Summary
El presente protocolo describe la evaluación ecocardiográfica de la morfología, función y flujo sanguíneo coronario del ventrículo izquierdo en ratones neonatos de 7 días de edad.
Abstract
La ecocardiografía es un procedimiento no invasivo que permite la evaluación de parámetros estructurales y funcionales en modelos animales de enfermedad cardiovascular y se utiliza para evaluar el impacto de posibles tratamientos en estudios preclínicos. Los estudios ecocardiográficos generalmente se realizan en ratones adultos jóvenes (es decir, de 4 a 6 semanas de edad). La evaluación de la función cardiovascular neonatal temprana generalmente no se realiza debido al pequeño tamaño de las crías de ratón y las dificultades técnicas asociadas. Uno de los desafíos más importantes es que la corta longitud de las extremidades de los cachorros les impide alcanzar los electrodos en la plataforma de ecocardiografía. La temperatura corporal es el otro desafío, ya que los cachorros son muy susceptibles a los cambios de temperatura. Por lo tanto, es importante establecer una guía práctica para realizar estudios ecocardiográficos en crías de ratón pequeñas para ayudar a los investigadores a detectar cambios patológicos tempranos y estudiar la progresión de la enfermedad cardiovascular a lo largo del tiempo. El trabajo actual describe un protocolo para realizar ecocardiografía en cachorros de ratón a la temprana edad de 7 días de edad. También se describe la caracterización ecocardiográfica de la morfología cardíaca, la función y el flujo coronario en ratones neonatos.
Introduction
El objetivo general de este protocolo es examinar la morfología cardíaca, la función y el flujo de la arteria coronaria en crías de ratón neonatal de 7 días de edad mediante ecocardiografía. La razón detrás del desarrollo de esta técnica es determinar cambios tempranos en el flujo coronario y la función cardíaca en modelos de ratón de enfermedad cardíaca1. La naturaleza no invasiva de la ecocardiografía es ventajosa porque permite evaluar la función cardiovascular en condiciones fisiológicas y proporciona a los investigadores una herramienta de detección para el estudio de terapias dirigidas para tratar enfermedades cardiovasculares 2,3. Tradicionalmente, los estudios ecocardiográficos se realizan con ratones adultos jóvenes (4-6 semanas); Sin embargo, algunos modelos de ratones (es decir, modelos modificados genéticamente) ya exhiben cambios patológicos y disfunción cardíaca a esta edad. Por lo tanto, la investigación cardíaca utilizando modelos animales se ha centrado principalmente en agentes terapéuticos que mejoran o tratan la disfunción cardíaca. En contraste, más recientemente, los esfuerzos de investigación han sido redirigidos para centrarse en medidas preventivas e intervenciones tempranas en enfermedades cardíacas4.
Estudios previos han descrito el uso de la ecocardiografía para medir la función cardíaca en modelos de infarto de miocardio en ratones neonatos 5,6; sin embargo, estos estudios no lograron medir el flujo coronario y, lo que es más importante, no lograron registrar un electrocardiograma (ECG) y datos de frecuencia cardíaca (FC) durante el procedimiento, muy probablemente debido al pequeño tamaño de las extremidades de los cachorros, que no pudieron alcanzar las almohadillas de los electrodos. Superamos este problema en este protocolo conectando papel de aluminio a las extremidades para permitirles llegar a las almohadillas de electrodos y crear un circuito de ECG. Además, este protocolo describe y caracteriza el flujo de la arteria coronaria en ratones neonatos.
