Summary
A perfusão normotérmica ex vivo em máquina (PENE) tem sido pouco explorada para a preservação de aloenxertos pancreáticos. Apresentamos uma técnica inovadora de preservação de aloenxertos de pâncreas antes do transplante.
Abstract
O transplante de pâncreas (PTx) é um tratamento curativo para pessoas que convivem com a carga do diagnóstico de diabetes mellitus (DM). No entanto, devido à escassez de órgãos e ao número crescente de pacientes listados para PTx, novas estratégias são necessárias para aumentar o número de enxertos disponíveis para transplante.
O armazenamento estático refrigerado (SCS) é considerado o padrão-ouro para órgãos de critério padrão. No entanto, doadores com critério padrão (DF) estão se tornando escassos e novas estratégias que possam aumentar a taxa de aceitação de órgãos de doadores com critério estendido (DCE) são urgentemente necessárias.
A perfusão ex vivo normotérmica (PENE) é uma das estratégias que tem se tornado cada vez mais popular nas últimas décadas. Esse método de preservação já foi utilizado com sucesso em outros órgãos (fígado, rins e pulmões), mas tem sido pouco explorado no transplante de pâncreas. Os poucos trabalhos que descrevem o método para pâncreas mostram pouco sucesso, sendo o edema um dos principais problemas. O manuscrito a seguir descreve o método e a configuração bem sucedidos de NEVP desenvolvidos por nosso grupo para perfundir pâncreas suíno.
Introduction
De acordo com o National Diabetes Statistics Report, um total de 28,7 milhões de pessoas nos Estados Unidos viviam com um diagnóstico de diabetes em 2019. Destes, aproximadamente 1,8 milhão tinham diagnósticode diabetes tipo 1. O PTx é atualmente o tratamento mais eficaz e único curativo para o diabetes mellitus tipo 1 complicado tipo1, sendo um procedimento que aumenta a expectativa e a qualidade de vida dessespacientes3.
O pâncreas é o órgão mais frequentemente descartado após recuperação de doadores falecidos4. Com a escassez contínua de órgãos e o aumento do tempo de espera na lista de espera, os centros transplantadores estão utilizando mais enxertos de pâncreas de DCEs, incluindo doação após morte circulatória (DCD)5. Estratégias para preservar, perfundir, avaliar e reparar com segurança os aloenxertos provenientes de doadores de critério estendido são necessárias.
A NEVP tem se mostrado bem-sucedida na preservação de enxertospulmonares6, hepáticos7,8 e renais9,10. Entretanto, o número de grupos que trabalham com máquina de perfusão para o pâncreas, tanto hipotérmicos quanto normotérmicos, e o número de publicações, são poucos e limitados devido ao edema e lesão do enxerto11,12,13,14.
O objetivo deste estudo é apresentar um protocolo de perfusão normotérmica ex vivo do pâncreas (PPNEV), utilizando um modelo porcino, com o objetivo de eventualmente fornecer uma plataforma para preservação, avaliação e reparo de órgãos prolongados antes do transplante. Isso permitirá que outros grupos de pesquisa estabeleçam um modelo de perfusão para o estudo de aloenxertos pancreáticos.
Protocol
Todos os animais utilizados para este estudo receberam cuidados humanizados de acordo com os ''Principles of Laboratory Animal Care'' formulados pela National Society for Medical Research e o ''Guide for the Care of Laboratory Animals'' publicado pelo National Institutes of Health, Ontário, Canadá. Todos os estudos foram aprovados pelo Comitê de Cuidados com Animais do Toronto General Research Institute.
NOTA: Este protocolo de estudo é baseado em um modelo suíno. O enxerto é armazenado no frio por 2 h e, em seguida, é submetido à perfusão em máquina normotérmica por 3 h antes do transplante (Figura 1).
1. Animais
- Use porcos Yorkshire machos (40-50 kg).
