Summary
Normothermic ex vivo maskinperfusjon (NEVP) er i liten grad undersøkt for bevaring av pankreasallotransplantater. Vi presenterer en innovativ konserveringsteknikk for pankreasallotransplantater før transplantasjon.
Abstract
Pankreastransplantasjon (PTx) er en kurativ behandling for personer som lever med byrden av diagnosen diabetes mellitus (DM). På grunn av organmangel og økende antall pasienter som blir oppført for PTx, er det imidlertid behov for nye strategier for å øke antall tilgjengelige transplantater for transplantasjon.
Statisk kjølelager (SCS) regnes som gullstandarden for organer med standardkriterier. Imidlertid blir standardkriterier donorer (SCD) knappe, og nye strategier som kan øke frekvensen av organaksept fra utvidede kriterier donorer (ECD) er presserende nødvendig.
Normothermic ex vivo perfusion (NEVP) er en av strategiene som har blitt stadig mer populær de siste par tiårene. Denne bevaringsmetoden har allerede blitt brukt med hell i andre organer (lever, nyrer og lunger), men har blitt minimalt utforsket i bukspyttkjerteltransplantasjon. De få artiklene som beskriver metoden for bukspyttkjertelen viser liten suksess, ødem er et av de store problemene. Følgende manuskript beskriver den vellykkede NEVP-metoden og oppsettet utviklet av vår gruppe for å perfusere svinebukspyttkjertelen.
Introduction
I følge National Diabetes Statistics Report levde totalt 28.7 millioner mennesker i USA med en diagnose av diabetes i 2019. Omtrent 1,8 millioner av disse hadde diagnosen diabetestype 1. PTx er for tiden den mest effektive og eneste kurative behandlingen for komplisert type 1 diabetes mellitus2, og er en prosedyre som både øker forventet levealder og livskvalitet for disse pasientene3.
Bukspyttkjertelen er det oftest kasserte organet etter uthenting fra avdød donor4. Med pågående organmangel og økende ventelistetider, bruker transplantasjonssentre flere bukspyttkjerteltransplantater fra ECD, inkludert donasjon etter sirkulasjonsdød (DCD)5. Strategier for å trygt bevare, perfusere, vurdere og reparere allotransplantater som kommer fra utvidede kriterier givere er nødvendig.
NEVP har vist seg å være vellykket i bevaring av lunge6, lever 7,8 og nyretransplantater 9,10. Antall grupper som arbeider med maskinperfusjon for pancreas, både hypoterm eller normoterm, og antall publikasjoner, er imidlertid få og begrenset på grunn av graftødem og skade11,12,13,14.
Hensikten med denne studien er å presentere en protokoll for normoterm ex vivo pancreas perfusion (NEVPP), ved hjelp av en svinemodell med mål om å gi en plattform for langvarig bevaring, organvurdering og reparasjon før transplantasjon. Dette vil gjøre det mulig for andre forskningsgrupper å etablere en perfusjonsmodell for studier av pancreas allografts.
Protocol
Alle dyr som ble brukt til denne studien mottok human omsorg i samsvar med '' Prinsipper for laboratoriedyrpleie '' formulert av National Society for Medical Research og '' Guide for the Care of Laboratory Animals '' utgitt av National Institutes of Health, Ontario, Canada. Alle studier ble godkjent av Animal Care Committee ved Toronto General Research Institute.
MERK: Denne studieprotokollen er basert på en svinemodell. Transplantatet oppbevares i kulde i 2 timer og gjennomgår deretter normoterm maskinperfusjon i 3 timer før transplantasjonen (figur 1).
1. Dyr
- Bruk mannlige Yorkshire griser (40-50 kg).
2. Innkjøp av orgel
MERK: Den preoperative prosedyren og en del av den kirurgiske prosedyren er den samme som tidligere artikler publisert av vår gruppe15 og er som følger:
- Oppbevar grisene i forskningsanlegget i minst 7 dager for å tillate akklimatisering og for å redusere stressnivået.