Este estudio obtuvo imágenes en modo B y modo M en vistas paraesternales de eje largo y corto para medir parámetros estructurales y funcionales 2,3. Los parámetros morfológicos incluyeron dimensiones de la aurícula izquierda, dimensiones del ventrículo izquierdo (VI), espesor de la pared del VI, masa del VI y espesor relativo de la pared (TRD). Los parámetros funcionales incluyeron fracción de eyección (FE), acortamiento fraccional (FS), gasto cardíaco (CO) y velocidad de acortamiento de la fibra circunferencial (Vcf). El Doppler de onda de pulso (PW) se utilizó para medir el flujo aórtico en la vista paraesternal de eje corto (PSAX) y para medir el flujo sanguíneo mitral en la vista apical de cuatro cámaras. La vista apical de cuatro cámaras también se utilizó para realizar Doppler tisular en la parte septal del anillo de la válvula mitral. El flujo coronario en la arteria coronaria descendente anterior izquierda (LAD) también se examinó mediante una vista de eje largo paraesternal modificado (PLAX). La reserva de flujo coronario (CFR) se calculó después de un desafío de estrés inducido por el aumento de la concentración de isoflurano.
El presente protocolo demuestra que los estudios ecocardiográficos pueden realizarse a una edad muy temprana en ratones neonatos, lo que permite el reconocimiento temprano de patologías cardíacas y estudios de seguimiento longitudinal de la hemodinámica del VI y los parámetros de flujo coronario en diferentes modelos de ratones. Esta técnica se puede utilizar para estudiar el papel de las alteraciones genéticas o las intervenciones farmacológicas en la función cardíaca en edades postnatales tempranas. Además, el protocolo proporciona una herramienta valiosa para determinar la aparición de enfermedades cardíacas tempranas en la vida, lo que permite a los investigadores desbloquear los mecanismos moleculares subyacentes a las etapas iniciales de las enfermedades cardíacas en diferentes modelos de ratón.
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Protocol
Todos los experimentos fueron aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Illinois en Chicago. Para los experimentos, se utilizaron ratones FVB / N de 7 días de edad. El protocolo se divide en preparación del ratón, adquisición de imágenes de ecocardiografía y cuidado de animales después de la obtención de imágenes.
1. Preparación del ratón
- Obtenga los ratones de 7 días de edad de la jaula de cría.
NOTA: A esta edad temprana, es difícil determinar el sexo del animal mediante un examen físico. - Coloque el gel de ECG (consulte la Tabla de materiales) en las almohadillas de electrodos de la plataforma calentada. Coloque tiras de papel de aluminio (~ 1.5 in x 0.25 in) en la parte superior de las almohadillas de electrodos para extender el rango de electrodos y asegurar con cinta adhesiva (Figura 1A). Posteriormente, coloque el gel de ECG encima de las tiras de papel de aluminio.
NOTA: Asegúrese de que el gel debajo de las tiras de papel de aluminio no se seque durante el procedimiento. Si eso ocurre, agregue más gel para mantener la conductividad. - Corte un dedo de un guante de nitrilo y colóquelo para cubrir tanto el cono nasal de isoflurano/oxígeno en un lado como la nariz del ratón en el otro lado (Figura 1B).
- Coloque la cría de ratón en la cámara de inducción de isoflurano y comience la administración de isoflurano a una concentración del 2,5% impulsada por el oxígeno al 100% (Figura 1C).
- Coloque al cachorro anestesiado en posición supina en la plataforma de imágenes con las patas en la parte superior de las almohadillas de papel de aluminio y asegúrelo con cinta adhesiva. Asegúrese de que el circuito eléctrico esté completo y que el ECG esté grabando.
- Disminuya el suministro de isoflurano a 1.5% impulsado por 100% de oxígeno. Asegure el dedo recortado del guante alrededor de la nariz del cachorro con cinta adhesiva. Confirme la profundidad de la anestesia pellizcando las patas del cachorro.
- Coloque una capa gruesa de gel de ultrasonido precalentado en la parte superior del cuerpo del cachorro. Use dos rollos de gasa para mantener el gel de ultrasonido en su lugar (Figura 1D).
- Use una lámpara de calentamiento para mantener la temperatura corporal normal del cachorro (Figura 1E).
NOTA: No se utilizó una sonda rectal para controlar la temperatura corporal en el estudio actual debido al pequeño tamaño del cachorro.
2. Adquisición y análisis de imágenes ecocardiográficas
- Realizar ecocardiografía transtorácica utilizando un instrumento de ecocardiografía equipado con un transductor de matriz lineal a 40 MHz para el modo B y a 32 MHz para Doppler (velocidad de fotogramas 233) (ver Tabla de materiales), siguiendo los protocolos de ecocardiografía de ratones adultos7,8,9.