2. Captação de órgãos
OBS: O procedimento pré-operatório e parte do procedimento cirúrgico são os mesmos dos trabalhos anteriores publicados pelo nosso grupo15 e são os seguintes:
- Alojar os porcos na instalação de pesquisa por um período mínimo de 7 dias para permitir a aclimatação e reduzir seu nível de estresse.
- Jejuar os porcos por um mínimo de 6 h antes da indução anestésica.
- Sedar o porco com uma injeção intramuscular (IM) de midazolam (0,15 mg/kg), cetamina (25 mg/kg) e atropina (0,04 mg/kg).
NOTA: Isso é feito no alojamento de instalação. - Transfira o animal do alojamento para o centro cirúrgico (CC), onde será realizada a recuperação do órgão.
- Posicione o porco em decúbito dorsal sobre a mesa de SO e coloque uma máscara facial com 2 L de oxigênio e 5% de isoflurano até que a mandíbula esteja relaxada.
- Visualize as pregas vocais usando laringoscópio e pulverize-as com lidocaína a 2% para evitar espasmo durante a intubação. Substitua a máscara por oxigênio e isoflurano por pelo menos 30 s antes de tentar a intubação.
- Introduzir um tubo endotraqueal de 7 mm e bloquear o balonete com 5 mL de ar. Use capnometria para garantir que o tubo está na posição correta.
- Diminuir o gás isoflurano para 2,5%. Ligue o ventilador e regule-o para 15-20 ciclos/min e o volume corrente para 10-15 mL/kg de peso corporal. Monitore a frequência cardíaca e a saturação de oxigênio constantemente.
- Utilizando a técnica de Seldinger16, introduzir um cateter de 8,5 Fr. x 10 cm na veia jugular (direita ou esquerda).
- Utilizar o cateter da veia jugular para iniciar infusão de fentanil (2,5 mL em 500 mL de Ringer) a 250 mL/h.
- Verifique os reflexos musculares para determinar a profundidade da anestesia. O tônus mandibular é o reflexo muscular mais confiável 17.
NOTA: Se a rigidez dos músculos mandibulares for observada, aumente a infusão de isoflurano e/ou fentanil.
3. Procedimento cirúrgico
- Desinfetar e cobrir o campo cirúrgico. Realizar uma incisão mediana desde a xifoide até a sínfise púbica. Estender o campo cirúrgico com incisão lateral esquerda para melhor exposição.
- Dissecar a veia cava inferior (VCI) da aorta abdominal. Libere ainda mais a aorta do tecido circundante e ligue os pequenos ramos da aorta lombar. Identificar e colocar ligaduras ao redor de ambas as artérias renais.
NOTA: As ligaduras não devem ser amarradas neste momento. - Uma vez que a parte de trás da aorta está livre, passe duas ligaduras ao seu redor. A ligadura inferior será eventualmente amarrada logo acima da bifurcação da artéria ilíaca e a ligadura superior será amarrada 5 cm acima da gravata anterior.
- Dissecar o hilo hepático. Amarre todas as artérias o mais próximo possível do fígado. Identifique o ducto biliar comum, coloque duas ligaduras próximas ao fígado e divida a estrutura.
- Dissecção em torno da aorta, mas não corte neste momento. Identificar e dissecar ao redor da porção supra-hepática da aorta e colocar uma gravata ao redor dela.
NOTA: As ligaduras não devem ser amarradas neste momento. - Abra o saco menor para permitir que o gelo resfrie o pâncreas. Mobilize o pâncreas o mínimo possível antes da descarga.
- Administrar 500 UI de heparina por kg de peso do doador através da linha central. Aguarde 5 min e inicie a coleta de sangue em bolsas de citrato, fosfato, dextrose, soro fisiológico, adenina, glicose e manitol (CPD/SAG-M) utilizando cateter jugular.
- Amarrar a ligadura aórtica inferior, canular a aorta com uma linha de nivelamento acima da ligação da bifurcação ilíaca e fixar a cânula com uma amarração superior. Ligate ambas as artérias renais.
