobachten Sie die Trenn- und Anreicherungsprozesse auf dem akustofluidischen Chip mit einem Fluoreszenzmikroskop und einer Hochgeschwindigkeitskamera, die mit 1.200 fps arbeitet.
- Quantifizieren und analysieren Sie das Vorhandensein oder Fehlen von GN-Bakterien und GP-Bakterien, indem Sie die mit der fluoreszenzmikroskopischen Kamera aufgenommenen Bilder der bakteriengebundenen Perlen und Bakterien überprüfen, die durch die Sammel- und Abfallauslassproben ausgeschieden werden.
HINWEIS: Mikroperlen mit Puffer, Bakterien und Aptameren passieren den Hauptkanal, und die Mikroperlen werden zentral über die durch die PZT induzierte In-Chip-Akustophorese ausgerichtet. Schließlich werden Mikroperlen, die GN-Bakterien gebunden haben, an der Sammelstelle gesammelt, und die nicht gesammelten Bakterien werden durch den Abfallauslass ausgestoßen.
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Representative Results
Abbildung 5 zeigt das Bild des Wulststroms als Funktion der PZT-Spannung (OFF, 0,1 V, 0,5 V, 5 V). Im Fall des in dieser Studie vorgestellten akustophoretischen Chips wurde bestätigt, dass mit zunehmender Spannung des PZT die zentrale Konzentration der 10 μm großen Perlen zunahm. Die meisten der 10 μm großen Perlen wurden in der Mitte bei 5 V der PZT-Spannung konzentriert. Durch dieses Ergebnis wurde in einem Einkanal-Funktionsgenerator eine Resonanzfrequenz von 3,66 MHz erzeugt und ein allgemeines Signal mit einem Leistungsverstärker um 16 dB (ca. 9-fach) verstärkt.
Tabelle 3 zeigt, dass die Mikroperlenmischung von 1 μm (Zellgröße) und 10 μm (Aptamer Attached Bead) in den in dieser Studie verwendeten akustischen Flüssigkeitschip injiziert wurde, und die Chiptrennleistung entsprechend der Auslassflussrate (400, 450 und 475 μL/min) ist das Ergebnis der Bewertung. Die Wiederfindungsrate ist das Verhältnis der Anzahl der am Auslauf gesammelten Perlen zur Gesamtzahl der injizierten Perlen für 10 μm große Perlen, die 98% ± 2,2%, 98% ± 2,5% bzw. 90% ± 9,8% betrugen. Reinheit ist das Verhältnis der Anzahl der 10-μm-Perlen zur Gesamtzahl der gesammelten Perlen, die 97,1% ± 3,6%, 97,6% ± 2,4% bzw. 99,4% ± 0,6% betrugen. Dies zeigt, dass das Gerät eine hohe Trennleistung für Perlen mit einer Größe von 10 μm aufweist.
Abbildung 6 zeigt Bilder und eine Grafik der bakteriengebundenen Zahlen pro Perle. Daten über den Betrieb des Akustophorese-Chips in Bezug auf die Ziel- und Abfallproben wurden am Auslass bzw. am Einlass gesammelt. Alle Proben wurden einer 10-μL-Probenahme in Sammelröhrchen unterzogen, und die Anzahl der Bakterien, die an Mikroperlen binden, wurde unter einem Fluoreszenzmikroskop beobachtet. Viele GN-Bakterien ( z. Coli DH5α) sind an alle Perlen gebunden, während einige GP-Bakterien (z. B. Listeria grayi) an einige Perlen gebunden sind. Die Anzahl der GN- und GP-Bakterien, die an jede Aptamer-modifizierte Mikroperle (von 25 Perlen) gebunden waren, wurde mit einem Mikroskop mit einer Hochgeschwindigkeitskamera gemessen. Alle fünf GN-Bakterien waren an Perlen gebunden (jeweils 4,96 ± 0,77), während signifikant weniger GP-Bakterien an die getesteten Substanzen (jeweils 0,08 ± 0,08) gebunden waren. Die Signalstärke unterschied sich signifikant zwischen den GN- und GP-Bakterien. Diese Daten bestätigen, dass dieses Gerät bei der Isolierung von GN-Bakterien erfolgreich war.