- Fast grisene i minst 6 timer før anestesien ledes.
- Bedøv grisen med en intramuskulær (IM) injeksjon med midazolam (0,15 mg/kg), ketamin (25 mg/kg) og atropin (0,04 mg/kg).
MERK: Dette gjøres i boliganlegget. - Overfør dyret fra boliganlegget til operasjonsrommet (OR), hvor gjenoppretting av orgelet skal utføres.
- Plasser grisen i ryggleie på operasjonssalen og legg en ansiktsmaske med 2 liter oksygen og 5 % isofluran til kjeven er avslappet.
- Visualiser stemmebåndene ved hjelp av laryngoskop og spray dem med 2% lidokain for å forhindre spasmer under intubasjon. Erstatt masken med oksygen og isofluran i minst 30 timer før du prøver intubasjon.
- Introduser et 7 mm endotrakealrør og blokker mansjetten med 5 ml luft. Bruk kapnometri for å sikre at røret er i riktig posisjon.
- Reduser isofluran gassen til 2,5 %. Slå på ventilatoren og sett den på 15-20 pust/min og tidalvolumet til 10-15 ml/kg kroppsvekt. Overvåk hjertefrekvens og oksygenmetning konstant.
- Ved hjelp av Seldinger-teknikken 16, introduser et 8,5 Fr. x10 cm kateter i halsvenen (enten høyre eller venstre).
- Bruk jugularveteret til å starte en infusjon av fentanyl (2,5 ml i 500 ml Ringer) ved 250 ml / t.
- Kontroller muskelreflekser for å bestemme dybden av anestesi. Jaw tone er den mest pålitelige muskelrefleksen 17.
MERK: Hvis man registrerer stivhet i mandibulære muskler, øk isofluran og/eller fentanylinfusjonen.
3. Kirurgisk prosedyre
- Desinfiser og dekk det kirurgiske feltet. Utfør et midtlinjesnitt fra xyphoid til pubic symphysis. Utvid det kirurgiske feltet med et venstre lateralt snitt for bedre eksponering.
- Dissekere den dårligere vena cava (IVC) fra abdominal aorta. Videre frigjør aorta fra det omkringliggende vevet og ligere de små lumbale aortakrenene. Identifiser og plasser ligaturer rundt begge nyrearteriene.
MERK: Ligaturene må ikke knyttes på dette tidspunktet. - Når baksiden av aorta er ledig, pass to ligaturer rundt den. Den nedre ligaturen vil etter hvert bli bundet like over iliaca arteriebifurkasjonen og øvre ligatur vil bli bundet 5 cm over forrige slips.
- Dissekere leverhilum. Bind alle arteriene så nær leveren som mulig. Identifiser den vanlige gallekanalen, plasser to ligaturer nær leveren, og del strukturen.
- Dissekere rundt aorta, men ikke kutt på dette tidspunktet. Identifiser og dissekere rundt den suprahepatiske delen av aorta og legg et slips rundt det.
MERK: Ligaturene må ikke knyttes på dette tidspunktet. - Åpne den mindre sekken for å la isen avkjøle bukspyttkjertelen. Mobiliser bukspyttkjertelen så lite som mulig før spyling.
- Administrer 500 IE heparin per kg donorvekt gjennom sentrallinjen. Vent 5 min og start blodoppsamling i citrat, fosfat, druesukker, saltvann, adenin, glukose og mannitol (CPD / SAG-M) poser ved hjelp av jugularkateteret.
- Bind den nedre aortaligaturen, kanyler aorta med en spylelinje over iliac bifurkasjonsbåndet, og fest kanylen med et øvre slips. Ligat begge nyrearteriene.
- Bind suprahepatisk aorta (crossclamp) når nok blod er samlet (600 ml). Administrer 10 ml kaliumklorid til ofring.