- Amarrar a aorta supra-hepática (pinça cruzada) uma vez que sangue suficiente tenha sido coletado (600 mL). Administrar 10 mL de cloreto de potássio para sacrifício.
- Inicie uma lavagem com a solução de preservação da Universidade de Wisconsin (UW). Corte uma abertura na veia porta (o mais alto possível) e cava para ventilação. Coloque gelo na cavidade abdominal.
- Avaliar a cauda do pâncreas e a alça C do duodeno após lavar 1 L de solução de UW. Se houver lavagem adequada, iniciar a dissecção, identificar e pinçar os vasos mesentéricos. Diminua a velocidade de lavagem para o segundo litro de UW.
- Recuperar o enxerto pancreático e um segmento de cava ou veia ilíaca para extensão da veia porta.
NOTA: O enxerto pancreático é removido com o baço. - Coloque o órgão dentro de uma bolsa de órgãos que é colocada dentro de uma bacia cheia de gelo.
4. Preparo do enxerto pancreático em mesa traseira (Figura 2A)
- Remova a linha de nivelamento da parte distal da aorta e feche com uma gravata. Encha o saco do órgão com a solução UW restante. Liberte o pâncreas do tecido aderente, incluindo o baço.
- Realizar extensão da veia porta utilizando cava ou veia ilíaca previamente recuperada com Prolene 6-0. Canular a veia porta e a aorta proximal com redutor de 1/4 pol x 3/8.
- Canular a parte distal do duodeno com cateter Malecot e gravata. Aperte a extremidade do cateter para evitar o derramamento de conteúdo duodenal. Supervisionou os vasos mesentéricos com 4-0 Prolene.
- Registre o peso do enxerto. Manter o enxerto em câmara frigorífica estática (SCS) até o início da PPNEV.
5. Perfusão normotérmica ex vivo do pâncreas (PPNEV)
OBS: O circuito de perfusão é composto por equipamento de circulação extracorpórea neonatal (Figura 3).
- Fixar a tubulação correspondente ao oxigenador e ao reservatório venoso, bem como a linha arterial à saída do oxigenador e colocar o filtro de bolhas em seu suporte. Conecte a linha de purga que vai do filtro de bolhas ao reservatório venoso. Abra a tampa do filtro de bolhas para deixar todo o ar sair.
- Conecte a linha venosa à entrada do reservatório venoso. Conecte o filtro de diálise e a tubulação onde o dialisato será infundido. Conecte o sensor do medidor de vazão, as linhas de pressão e a sonda de temperatura. Conecte as linhas de amostra arterial e venosa aos orifícios de amostragem.
- Colocar a câmara pancreática (Figura 3) sobre uma mesa Mayo e introduzir a tubulação arterial e venosa através dos orifícios destinados a este fim. Conecte e ligue o aquecedor externo.
- Coloque a tubulação de sucção dentro da bomba de roletes e conecte uma extremidade na tubulação que sai da câmara para coletar os fluidos, e a outra extremidade ao reservatório venoso para coletar todas as perdas de perfusato do órgão.
- Conecte a tubulação de oxigênio (verde) ao tanque de gás contendo a mistura de carbogênio (95% O 2/5% CO2) e ao oxigenador. Conecte a tubulação da unidade da bomba de aquecimento ao oxigenador.
- Apertar as linhas de saída arterial e venosa, bem como a saída do reservatório venoso.
6. Preparação do perfusato e priming do circuito
- Preencher o reservatório venoso com o perfusato (Tabela 1).
- Use uma bomba de seringa para administração contínua do vasodilatador (epoprostenol) a 8 mL/h na linha arterial. Utilizar uma segunda bomba de seringa para administração contínua do inibidor enzimático diretamente no reservatório venoso (15 mg, 10 mL/h).