- Evite ejercer una presión excesiva sobre la cavidad torácica del cachorro al colocar el transductor de eco durante la adquisición de imágenes ecocardiográficas.
NOTA: Debido al pequeño tamaño del cachorro, el peso del transductor en sí puede resultar en una función cardíaca alterada o la muerte. - Capture la vista PLAX del tracto de salida del ventrículo izquierdo y la aurícula izquierda.
- Coloque el transductor en el soporte, con la marca de índice hacia el hombro derecho del cachorro.
- Baje el transductor hasta que esté en contacto con el gel y visualice el tracto de salida del ventrículo izquierdo en modo B (Figura 2A).
- Utilice el modo M en las valvas aórticas para medir el diámetro máximo de la aurícula izquierda (LA) en la sístole terminal (Figura 2B, Tabla 1). Pulse el botón Cine Store para registrar los datos.
- Capture la vista PSAX del ventrículo izquierdo para medir las dimensiones de la cámara, el grosor de la pared, el flujo aórtico y el flujo pulmonar.
- Gire el transductor ~90° en el sentido de las agujas del reloj del PLAX para obtener la vista PSAX.
- Coloque la sonda al nivel de los músculos papilares y use el modo M para medir los diámetros internos del ventrículo izquierdo (LVID), el grosor del tabique interventricular (IVS) y la PW durante la sístole y la diástole (Figura 3A, Tabla 1). Pulse el botón Cine Store para registrar los datos.
- Calcule el RWT, un índice de hipertrofia, utilizando las dimensiones de la cámara diastólica de la siguiente manera 3,10:
(PW + IVS al final de la diástole) / (LVID al final de la diástole) - Mueva el transductor hacia la base del corazón y use el Doppler color para visualizar la arteria pulmonar. Presione PW Doppler para cuantificar la velocidad del flujo máximo pulmonar, los perfiles de flujo pulmonar, el tiempo de eyección pulmonar (PET) y el tiempo de aceleración pulmonar (PAT)11,12 (Figura 3B). Pulse el botón Cine Store para registrar los datos.
- Mueva el transductor más hacia la base y use Doppler color para visualizar el flujo aórtico (Figura 3C). Use PW Doppler para visualizar el flujo sanguíneo y medir el tiempo de eyección aórtica (AET). Pulse el botón Cine Store para registrar los datos.
- Calcular el Vcf (circ/seg)13,14, un indicador del rendimiento miocárdico, utilizando la diástole final de LVID (LVIDd), la sístole final de LVID (LVID) y AET de la siguiente manera (Tabla 1):
(LVIDd - LVID) / (LVIDd x AET)
- Captura la vista apical de cuatro cámaras.
- Coloque la plataforma en la posición de Trendelenburg, inclínela hacia la izquierda y ajuste la sonda para visualizar las cuatro cámaras (Figura 4A).
- Use Doppler color para visualizar el flujo sanguíneo y Doppler PW en la punta de las valvas de la válvula mitral en el centro del orificio de la válvula mitral para registrar el flujo mitral. Pulse Cine Store para registrar los datos.
- En esta vista, calcule los siguientes parámetros 2,3,10 (Figura 4B y Tabla 1):
- Calcule la relación E / A, que es la velocidad máxima del flujo sanguíneo en la fase temprana de la diástole (E) sobre la velocidad máxima del flujo sanguíneo en la fase tardía de la diástole (A).
- Determine el tiempo de desaceleración de la onda E (DT), que es el tiempo desde el pico E hasta el final de la diástole temprana.
- Calcule el tiempo de relajación isovolumétrica del VI (IVRT), que es el tiempo desde el cierre de la válvula aórtica hasta la apertura de la válvula mitral.
- Calcule el tiempo de contracción isovolumétrica del VI (IVCT), que es el tiempo desde el cierre de la válvula mitral hasta la apertura de la válvula aórtica.
