Summary
Normothermische ex vivo machineperfusie (NEVP) is nauwelijks onderzocht voor het behoud van pancreas allografts. We presenteren een innovatieve conserveringstechniek voor pancreas allografts vóór transplantatie.
Abstract
Alvleeskliertransplantatie (PTx) is een curatieve behandeling voor mensen die leven met de last van een diagnose diabetes mellitus (DM). Vanwege orgaantekorten en een toenemend aantal patiënten dat op de lijst voor PTx staat, zijn er echter nieuwe strategieën nodig om het aantal beschikbare grafts voor transplantatie te vergroten.
Statische koude opslag (SCS) wordt beschouwd als de gouden standaard voor standaard criteria organen. Standaard criteria donoren (SCD) worden echter schaars en nieuwe strategieën die de mate van orgaanacceptatie van extended criteria donors (ECD) kunnen verhogen, zijn dringend nodig.
Normothermische ex vivo perfusie (NEVP) is een van de strategieën die de afgelopen decennia steeds populairder is geworden. Deze conserveringsmethode is al met succes gebruikt in andere organen (lever, nieren en longen), maar is minimaal onderzocht bij pancreastransplantatie. De weinige artikelen die de methode voor alvleesklier beschrijven, laten weinig succes zien, oedeem is een van de belangrijkste problemen. Het volgende manuscript beschrijft de succesvolle NEVP-methode en -opzet die door onze groep is ontwikkeld om de varkensalvleesklier te doordrenken.
Introduction
Volgens het National Diabetes Statistics Report leefden in 2019 in totaal 28,7 miljoen mensen in de Verenigde Staten met een diagnose van diabetes. Ongeveer 1,8 miljoen van hen hadden een diagnose van type 1 diabetes1. PTx is momenteel de meest effectieve en enige curatieve behandeling voor gecompliceerde type 1 diabetes mellitus2, en is een procedure die zowel de levensverwachting als de kwaliteit van leven van deze patiënten verhoogt3.
De alvleesklier is het meest afgedankte orgaan na het ophalen van overleden donoren4. Met aanhoudende orgaantekorten en de toenemende wachttijden gebruiken transplantatiecentra meer pancreastransplantaten van ECD's, waaronder donatie na circulatoire sterfte (DCD)5. Er zijn strategieën nodig om allografts van donoren met uitgebreide criteria veilig te bewaren, te perfuseren, te beoordelen en te repareren.
NEVP heeft bewezen succesvol te zijn in het behoud van long6, lever7,8 en niertransplantaten 9,10. Het aantal groepen dat werkt aan machineperfusie voor de alvleesklier, zowel hypotherm als normotherm, en het aantal publicaties, zijn echter gering en beperkt als gevolg van entoedeem en letsel11,12,13,14.
Het doel van deze studie is om een protocol voor normotherme ex vivo pancreasperfusie (NEVPP) te presenteren, met behulp van een varkensmodel met als doel uiteindelijk een platform te bieden voor langdurig behoud, orgaanbeoordeling en reparatie vóór transplantatie. Hierdoor kunnen andere onderzoeksgroepen een perfusiemodel opstellen voor de studie van pancreas allografts.
Protocol
Alle dieren die voor deze studie werden gebruikt, kregen humane zorg in overeenstemming met de ''Principles of Laboratory Animal Care'' geformuleerd door de National Society for Medical Research en de ''Guide for the Care of Laboratory Animals'' gepubliceerd door de National Institutes of Health, Ontario, Canada. Alle studies werden goedgekeurd door het Animal Care Committee van het Toronto General Research Institute.
OPMERKING: Dit onderzoeksprotocol is gebaseerd op een varkensmodel. Het transplantaat wordt gedurende 2 uur in de kou bewaard en ondergaat vervolgens gedurende 3 uur normotherme machineperfusie voorafgaand aan de transplantatie (figuur 1).
1. Dieren
- Gebruik mannelijke Yorkshire-varkens (40-50 kg).
2. Verkrijging van organen
OPMERKING: De preoperatieve procedure en een deel van de chirurgische procedure zijn hetzelfde als eerdere artikelen gepubliceerd door onze groep15 en is als volgt:
- Plaats de varkens minimaal 7 dagen in de onderzoeksfaciliteit om te kunnen acclimatiseren en hun stressniveau te verlagen.
- Vast de varkens minimaal 6 uur vóór inductie van de anesthesie.
- Verdoof het varken met een intramusculaire (IM) injectie van midazolam (0,15 mg/kg), ketamine (25 mg/kg) en atropine (0,04 mg/kg).
LET OP: Dit gebeurt in de woonvoorziening. - Breng het dier over van de huisvestingsfaciliteit naar de operatiekamer (OK), waar het herstel van het orgaan zal worden uitgevoerd.
- Plaats het varken in rugligging op de OK-tafel en plaats een gezichtsmasker met 2 L zuurstof en 5% isofluraan totdat de kaak ontspannen is.