- Ligue a máquina de pulmão cardíaco (HLM) e ligue os painéis de pressão, temperatura e temporizador. Ligue a bomba de aquecimento para aquecer a solução de perfusão a 38 °C. Abra a fonte O 2/CO2.
- Remova a pinça de tubulação colocada na saída do reservatório venoso, ligue a bomba centrífuga e leve-a até 1.500 rpm. Aperte a tubulação, contornando o filtro arterial e libere ar do filtro arterial. Zerar as linhas de pressão arterial e venosa.
7. Perfusão do enxerto de pâncreas (Figura 2B)
- Abra a bolsa de órgãos onde o pâncreas está armazenado. Lavar com 200 mL de albumina através da cânula arterial. Retire o pâncreas do gelo e posicione dentro da câmara do órgão. Confirme se a tubulação arterial e venosa estão livres de ar.
- Solte a pinça do lado arterial e pince o atalho entre a tubulação arterial e venosa. Uma vez que o sangue começa a sair da tubulação arterial, conecte a linha à cânula arterial. Ajuste a pressão arterial para 20-25 mmHg, regulando a velocidade da bomba centrífuga. Conecte a tubulação venosa assim que o sangue começar a sair da cânula venosa.
- Administrar um frasco de verapamil (2,5 mg/mL) diretamente no lado arterial, quando o pâncreas estiver completamente conectado e não houver sangramentos maiores.
- Registrar as pressões, o fluxo arterial, a temperatura e a secreção duodénica continuamente. Coletar sangue, registrar o débito duodenal a cada hora e avaliar macroscopicamente de hora em hora para edema. Registrar os parâmetros de perfusão e colher amostras para análise (gasometria venosa e arterial, bem como amostras de amilase, lipase e LDH).
- Desconecte a tubulação arterial e venosa quando a perfusão terminar, remova o enxerto da câmara do órgão e lave com UW fria e pese. Armazenar o enxerto no gelo em uma bolsa de órgão estéril até o momento do transplante.
Representative Results
Os próximos dados mostram os resultados representativos de sete experimentos usando um modelo de recuperação do pâncreas de doadores com batimentos cardíacos. Após a canulação da aorta, lavagem com solução de UW e recuperação do pâncreas, os enxertos foram mantidos em SCS por 2 h enquanto as hemácias eram preparadas. A PPNEV foi realizada nesse modelo por 3 h, o que consideramos o menor tempo necessário para a perfusão se a avaliação e o reparo do enxerto forem planejados no futuro. As amostras e medidas foram registradas em horários horários. (0 = linha de base, logo após a conexão do órgão ao circuito, 1 = 1 h, 2 = 2 h, 3 = 3 h).
Os enxertos de pâncreas foram colocados em uma câmara de órgãos que foi projetada sob medida para este fim e inclui um aquecedor (Supplemental File). O objetivo do NEVPP é fornecer um ambiente fisiológico próximo para o órgão. Para isso, a pressão arterial foi ajustada para permanecer entre 20-25 mmHg em todas as perfusões. A pressão e o fluxo foram medidos durante toda a perfusão e permaneceram estáveis (Figura 4). A atividade metabólica foi estimada calculando-se o consumo de oxigênio do enxerto utilizando-se aseguinte fórmula: [(pO 2 art-pO2ven) * fluxo/peso] (Figura 5). As medidas de pH, sódio, cálcio e HCO3 estiveram dentro dos valores fisiológicos durante toda a perfusão (Figura 6). Os níveis de lactato e potássio diminuíram durante a perfusão, atingindo valores próximos do normal em 3 h (Figura 7). Como o circuito é um sistema fechado, espera-se que os níveis de amilase e lipase aumentem durante a perfusão (Figura 8). Entretanto, o aumento dos níveis parece não se correlacionar com o dano ao enxerto (Figura 9). Uma escala semiquantitativa foi utilizada para pontuar a necrose de gordura e parênquima, bem como a integridade das ilhotas. (0 - sem alterações, 1 - alterações leves, 2 - alterações moderadas, 3 - alterações graves). Isso foi feito por um patologista cego para os grupos experimentais, e nenhum sinal de pancreatite foi observado.