Abbildung 1: Schematische Darstellung der Mikrokanäle, zentrale Ausrichtung der Mikroperlen mittels Akustophorese und Erfassung der Targets. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: CAD-Bild des mikrofluidischen Akustophorese-Chips zur Trennung von GN-Bakterien mit Aptamer-Affinitätsperlen . (A) Siliziumkanalschicht. (B) Obere Glasschicht. (Zu den Abmessungen von 1 bis 4 siehe Tabelle 1). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: Struktur des Akustophorese-Mikrogeräts . (A) Grundriss, (B) Querschnittsplan und (C) Foto des Geräts. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 4: Schematische Darstellung des akustofluidischen Systems zum Trennen und Sammeln von Zellen. Die Probe oder Pufferlösung wird über den Durchflussregler in den Einlassanschluss injiziert. Zur Perlenzentrierung und Probentrennung wird über einen Funktionsgenerator mit Leistungsverstärker Wechselstrom an den PZT angelegt, um eine akustische Strahlungskraft im Mikrokanal zu erzeugen. Die getrennte Zielprobe wird durch ein Sammelröhrchen gesammelt und die verbleibende Abfallflüssigkeit wird durch einen anderen Auslass zurückgewonnen. Ein Hochgeschwindigkeitskameramodul wird verwendet, um die Trennung zu visualisieren. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 5: Bild des Perlenflusses als Funktion der PZT-Spannung. (A) PZT AUS, (B) PZT 0,1 V, (C) PZT 0,5 V, (D) PZT 5 V. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 6: Anzahl von GN (E. coli DH5α) und GP (Listeria grayi) Bakterien, die an Aptamer-modifizierte Mikroperlen gebunden sind (n = 25 , Fehlerbalken = Standardfehler). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
| Zahl | Gerät | Breite (B) oder Durchmesser (D) (μm) |
| 1 | Einlass- und Auslassanschluss (Silizium) | 1000 (D) |
| 2 | Mikrofluidischer Kanal | 200 (W) |
| 3 | Ein- und Auslasskanal | 400 (B) |
| 4 | Einlass- und Auslassöffnung (Glas) | 1500 (D) |
Tabelle 1: Abmessungen der pneumatischen mikrofluidischen Plattform (1 bis 4 in Abbildung 2).
| GN-Bakterien | GP-Bakterien |
| Escherichia coli (DH5α) | Bacillus megaterium (KCTC 1021) |
| Enterobacter cloacae | Staphylococcus epidermidis |
| Sphingomonas insulae | Listeria grayi |
| Escherichia coli KCTC 2571 | Enterococcus thailandicus |
| Pseudomonas pictorum | Staphylococcus pasteuri |
Tabelle 2: Die untersuchten GN- und GP-Bakterien.
| Durchfluss am Wasseraustritt (μL/min) | Rückgewinnungsquote (%) | Reinheit (%) |
| 400 (5x volumetrische Konzentration) | 98 ± 2,2 | 97,1 ± 3,6 |
| 450 (10x volumetrische Konzentration) | 98 ± 2,5 | 97,6 ± 2,4 |
| 475 (20x volumetrische Konzentration) | 90 ± 9,8 | 99,4 ± 0,6 |
Tabelle 3: Wiederfindungsrate und Reinheit der Trennung.
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Discussion
Wir entwickelten ein mikrofluidisches Schallschwebegerät zum Einfangen und Übertragen von GN-Bakterien aus Kulturproben mit hoher Geschwindigkeit, basierend auf einer kontinuierlichen Laufmethode entsprechend ihrer Größe und Art und Aptamer-modifizierten Mikrokügelchen. Der lange, quadratische Mikrokanal ermöglicht ein einfacheres Design und eine höhere Kosteneffizienz für die 2D-Akustophorese als bisher berichtet 20,21,22,23,24,25,26. Das Gerät hat eine Wiederfindungsrate von >98% bis zu einer 10-fachen Dosiskonzentration. Diese Studie zeigt eine höhere Wiederfindungsrate und Reinheit als die bestehenden markierungsfreien Methoden 20,21,22,23,24 und Affinitätsperlenmethoden25,26 zur Trennung von Bakterien. Dies deutet darauf hin, dass das Gerät Bakterien effizient trennen kann. Da die 10-μm-Kügelchen jedoch in die Seitenkanäle fließen können, wird die Wiederfindungsrate bei einer 20-fachen Dosiskonzentration aufgrund der starken Rückzugskraft, die durch den geschlossenen Auslass entsteht, der die akustische Strahlung in einem Leistungstest blockiert, auf 90% reduziert. Während die Rückgewinnungsrate auf dem Chip 98% erreichen kann, verringern mehrere Faktoren die Wiederfindungsrate, wie z. B. die Ausfällung von Perlen im Inhalator oder das Verstopfen des Röhrchens, das den Inhalator mit dem Chip verbindet.