- Start en flush med University of Wisconsin (UW) bevaringsløsning. Klipp en åpning i portalvenen (så høyt som mulig) og cava for utlufting. Plasser is i bukhulen.
- Vurder bukspyttkjertelen, halen og tolvfingertarmen C-sløyfe etter spyling av 1 liter UW-oppløsning. Hvis tilstrekkelig spyling, begynne disseksjon, identifisere og klemme mesenteriske kar. Skyll sakte for den andre literen UW.
- Hent pancreastransplantatet og et segment av cava eller iliaca vene for forlengelse av portvenen.
MERK: Bukspyttkjertelen graft fjernes med milten. - Plasser orgelet inne i en orgelpose som er plassert inne i et basseng fylt med is.
4. Bakbordets klargjøring av pancreastransplantatet (figur 2A)
- Fjern spylelinjen fra distal del av aorta og lukk med et slips. Fyll organposen med den gjenværende UW-oppløsningen. Frigjør bukspyttkjertelen fra klebende vev, inkludert milten.
- Utfør portveneforlengelse ved bruk av tidligere gjenopprettet cava eller iliac vene med 6-0 Prolene. Kanylere portalvenen og proksimal aorta med en 1/4 i x 3/8 i reduksjon.
- Kanylere distale del av tolvfingertarmen med Malecot kateter og slips. Klem på enden av kateteret for å unngå søl av duodenalt innhold. Overvåket mesenteriske fartøy med 4-0 Prolene.
- Registrer vekten av transplantatet. Oppbevar transplantatet i statisk kjølelager (SCS) til starten av NEVPP.
5. Normothermic ex vivo bukspyttkjertel perfusjon (NEVPP)
MERK: Perfusjonskretsen er laget av neonatalt kardiopulmonalt bypassutstyr (figur 3).
- Fest det tilsvarende røret til oksygenatoren og til det venøse reservoaret, så vel som arterielle linjen til oksygenatorens utstrømning og plasser boblefilteret i holderen. Koble renseledningen som går fra boblefilter til venereservoaret. Åpne boblefilterhetten for å slippe all luften ut.
- Koble venøslinjen til innløpet til det venøse reservoaret. Koble til dialysefilteret og slangen der dialysatet skal infunderes. Koble til strømningsmålersensoren, trykkledningene og temperatursonden. Koble arterielle og venøse prøvelinjer til prøveportene.
- Plasser bukspyttkjertelkammeret (figur 3) på et Mayo-bord og introduser arterielle og venøse slanger gjennom hullene som er beregnet for dette formålet. Koble til og slå på ekstern varmeapparat.
- Plasser sugerøret inne i rullepumpen og koble den ene enden inn i slangen som kommer ut fra kammeret for å samle væskene, og den andre enden til det venøse reservoaret for å samle alle organtap av perfusat.
- Koble oksygenslangen (grønn) til bensintanken som inneholder karbogenblandingen (95%O2/5% CO2) og oksygenatoren. Koble slangen til varmepumpeenheten til oksygenatoren.
- Klemme arterielle og venøse utstrømningslinjer, samt utstrømningen av det venøse reservoaret.
6. Fremstilling av perfusat og priming av kretsen
- Fyll venereservoaret med perfusatet (tabell 1).
- Bruk én sprøytepumpe til kontinuerlig administrering av vasodilatoren (epoprostenol) ved 8 ml/time inn i arterielle slangen. Bruk en annen sprøytepumpe til kontinuerlig administrering av enzymhemmeren direkte i venereservoaret (15 mg, 10 ml/time).
- Slå på hjertelungemaskinen (HLM) og start opp trykk-, temperatur- og timerpanelene. Slå på varmepumpen for å varme opp perfusjonsoppløsningen til 38 °C. Åpne O 2 / CO2 -forsyningen.