Os aloenxertos de pâncreas foram pesados antes e após a perfusão para avaliação do edema (Tabela 2).
Gráfico 1. Protocolo de estudo. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Gráfico 2. Pâncreas antes e após a perfusão. (A) Antes da perfusão. (B) Após a perfusão. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Gráfico 3. Desenho esquemático do circuito de perfusão. Com o uso da tecnologia de circulação extracorpórea neonatal; O perfusato é despejado no reservatório venoso e, em seguida, impulsionado com a ajuda de uma bomba centrífuga para o oxigenador. Após sair do oxigenador, o circuito se divide em tubulação que envia o perfusato para o de diálise e volta para o reservatório e tubulação que vai para o filtro arterial. Depois de passar pelo filtro de bolhas arterial, o perfusato é conduzido com uma pressão de 20-25 mmHg através da aorta para o pâncreas. O fluxo venoso leva o perfusato de volta para o reservatório venoso. (Adaptado de 18). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Gráfico 4. Fluxo arterial médio com desvio padrão (mL/min). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Gráfico 5. Consumo médio de oxigênio com desvio padrão (mL/min/g). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Gráfico 6. (A) Medidas médias de pH, (B) HCO3, (C) sódio e (D) cálcio com desvios-padrão. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Gráfico 7. (A) Medidas médias de lactato e (B) de potássio com desvio padrão. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Gráfico 8. (A) Medidas médias de amilase e (B) lipase com desvios-padrão. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Gráfico 9. Biópsias por agulha grossa antes e após a perfusão. (A) Parênquima pancreático normal antes da máquina de perfusão18. (B) Biópsia pós-perfusão com boa preservação dos ácinos pancreáticos e das ilhotas. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
| Ingrediente | Quantidade |
| Lactato de Ringer | 260 mL |
| Solução Steen | 195 mL |
| Eritrócitos lavados | 162,5 mL |
| Água de Osmose Reversa Dupla (DRO) | 35 mL |
| Heparina (10000 UI / 10 mL) | 1,3 mL |
| Bicarbonato de sódio (8,4%) | 10,4 mL |
| Gluconato de cálcio (10%) | 1,3 mL |
| Metilprednisolona (Solu-Medrol) | magnésio 325 |
| Aprotinina | magnésio 15 |
Tabela 1. Composição do perfusato.
| Peso antes | Peso após | Ganhar | % de diferença | |
| Caso 1 | 244 gr | 240 gr | -4 g | -1.63 |
| Caso 2 | 154 gr | 164 gr | 10 gr | 6.49 |
| Caso 3 | 184 gr | 245 gr | 61 gr | 33.15 |
| Caso 4 | 190 gr | 226 gr | 36 gr | 18.94 |
| Caso 5 | 198 gr | 307 gr | 109 gr | 55.05 |
| Caso 6 | 205 gr | 315 gr | 107 gr | 51.44 |
| Caso 7 | 193 gr | 256 gr | 63 gr | 32.64 |
Tabela 2. Peso antes e após a perfusão.
Arquivo suplementar: Câmara de pâncreas sob medida para perfusão. Projetado em colaboração com a Oficina de Máquinas do Programa de Física Médica - Medicina de Radiação do Princess Margaret Cancer Centre. Clique aqui para baixar este arquivo.
Discussion
Este estudo demonstra que PPNEV estável pode ser obtida para aloenxertos de pâncreas com dano histológico mínimo após 3 h de perfusão com o posicionamento apresentado anteriormente. Os parâmetros de perfusão como fluxo arterial, pressão, pH, HCO3 e Na permanecem estáveis durante a perfusão, e observamos diminuição e estabilização do K e lactato.