- Utilice Doppler tisular en el lado septal del anillo de la válvula mitral en una vista de cuatro cámaras para medir la velocidad máxima de relajación miocárdica en el llenado diastólico temprano (e') y el llenado diastólico tardío (a'), así como la velocidad máxima de contracción miocárdica sistólica (s') (Figura 4C y Tabla 1). Pulse el botón Cine Store para registrar los datos.
- Capture la vista PLAX modificada para examinar la arteria coronaria descendente anterior izquierda.
- Utilice una vista PLAX modificada15, moviendo el transductor lateralmente e inclinando el haz hacia la parte anterior (Figura 5A).
- Mueva la sonda y use Doppler color para visualizar el origen de la arteria coronaria principal izquierda (LCA) que se genera a partir de la aorta. Identificar la arteria LAD que se genera a partir del ACV y corre entre la pared anterior del ventrículo izquierdo y el tracto de salida del ventrículo derecho16,17. En esta posición, aplique PW Doppler para medir el flujo de LAD (Figura 5B). Pulse el botón Cine Store para registrar los datos.
- Calcule los siguientes parámetros de flujo de la arteria coronaria LAD (Figura 5C y Tabla 2): velocidad máxima del flujo coronario (CFV), CFV media e integral velocidad-tiempo (VTI).
NOTA: Todos estos parámetros se miden a una concentración basal de isoflurano del 1,5% (línea de base). - Aumente la concentración de isoflurano al 2,5% y espere 5 minutos para alcanzar el flujo máximo (Figura 5C). Pulse el botón Cine Store para registrar los datos. Calcule la CFR como la relación entre la CFV pico diastólica en el flujo máximo y la CFV pico diastólica al inicio del estudio 18,19,20 (Tabla 2):
CFR = CFV pico diastólico (2,5%) / CFV pico diastólico (1,5%)
3. Monitoreo y cuidado de animales después de la obtención de imágenes
- Después de completar la imagen ecocardiográfica, limpie cuidadosamente el cachorro y deje que se recupere de la anestesia durante aproximadamente 2 minutos.
- Antes de devolver al cachorro a su jaula, unte al cachorro con la ropa de cama de la madre de la jaula para evitar el rechazo o la canibalización.
- Observe el comportamiento de la madre durante unos 30 minutos después del procedimiento. Si se observa un comportamiento agresivo, eutanasia al cachorro siguiendo las pautas de procedimiento animal.
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Representative Results
Este estudio utilizó cachorros de ratón de 7 días de edad para caracterizar la morfología cardíaca, la función y el flujo de la arteria coronaria. El manejo del ratón debe hacerse con cuidado, y la plataforma del ratón debe adaptarse al pequeño tamaño de los cachorros, como se describe en la Figura 1. Una imagen representativa de la vista PLAX se muestra en la Figura 2A y el Video Suplementario 1. En esta vista, se utilizó el modo M para medir el diámetro de la aurícula izquierda (LA) (Figura 2B). La vista PSAX (Video Suplementario 2) se utilizó para medir las dimensiones de la cámara ventricular izquierda (Figura 3A), el flujo pulmonar (Figura 3B) y el flujo aórtico (Figura 3C). La vista apical de cuatro cámaras (Video Suplementario 3 y Figura 4A) se utilizó para examinar las velocidades de flujo sanguíneo a través de la válvula mitral (Figura 4B), así como las velocidades de relajación y contracción miocárdica en el anillo de la válvula mitral (Figura 4C).
La vista PLAX modificada fue utilizada para examinar los parámetros de flujo de la arteria coronaria LAD (Figura 5A,B y Video Suplementario 4), como se describió previamente15,16,21. En la Figura 5C, los resultados representativos de la CFV pico diastólica, la CFV media y la VTI se muestran en un estado de flujo en reposo (1,5% de isoflurano) y 5 min después de aumentar el isoflurano al 2,5% para inducir la vasodilatación máxima. El aumento de los valores de estos parámetros (es decir, CFV pico, CFV medio y VTI) 5 min después del incremento de isoflurano confirman la respuesta esperada a la hiperemia en los ratones neonatos18. La CFR se calculó como la relación entre la CFV pico diastólica durante la vasodilatación máxima inducida por isoflurano al 2,5% y la CFV pico diastólica al inicio de una concentración de isoflurano al 1,5%18. Todas las mediciones y cálculos se promediaron a lo largo de 3 ciclos consecutivos, y los resultados representativos se muestran en la Tabla 1 y la Tabla 2.