- Fjern slangeklemmen som er plassert på utløpet av venereservoaret, start sentrifugalpumpen og ta den opp til 1,500 o / min. Klem slangen, omgå arterielle filter og slipp luft fra arterielle filter. Null arterielle og venøse trykklinjer.
7. Perfusjon av pankreastransplantat (figur 2B)
- Åpne organposen der bukspyttkjertelen er lagret. Skyll med 200 ml albumin gjennom arteriell kanyle. Fjern bukspyttkjertelen fra isen og plasser inne i organkammeret. Bekreft at arterielle og venøse slanger er luftfrie.
- Slipp klemmen fra arteriesiden og klem snarveien mellom arteriell og venøs slange. Når blodet begynner å komme ut av arterielle slanger, koble linjen til arteriell kanyle. Sett arterielt trykk til 20-25 mmHg, ved å regulere sentrifugalpumpens hastighet. Koble venøs slange når blod begynner å komme ut fra venekanylen.
- Administrer ett hetteglass med verapamil (2,5 mg/ml) direkte på arteriell side, når bukspyttkjertelen er fullstendig forbundet og ingen store blødninger observeres.
- Registrer trykk, arteriell strømning, temperatur og tolvfingertarmsekresjon kontinuerlig. Samle blod, registrer duodenal produksjon hver time, og vurder hver time makroskopisk for ødem. Registrer perfusjonsparametrene og ta prøver for analyse (venøse og arterielle blodgassprøver, samt prøver for amylase, lipase og LDH).
- Koble fra arterielle og venøse slanger når perfusjonen er over, fjern transplantatet fra organkammeret, og skyll med kald UW og vei. Oppbevar transplantat på is i en steril organpose til transplantasjonstidspunktet.
Representative Results
De kommende dataene viser de representative resultatene av syv eksperimenter ved hjelp av en modell for hjertebankende donor bukspyttkjertel henting. Etter kanylering av aorta, flush med UW-oppløsning og uthenting av bukspyttkjertelen, ble transplantatene holdt på SCS i 2 timer mens de røde blodcellene ble tilberedt. NEVPP ble utført i denne modellen i 3 timer, det vi anså som den minste tiden som er nødvendig for perfusjon hvis graftvurdering og reparasjon er ment i fremtiden. Prøver og målinger ble registrert på timetidspunkter. (0 = baseline, rett etter at organet er koblet til kretsen, 1 = 1 h, 2 = 2 h, 3 = 3 h).
Pankreastransplantater ble plassert på et orgelkammer som var spesialdesignet for dette formålet og inkluderer en varmeovn (tilleggsfil). Formålet med NEVPP er å gi et nær fysiologisk miljø for orgelet. For dette formålet ble arterielt trykk satt til å forbli mellom 20-25 mmHg i alle perfusjoner. Trykk og strømning ble målt gjennom hele perfusjonen og holdt seg stabil (figur 4). Metabolsk aktivitet ble estimert ved å beregne oksygenforbruket til transplantatet ved hjelp av følgende formel: [(pO2 art-pO2ven) * flow / vekt] (figur 5). Målinger av pH, natrium, kalsium og HCO3 var innenfor fysiologiske verdier under hele perfusjonen (figur 6). Laktat- og kaliumnivået sank under perfusjonen og oppnådde nær normale verdier ved 3 timer (figur 7). Siden kretsløpet er et lukket system, forventes amylase- og lipasenivåene å øke under perfusjonen (figur 8). Økningen i nivåer ser imidlertid ikke ut til å korrelere med skaden på transplantatet (figur 9). En semikvantitativ skala ble brukt til å skåre fett- og parenkymnekrose samt øycelleintegritet. (0 - ingen endringer, 1 - milde endringer, 2 - moderate endringer, 3 - alvorlige endringer). Dette ble gjort av en patolog blindet for forsøksgruppene, og ingen tegn til pankreatitt ble observert.