É de fundamental importância manipular o enxerto o mínimo possível durante a captação, preparo da mesa e perfusão. Também é muito importante manter um controle rigoroso da pressão arterial. Como o pâncreas é um órgão de baixa pressão, um aumento na pressão pode causar danos irreversíveis ao órgão.
O preparo da mesa de apoio para este estudo é diferente do preparo do enxerto humano (Figura 2A). Como o pâncreas foi o único órgão retirado dos porcos, pudemos tomar a porção da aorta que inclui o tronco celíaco e a artéria mesentérica superior. Quanto à veia porta, foi realizada extensão com uso de veia ilíaca. No caso de enxertos humanos, o preparo da mesa de apoio deverá ser feito da mesma forma que é feito para o transplante, utilizando-se enxertos ilíacos para reconstrução arterial e alongamentoportal19.
Esse método pode ser limitado pela complexidade da instalação. Optou-se por adicionar um de diálise após notarmos edema grave do enxerto quando feito sem ele. Uma câmara orgânica sob medida também foi construída para esses experimentos, que continha uma fonte de aquecimento externa que provou ser fundamental para a perfusão ideal dos enxertos.
Existem poucos estudos descrevendo a perfusão normotérmica ex vivo do pâncreas. Na maioria desses estudos, o edema parece ser o principal fator limitante. Até onde sabemos, este método é o único relato do uso de de diálise para controle de edema.
A perfusão normotérmica ex vivo para o pâncreas ainda está em sua infância em comparação com outros órgãos. Os protocolos atuais estão focando em doadores de critério estendido (DCD), melhora do perfusato, tempos de perfusão mais longos e biomarcadores para avaliar o dano do enxerto durante a perfusão. Os níveis de amilase e lipase não parecem ser marcadores confiáveis, uma vez que estamos utilizando um sistema fechado, e não parecem correlacionar-se com a histopatologia20. Até o momento, nosso grupo também conseguiu transplantar aloenxertos pancreáticos após perfusão com bons resultados18.
Com o aprimoramento contínuo dessa tecnologia, esperamos que ela seja aplicável ao transplante clínico e permita a avaliação e o reparo dos aloenxertos pancreáticos. Espera-se que isso resulte em mais utilização do enxerto, diminuição do tempo de espera para os pacientes e melhores resultados para os pacientes
Disclosures
Os autores não têm nada a divulgar.
Acknowledgments
Nenhum.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Alburex 5 | CSL Behring AG | 187337 | 25 g of Albumin (human) in 500 mL of buffered diluent |
| Aprotinin from bovine lung | Sigma-Aldrich | A1153 | |
| Belzer UW Cold storage solution | Bridge to life Ltd | 4055 | |
| Calcium gluconate (10%) | Fresenius Kabi Canada Ltd (Toronto, ON) | C360019 | |
| Composelect (blood collection bags) | Fresenius Kabi Canada Ltd | PQ31555 | |
| Epoprostenol | GlaxoSmithKline Inc. | 218761 | |
| Heart lung machine, Stöckert S3 | Sorin Group Canada Inc. | Custom made | Centrifugal pump, roller pump, control panel (sensors for pressure, flow, temperature, bubbles, and level), oxygen blender, heater unit |
| Hemoflow, Fresenius Polysulfone | Fresenius Medical Care North America | 0520165A | |
| Heparin (10000 IU/10 mL) | Fresenius Kabi Canada Ltd | C504710 | |
| Lactated Ringer's solution | Baxter | JB2324 | |
| Neonatal cardiopulmonary bypass techonolgy | Sorin Group Canada Inc | Custom made | Dideco perfusion tubing systems, centrifugal blood pump (Revolution), arterial blood filter, microporous hollow fibre memebrane oxygenator), cannulas |
| Pancreas chamber | Custom made | With external heater | |
| Percutaneous Sheath Introducer Set with Integral Hemostasis Valve/side Port for use with 7-7.5 Fr Catheters | Arrow International LLC | SI-09880 | |
| Sodium bicarbonate (8.4%) | Fresenius Kabi Canada Ltd | C908950 | |
| Solu-Medrol | Pfizer Canada Inc. | 52246-14-2 | |
| Steen | XVIVO | 19004 | |
| Urethral catheter | Bard Inc | 86020 | 20 Fr, malecot model drain |
| Verapamil | Sandoz Canada Inc. | 8960 |
References
- National Diabetes Statistics Report | Diabetes | CDC. , Available from: https://www.cdc.gov/diabetes/data/statistics-report/index.html (2022).