Es gibt ein paar wichtige Punkte, die benötigt werden, um diesen akustophoretischen Chip herzustellen und zum Laufen zu bringen. Der Klebstoff, der zur Befestigung des PZT verwendet wird, sollte so wenig wie möglich für die Genauigkeit der Riffelung verwendet werden und PZT und Mikrokanal sollten parallel sein. Fehler in diesem Schritt führen zur Übertragung falscher Wellenformen durch die PZT zum Chip, was sich als Perlenfehlausrichtung manifestiert. Seien Sie auch vorsichtig beim Betrieb, da mehrere Faktoren die Wiederfindungsrate verschlechtern können, wie z. B. die Sedimentation von Perlen aus der Spritze oder die Verstopfung des Verbindungsschlauchs mit Spänen aus der Spritze.
Dieses Gerät kann nicht nur zum Nachweis lebender Bakterien oder bakterieller Biomarker im Bereich der Früherkennung bakterieller Infektionskrankheiten eingesetzt werden, sondern kann auch auf die Überwachung der Wasserverschmutzung ausgeweitet werden, was zur Identifizierung von Bioterrorismus und pathogenen bakteriellen Infektionen beitragen wird.
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Disclosures
Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde von der National Research Foundation of Korea (NRF) unterstützt, die von der koreanischen Regierung (Ministerium für Wissenschaft und IKT) finanziert wird. (Nein. NRF-2021R1A2C1011380)
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 µm polystyrene microbeads | Bang Laboratories | PS04001 | Cell size beads |
| 10 µm Streptavidin-coated microbeads | Bang Laboratories | CP01007 | Aptamer affinity beads |
| 4-inch Silicon Wafer/SU-8 mold | 4science | 29-03573-01 | Components of chip |
| Aptamer | Integrated DNA Technologies | GN3-6' | RNA for bacteria conjugation |
| Borosilicate glass | Schott | BOROFLOAT 33 | Components of chip |
| Centrifuge | Daihan | CF-10 | Wasing particles |
| Cyanoacrylate glue | 3M | AD100 | Attach PZT to microchip |
| Escherichia coli DH5α | KCTC | KCTC2571 | Target bacteria |
| Functional generator | GW Instek | AFG-2225 | Generate frequency |
| High-speed camera | Photron | FASTCAM Mini | Observation of separation |
| Hot plate | As one | HI-1000 | Heating plate for curing of liquid PDMS |
| KOVAX-SYRINGE 10 mL Syringe | Koreavaccine | 22G-10ML | Fill the microfluidic acoustophoresis channel with bubble-free demineralized water. |
| Liquid polydimethylsiloxane, PDMS | Dow Corning Inc. | Sylgard 184 | Components of chip |
| LB Broth Miller | BD Difco | 244620 | Cell culture (Luria-Bertani medium) |
| Microscope | Olympus Corp. | IX-81 | Observation of separation |
| PBS buffer | Capricorn scientific | PBS-1A | Wasing bacteria |
| PEEK Tubes | Saint-Gobain Ppl Corp. | AAD04103 | Inject or collect particles |
| Piezoelectric transducer | Fuji Ceramics | C-213 | Generate specific wave in channel |
| Power amplifier | Amplifier Research | 75A250A | Amplify frequency |
| Pressure controller/μflucon | AMED | AMED-μflucon | Control of air pressure/flow controller |
| Tris-HCl buffer | invitrogen | 15567027 | Wasing particles |
| Tube rotator | SeouLin Bioscience | SLRM-3 | Modifiying aptamer and bead |
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