Pankreasallotransplantater ble veid før og etter perfusjon for å vurdere ødem (tab 2).
Figur 1. Studieprotokoll. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2. Bukspyttkjertel før og etter perfusjon. (A) Før perfusjon. (B) Etter perfusjon. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3. Skjematisk tegning av perfusjonskretsen. Ved bruk av Neonatal kardiopulmonal bypass-teknologi; Perfusatet helles i det venøse reservoaret og drives deretter ved hjelp av en sentrifugalpumpe inn i oksygenatoren. Etter å ha forlatt oksygenatoren, deler kretsen seg i slanger som sender perfusat til dialysekassetten og tilbake til reservoaret og slangen som går til arterielle filteret. Etter å ha passert arteriell boblefilter, blir perfusatet drevet med et trykk på 20-25 mmHg gjennom aorta inn i bukspyttkjertelen. Den venøse utstrømningen fører parfysatet tilbake i det venøse reservoaret. (Tilpasset fra 18). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4. Gjennomsnittlig arteriell strømning med standardavvik (ml/min). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 5. Gjennomsnittlig oksygenforbruk med standardavvik (ml/min/g). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 6. (A) Gjennomsnittlig måling av pH, (B) HCO3, (C) natrium og (D) kalsium med standardavvik. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 7. (A) Gjennomsnittlig laktat- og (B) kaliummåling med standardavvik. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 8. (A) Gjennomsnittlig amylase- og (B) lipasemålinger med standardavvik. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 9. Kjernebiopsier før og etter perfusjon. (A) Normalt pankreatisk parenkym før maskinperfusjon18. (B) Post perfusjonsbiopsi med god bevaring av pancreasacini og øyceller. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
| Ingrediens | Beløp |
| Ringers laktat | 260 ml |
| Steen Løsning | 195 ml |
| Vasket erytrocytter | 162,5 ml |
| Dobbel omvendt osmose vann (DRO) | 35 ml |
| Heparin (10000 IE / 10 ml) | 1,3 ml |
| Natriumbikarbonat (8,4 %) | 10,4 ml |
| Kalsiumglukonat (10%) | 1,3 ml |
| Metylprednisolon (Solu-Medrol) | 325 mg |
| Aprotinin | 15 mg |
Tabell 1. Perfusat sammensetning.
| Vekt før | Vekt etter | Vinne | % forskjell | |
| Tilfelle 1 | 244 g | 240 g | -4 g | -1.63 |
| Tilfelle 2 | 154 g | 164 g | 10 g | 6.49 |
| Tilfelle 3 | 184 g | 245 g | 61 g | 33.15 |
| Tilfelle 4 | 190 g | 226 g | 36 g | 18.94 |
| Tilfelle 5 | 198 g | 307 g | 109 g | 55.05 |
| Tilfelle 6 | 205 g | 315 g | 107 g | 51.44 |
| Tilfelle 7 | 193 g | 256 g | 63 g | 32.64 |
Tabell 2. Vekt før og etter perfusjon.
Tilleggsfil: Skreddersydd bukspyttkjertelkammer for perfusjon. Designet i samarbeid med maskinverkstedet til Medical Physics - Radiation Medicine Program ved Princess Margaret Cancer Center. Klikk her for å laste ned denne filen.
Discussion
Denne studien viser at stabil NEVPP kan oppnås for pankreasallotransplantater med minimal histologisk skade etter 3 timers perfusjon med oppsettet tidligere presentert. Perfusjonsparametere som arteriell strømning, trykk, pH, HCO3 og Na forblir stabile under perfusjon, og vi observerte en reduksjon og stabilisering av K og laktat.
Det er av kritisk betydning å manipulere transplantatet så lite som mulig under anskaffelse, bakbordsforberedelse og perfusjon. Det er også svært viktig å holde tett kontroll over arterielt trykk. Siden bukspyttkjertelen er et lavtrykksorgan, kan en økning i trykket forårsake irreversibel skade på orgelet.