- Shyr, Y. M., Wang, S. E., Chen, S. C., Shyr, B. U.
- Dholakia, S., et al. Pancreas transplantation: past, present, future. American Journal of Medicine. 129 (7), 667-673 (2016).
- Johnson, P., Sharples, E., Sinha, S., Friend, P. J. Pancreas and islet transplantation: pancreas and islet transplantation in diabetes mellitus. Transplantation Surgery. , 205-217 (2021).
- Kopp, W. H., et al. Pancreas transplantation with grafts from donors deceased after circulatory death: 5 years single-center experience. Transplantation. 102 (2), 333-339 (2018).
- Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. The New England Journal of Medicine. 364 (15), 1431-1440 (2011).
- Nasralla, D., et al. A randomized trial of normothermic preservation in liver transplantation. Nature. 557 (7703), 50-56 (2018).
- Selzner, M., et al. Normothermic ex vivo liver perfusion using steen solution as perfusate for human liver transplantation: First North American results. Liver Transplantation: Official Publication of the American Association for the Study of Liver Diseases and the International Liver Transplantation Society. 22 (11), 1501-1508 (2016).
- Hosgood, S. A., Thompson, E., Moore, T., Wilson, C. H., Nicholson, M. L. Normothermic machine perfusion for the assessment and transplantation of declined human kidneys from donation after circulatory death donors. The British Journal of Surgery. 105 (4), 388-394 (2018).
- Urbanellis, P., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion improves early dcd graft function compared with hypothermic machine perfusion and static cold storage. Transplantation. 104 (5), 947-955 (2020).
- Barlow, A. D., et al. Use of ex vivo normothermic perfusion for quality assessment of discarded human donor pancreases. American Journal of Transplantation: Official Journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 15 (9), 2475-2482 (2015).
- Kumar, R., et al. Ex vivo normothermic porcine pancreas: A physiological model for preservation and transplant study. International journal of surgery. 54, London, England. 206-215 (2018).
- Hamaoui, K., et al. Development of pancreatic machine perfusion: translational steps from porcine to human models. The Journal of Surgical Research. 223, 263-274 (2018).
- Prudhomme, T., et al. Successful pancreas allotransplantations after hypothermic machine perfusion in a novel diabetic porcine model: a controlled study. Transplant International: Official Journal of the European Society for Organ Transplantation. 34 (2), 353-364 (2021).
- Kaths, J. M., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion for the preservation of kidney grafts prior to transplantation. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (101), e353 (2015).
- Graham, A. S., Ozment, C., Tegtmeyer, K., Lai, S., Braner, D. A. V.
- Swindle, M. M. Swine in the Laboratory Surgery, Anesthesia, Imaging, and Experimental Techniques. , CRC Press, Taylor & Francis Group. CRC Press. (2015).
- Mazilescu, L. I., et al. Normothermic ex situ pancreas perfusion for the preservation of porcine pancreas grafts. American Journal of Transplantation. , (2022).
- Fridell, J. A., et al. Preparation of the pancreas allograft for transplantation. Clinical transplantation. 25 (2), (2011).
- Nassar, A., Liu, Q., Walsh, M., Quintini, C. Normothermic ex vivo perfusion of discarded human pancreas. Artificial Organs. 42 (3), 334-335 (2018).