Figura 1: Configuración de la plataforma ecocardiográfica y preparación del cachorro de ratón de 7 días de edad. (A) Las tiras de papel de aluminio se colocan en las almohadillas de electrodos de la plataforma y se aseguran con cinta adhesiva. (B) El dedo del guante se corta y se adapta para adaptarse al cono nasal de isoflurano / oxígeno. (C) El cachorro se coloca en la cámara de inducción de isoflurano, y la administración de isoflurano comienza a una concentración del 2,5%. (D) El cachorro se coloca en posición supina con las patas tocando las tiras de papel de aluminio y se asegura con cinta adhesiva. Se utilizan dos rollos de gasa para mantener el gel acústico en su lugar. (E) Se coloca una lámpara de calefacción cerca del cachorro para mantener su temperatura corporal. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Vista paraesternal de eje largo (PLAX) del ventrículo izquierdo . (A) Imágenes en modo B de la cámara ventricular izquierda (VI), la aurícula izquierda (LA) y la aorta. (B) El modo M se utiliza para medir el diámetro LA. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Vista paraesternal de eje corto (PSAX) del ventrículo izquierdo . (A) Imágenes en modo B de la cámara ventricular izquierda. (B) Muestra en modo M del tabique interventricular en la diástole (IVSd), diámetro interno del ventrículo izquierdo en la diástole (LVIDd) y espesor de la pared posterior en la diástole (PWd). (C) Imágenes representativas de la velocidad máxima del flujo pulmonar, el tiempo de eyección pulmonar (PET) y el tiempo de aceleración pulmonar (PAT). (D) Imágenes representativas del tiempo de eyección aórtica (AET). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Vista apical de cuatro cámaras. (A) Imagen en modo B del ventrículo izquierdo (VI), ventrículo derecho (VD), aurícula izquierda (LA) y aurícula derecha (AR). (B) Imágenes representativas de la velocidad máxima de entrada de sangre en la fase temprana de la diástole (E), la velocidad máxima de entrada de sangre en la fase tardía de la diástole (A), el tiempo de desaceleración (DT), el tiempo de contracción isovolumétrica (IVCT) y el tiempo de relajación isovolumétrica (IVRT). (C) Imágenes de muestra Doppler tisular de la velocidad máxima de relajación miocárdica en el llenado diastólico temprano (e'), el llenado diastólico tardío (a') y la velocidad miocárdica sistólica máxima (s'). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: Vista paraesternal modificada de eje largo. (A) Posición de la plataforma y del transductor en la vista paraesternal modificada de eje largo. (B) Visualización y registro del flujo de la arteria coronaria descendente anterior izquierda (LAD). LVOT = tracto de salida del ventrículo izquierdo. (C) La velocidad máxima del flujo coronario (CFV), la CFV media y la integral velocidad-tiempo (VTI) en la diástole se miden al 1,5% de isoflurano (línea de base) y 5 min después de aumentar la concentración de isoflurano al 2,5%; ratones de 7 días de edad, N = 7; datos presentados como media ± DE. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Parámetros ecocardiográficos | WT (n = 7) | |
| Media ± SD | ||
| Morfología | LA (mm) | 1,25 ± 0,11 |
| PWd (mm) | 0,40 ± 0,06 | |
| LVIDd (mm) | 1,98 ± 0,34 | |
| Masa del VI (g) | 10,92 ± 3,53 | |
| RWT | 0,39 ± 0,09 | |
| Función sistólica | FC (bpm) | 500,69 ± 40,04 |
| EF(%) | 81,97 ± 10,76 | |
| SV (ml) | 10.16 ± 3.44 | |
| CO (ml/min) | 5,04 ± 1,53 | |
| s' (cm/s) | 16.16 ± 3.56 | |
| Vcf (circ/s) | 10.50 ± 3.12 | |
| Función diastólica | E/A | 1,25 ± 0,11 |
| E/e' | 45,58 ± 11,44 | |
| DT (s) | 23,97 ± 2,63 | |
| IVRT (s) | 16,27 ± 2,11 | |
Tabla 1: Evaluación ecocardiográfica de la morfología y función del ventrículo izquierdo en crías de ratón de 7 días de edad.