Bakbordsforberedelse for denne studien er forskjellig fra preparering av humane transplantater (figur 2A). Siden bukspyttkjertelen var det eneste organet som ble anskaffet fra grisene, kunne vi ta den delen av aorta som inkluderer cøliakistammen og arteria mesenterica superior. Når det gjelder portalvenen, ble det utført en forlengelse ved hjelp av iliacvenen. Ved humane transplantater må bakbordspreparering gjøres på samme måte som det gjøres for transplantasjon, ved bruk av iliac grafts for arteriell rekonstruksjon og portalforlengelse19.
Denne metoden kan være begrenset av kompleksiteten i oppsettet. Vi bestemte oss for å legge til en dialysekassett etter å ha lagt merke til alvorlig ødem i transplantatet når det ble gjort uten det. Et skreddersydd orgelkammer ble også konstruert for disse eksperimentene som inneholdt en ekstern varmekilde som viste seg å være medvirkende til optimal perfusjon av transplantatene.
Det er få studier som beskriver normoterm ex vivo pancreas perfusjon. I de fleste av disse studiene ser ødem ut til å være den viktigste begrensende faktoren. Så vidt vi vet, er denne metoden den eneste rapporten om bruk av en dialysekassett for å kontrollere ødem.
Normothermic ex vivo perfusjon for bukspyttkjertelen er fortsatt i sin barndom sammenlignet med andre organer. Gjeldende protokoller fokuserer på donorer med utvidede kriterier (DCD), forbedring av parfysat, lengre perfusjonstider og biomarkører for å vurdere transplantatskader under perfusjon. Amylase- og lipasenivåer ser ikke ut til å være pålitelige markører, siden vi bruker et lukket system, og ser ikke ut til å korrelere med histopatologien20. Så langt har vår gruppe også klart å transplantere pankreasallotransplantater etter perfusjon med gode resultater18.
Med fortsatt forbedring av denne teknologien håper vi at denne teknologien vil være anvendelig for klinisk transplantasjon og muliggjøre utredning og reparasjon av pankreasallotransplantater. Dette vil forhåpentligvis til slutt resultere i mer bruk av transplantat, redusert ventetid for pasienter og bedre pasientutfall
Disclosures
Forfatterne har ikke noe å avsløre.
Acknowledgments
Ingen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Alburex 5 | CSL Behring AG | 187337 | 25 g of Albumin (human) in 500 mL of buffered diluent |
| Aprotinin from bovine lung | Sigma-Aldrich | A1153 | |
| Belzer UW Cold storage solution | Bridge to life Ltd | 4055 | |
| Calcium gluconate (10%) | Fresenius Kabi Canada Ltd (Toronto, ON) | C360019 | |
| Composelect (blood collection bags) | Fresenius Kabi Canada Ltd | PQ31555 | |
| Epoprostenol | GlaxoSmithKline Inc. | 218761 | |
| Heart lung machine, Stöckert S3 | Sorin Group Canada Inc. | Custom made | Centrifugal pump, roller pump, control panel (sensors for pressure, flow, temperature, bubbles, and level), oxygen blender, heater unit |
| Hemoflow, Fresenius Polysulfone | Fresenius Medical Care North America | 0520165A | |
| Heparin (10000 IU/10 mL) | Fresenius Kabi Canada Ltd | C504710 | |
| Lactated Ringer's solution | Baxter | JB2324 | |
| Neonatal cardiopulmonary bypass techonolgy | Sorin Group Canada Inc | Custom made | Dideco perfusion tubing systems, centrifugal blood pump (Revolution), arterial blood filter, microporous hollow fibre memebrane oxygenator), cannulas |
| Pancreas chamber | Custom made | With external heater | |
| Percutaneous Sheath Introducer Set with Integral Hemostasis Valve/side Port for use with 7-7.5 Fr Catheters | Arrow International LLC | SI-09880 | |
| Sodium bicarbonate (8.4%) | Fresenius Kabi Canada Ltd | C908950 | |
| Solu-Medrol | Pfizer Canada Inc. | 52246-14-2 | |
| Steen | XVIVO | 19004 | |
| Urethral catheter | Bard Inc | 86020 | 20 Fr, malecot model drain |
| Verapamil | Sandoz Canada Inc. | 8960 |
References
- National Diabetes Statistics Report | Diabetes | CDC. , Available from: https://www.cdc.gov/diabetes/data/statistics-report/index.html (2022).