| Parámetros de flujo coronario | Referencia | 5 minutos | CFR | |
| Isoflurano 1.5% | Isoflurano 2.5% | 5 min/línea base | ||
| Diástole | Velocidad máxima (mm/s) | 516,58 ± 113,04 | 599,43 ± 101,34 | 1,18 ± 0,18 |
| Velocidad media (mm/s) | 308,50 ± 63,44 | 351,50 ± 53,98 | ||
| VTI (mm) | 25,23 ± 5,86 | 30,65 ± 7,75 | ||
| Sítole | Velocidad máxima (mm/s) | 121,81 ± 40,52 | 163,13 ± 32,59* | |
| Velocidad media (mm/s) | 84,82 ± 27,16 | 114,70 ± 21,84* | ||
| VTI (mm) | 5.21 ± 1.84 | 7,76 ± 2,08* | ||
| Frecuencia cardíaca (lpm) | 536,20 ± 128,90 | 540,80 ± 233,15 | ||
| Frecuencia respiratoria (rpm) | 69,60 ± 15,89 | 38,80 ± 24,18 | ||
Tabla 2: Evaluación ecocardiográfica del flujo de la arteria coronaria en crías de ratón de 7 días de edad. Ratones de siete días de edad, N = 7; datos presentados como media ± DE; se utilizó la prueba t de Student para analizar los datos; *p < 0,05; CFR = reserva de flujo coronario; VTI = integral de tiempo de velocidad.
Video complementario 1: Vista paraesternal de eje largo del flujo ventricular izquierdo y aurícula izquierda. Haga clic aquí para descargar este video.
Video complementario 2: La vista paraesternal de eje corto de la cámara ventricular izquierda. Haga clic aquí para descargar este video.
Video complementario 3: La vista apical de cuatro cámaras. Haga clic aquí para descargar este video.
Video complementario 4: La vista paraesternal modificada de eje largo del flujo de la arteria coronaria descendente anterior izquierda. Haga clic aquí para descargar este video.
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Discussion
En la era de la medicina preventiva, se requiere una evaluación temprana de las alteraciones en la función cardiovascular para establecer el inicio de la enfermedad y diseñar terapias intervencionistas adecuadas. Los ratones se utilizan cada vez más como modelos preclínicos en la investigación cardíaca, y los estudios ecocardiográficos se realizan típicamente con ratones adultos jóvenes. Sin embargo, para estudiar el papel de las alteraciones genéticas o las intervenciones farmacológicas en las primeras etapas de las enfermedades cardíacas, las imágenes ecocardiográficas deben iniciarse más temprano en la vida. Problemáticamente, los estudios ecocardiográficos en ratones neonatos son técnicamente desafiantes. En este estudio, hemos establecido un protocolo para realizar mediciones ecocardiográficas en ratones de tan solo 7 días de edad. Esto es especialmente importante para los modelos de ratones transgénicos, en los que se cree que la eliminación o sobreexpresión de un gen causa disfunción cardiovascular. El reconocimiento temprano de las anomalías cardiovasculares en estos modelos animales permite a los investigadores diseñar tratamientos farmacológicos que previenen la progresión de la enfermedad.
Debido al pequeño tamaño de los ratones de 7 días de edad, algunas consideraciones técnicas en este protocolo incluyeron mantener su temperatura corporal normal y minimizar la duración del procedimiento ecocardiográfico. Se utilizó una plataforma calentada, una lámpara de calefacción y gel acústico precalentado para prevenir la hipotermia. Idealmente, la temperatura del animal debe ser monitoreada usando una sonda rectal; Sin embargo, dado el pequeño tamaño de los cachorros en este estudio, no pudimos usar una sonda rectal durante el procedimiento. Además, la hipertermia también es una preocupación, y se debe tener cuidado para evitar que los cachorros estén cerca de la lámpara de calefacción. La duración del procedimiento de eco debe mantenerse a menos de 1 h para minimizar las principales variaciones de temperatura y evitar los efectos fisiológicos de la anestesia prolongada22. Además, dado que el tamaño de la sonda ecocardiográfica está diseñado para obtener imágenes de ratones adultos, se recomienda usar una capa más gruesa de gel acústico para ajustar la distancia focal. También es importante mencionar que el sistema de imagen utilizado en este estudio calcula la frecuencia respiratoria y la frecuencia cardíaca a partir de la señal de ECG detectada por las almohadillas de electrodos de la plataforma (Tabla 2). A medida que las almohadillas de ECG se extendieron para llegar a las extremidades del cachorro con papel de aluminio, la señal detectada puede haber sido distorsionada. Otro problema encontrado fue que, al final del procedimiento, notamos que el gel debajo de las tiras de papel de aluminio se había secado, lo que puede haber afectado la conductividad y la señal de ECG. Idealmente, se debe utilizar una plataforma con almohadillas de electrodos que coincidan con el tamaño del animal o electrodos de aguja que entren en contacto con las extremidades del cachorro para obtener una señal de ECG más confiable23,24.
Las limitaciones del estudio actual incluyen las concentraciones más altas de isoflurano necesarias para la anestesia de ratones neonatos. Este protocolo utilizó isoflurano al 1,5% para realizar análisis ecocardiográficos, incluida la dinámica del flujo coronario. La concentración de isoflurano se incrementó de 1,5% a 2,5% para inducir hiperemia y evaluar CFR. En ratones adultos, la evaluación de la velocidad del flujo coronario en reposo se realiza al 1% de isoflurano, y la respuesta hiperémica se realiza al 2,5%18,25,26. Sin embargo, en ratones neonatos, el isoflurano al 1% no es suficiente para mantener un nivel adecuado de anestesia. Sin embargo, el cambio de isoflurano de 1,5% a 2,5% en ratones neonatos aumentó el pico de CFV, CFV medio y VTI (Figura 5C y Tabla 2), verificando así la vasodilatación de la arteria coronaria inducida por isoflurano. También es importante mencionar que, en este protocolo, se utilizó una vista PLAX modificada para visualizar y examinar los parámetros del flujo coronario LAD15,16,21; sin embargo, LAD también se puede visualizar utilizando un PSAX modificado 16,19,21 o una vista apical modificada de cuatro cámaras 16,21. En el presente estudio, el PLAX modificado nos dio resultados más consistentes en la correcta visualización y evaluación del flujo coronario LAD y CFR en ratones neonatos.
Este artículo proporciona una guía práctica para obtener imágenes y evaluar la función cardiovascular en ratones neonatos. Se debe considerar que los parámetros de la función cardíaca varían según la cepa y la edad de los ratones. En este estudio, utilizamos ratones FVB/N, y estos resultados pueden usarse como valores de referencia para futuros estudios con la misma cepa (Tabla 1 y Tabla 2).
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Los autores agradecen a Chad M. Warren, MS (Universidad de Illinois en Chicago), por editar este manuscrito. Este trabajo fue apoyado por las subvenciones K01HL155241 de NIH / NHLBI y AHA CDA849387 a PCR.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Depilating agent | Nair Hair Remover | ||
| Electrode gel | Parker Laboratories | 15-60 | |
| High Frequency Ultrasound | FUJIFILM VisualSonics, Inc. | Vevo 2100 | |
| Isoflurane | MedVet | RXISO-250 | |
| Linear array high frequency transducer | FUJIFILM VisualSonics, Inc. | MS550D | |
| Mice breeding pair | Charles River Laboratories | FVB/N | Strain Code 207 |
| Ultrasound Gel | Parker Laboratories | 11-08 | |
| Vevo Lab Software | FUJIFILM VisualSonics, Inc. | Verison 5.5.1 |
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