- Shyr, Y. M., Wang, S. E., Chen, S. C., Shyr, B. U.
- Dholakia, S., et al. Pancreas transplantation: past, present, future. American Journal of Medicine. 129 (7), 667-673 (2016).
- Johnson, P., Sharples, E., Sinha, S., Friend, P. J. Pancreas and islet transplantation: pancreas and islet transplantation in diabetes mellitus. Transplantation Surgery. , 205-217 (2021).
- Kopp, W. H., et al. Pancreas transplantation with grafts from donors deceased after circulatory death: 5 years single-center experience. Transplantation. 102 (2), 333-339 (2018).
- Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. The New England Journal of Medicine. 364 (15), 1431-1440 (2011).
- Nasralla, D., et al. A randomized trial of normothermic preservation in liver transplantation. Nature. 557 (7703), 50-56 (2018).
- Selzner, M., et al. Normothermic ex vivo liver perfusion using steen solution as perfusate for human liver transplantation: First North American results. Liver Transplantation: Official Publication of the American Association for the Study of Liver Diseases and the International Liver Transplantation Society. 22 (11), 1501-1508 (2016).
- Hosgood, S. A., Thompson, E., Moore, T., Wilson, C. H., Nicholson, M. L. Normothermic machine perfusion for the assessment and transplantation of declined human kidneys from donation after circulatory death donors. The British Journal of Surgery. 105 (4), 388-394 (2018).
- Urbanellis, P., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion improves early dcd graft function compared with hypothermic machine perfusion and static cold storage. Transplantation. 104 (5), 947-955 (2020).
- Barlow, A. D., et al. Use of ex vivo normothermic perfusion for quality assessment of discarded human donor pancreases. American Journal of Transplantation: Official Journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 15 (9), 2475-2482 (2015).
- Kumar, R., et al. Ex vivo normothermic porcine pancreas: A physiological model for preservation and transplant study. International journal of surgery. 54, London, England. 206-215 (2018).
- Hamaoui, K., et al. Development of pancreatic machine perfusion: translational steps from porcine to human models. The Journal of Surgical Research. 223, 263-274 (2018).
- Prudhomme, T., et al. Successful pancreas allotransplantations after hypothermic machine perfusion in a novel diabetic porcine model: a controlled study. Transplant International: Official Journal of the European Society for Organ Transplantation. 34 (2), 353-364 (2021).
- Kaths, J. M., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion for the preservation of kidney grafts prior to transplantation. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (101), e353 (2015).
- Graham, A. S., Ozment, C., Tegtmeyer, K., Lai, S., Braner, D. A. V.
- Swindle, M. M. Swine in the Laboratory Surgery, Anesthesia, Imaging, and Experimental Techniques. , CRC Press, Taylor & Francis Group. CRC Press. (2015).
- Mazilescu, L. I., et al. Normothermic ex situ pancreas perfusion for the preservation of porcine pancreas grafts. American Journal of Transplantation. , (2022).
- Fridell, J. A., et al. Preparation of the pancreas allograft for transplantation. Clinical transplantation. 25 (2), (2011).
- Nassar, A., Liu, Q., Walsh, M., Quintini, C. Normothermic ex vivo perfusion of discarded human pancreas. Artificial Organs. 42 (3), 334-335 (2018).