- Visualiseer de stembanden met behulp van de laryngoscoop en spuit ze met 2% lidocaïne om spasmen tijdens intubatie te voorkomen. Vervang het masker door zuurstof en isofluraan gedurende ten minste 30 s voordat u probeert te intuberen.
- Breng een endotracheale buis van 7 mm in en blokkeer de manchet met 5 ml lucht. Gebruik capnometrie om ervoor te zorgen dat de buis in de juiste positie staat.
- Verlaag het isofluraangas tot 2,5%. Zet de ventilator aan en stel deze in op 15-20 ademhalingen/min en het getijdenvolume op 10-15 ml/kg lichaamsgewicht. Controleer de hartslag en zuurstofverzadiging constant.
- Gebruik de Seldinger-techniek 16 om een katheter van 8,5 Fr. x10 cm in de halsader (rechts of links) in te brengen.
- Gebruik de halsaderkatheter om een infusie van fentanyl (2,5 ml in 500 ml Ringer) te starten bij 250 ml / uur.
- Controleer spierreflexen om de diepte van de anesthesie te bepalen. Kaaktoon is de meest betrouwbare spierreflex 17.
OPMERKING: Als de stijfheid van de mandibulaire spieren wordt opgemerkt, verhoogt u de infusie met isofluraan en/of fentanyl.
3. Chirurgische ingreep
- Desinfecteer en bedek het operatieveld. Voer een middellijnincisie uit van het xyfoïde naar de symfyse van de schaamstreek. Breid het operatieveld uit met een linker laterale incisie voor een betere belichting.
- Ontleed de inferieure vena cava (IVC) van de abdominale aorta. Bevrijd de aorta verder van het omliggende weefsel en ligaat de kleine lumbale aortatakken. Identificeer en plaats ligaturen rond beide nierslagaders.
OPMERKING: De ligaturen mogen op dit tijdstip niet worden vastgebonden. - Zodra de achterkant van de aorta vrij is, passeert u er twee ligaturen omheen. De onderste ligatuur zal uiteindelijk net boven de iliacale arterie bifurcatie worden gebonden en de bovenste ligatuur zal 5 cm boven de vorige stropdas worden gebonden.
- Ontleed het hepatische hilum. Bind alle slagaders zo dicht mogelijk bij de lever. Identificeer het gemeenschappelijke galkanaal, plaats twee ligaturen dicht bij de lever en verdeel de structuur.
- Ontleed rond aorta, maar snijd niet op dit tijdstip. Identificeer en ontleed rond het suprahepatische deel van de aorta en plaats er een stropdas omheen.
OPMERKING: De ligaturen mogen op dit tijdstip niet worden vastgebonden. - Open de kleine zak om ijs de alvleesklier te laten afkoelen. Mobiliseer de alvleesklier zo min mogelijk voor het spoelen.
- Dien 500 IE heparine per kg donorgewicht toe via de centrale lijn. Wacht 5 minuten en begin met bloedafname in citraat-, fosfaat-, dextrose-, zoutoplossing-, adenine-, glucose- en mannitol-zakken (CPD / SAG-M) met behulp van de jugulaire katheter.
- Bind de inferieure aortaligatuur vast, cannuleer de aorta met een vlakke lijn boven de iliacale bifurcatieband en zet de canule vast met een bovenste stropdas. Ligaat beide nierslagaders.
- Bind de suprahepatische aorta (crossclamp) zodra er voldoende bloed is verzameld (600 ml). Dien 10 ml kaliumchloride toe als offer.
- Start een flush met de conserveringsoplossing van de Universiteit van Wisconsin (UW). Knip een opening in de poortader (zo hoog mogelijk) en cava voor ontluchting. Plaats ijs in de buikholte.
- Beoordeel de alvleesklierstaart en de twaalfvingerige darm C-lus na het spoelen van 1 L UW-oplossing. Indien voldoende spoeling, begin met dissectie, identificeer en klem mesenteriale vaten. Vertraag het spoelen voor de tweede liter UW.
- Haal het pancreastransplantaat en een segment van cava of iliacale ader op voor uitbreiding van poortader.
OPMERKING: Het pancreastransplantaat wordt verwijderd met de milt. - Plaats het orgel in een orgelzak die in een met ijs gevuld bassin wordt geplaatst.
4. Voorbereiding van de rugtafel van het pancreastransplantaat (figuur 2A)
- Verwijder de spoellijn van het distale deel van de aorta en sluit af met een stropdas. Vul de orgaanzak met de resterende UW-oplossing. Bevrijd de alvleesklier van aanhangend weefsel, inclusief de milt.
- Voer poortaderverlenging uit met behulp van eerder herstelde cava of iliacale ader met 6-0 Prolene. Kannuleer de poortader en proximale aorta met een 1/4 in x 3/8 in reducer.
- Kannuleer het distale deel van de twaalfvingerige darm met Malecot-katheter en stropdas. Klem het uiteinde van de katheter vast om morsen van de twaalfvingerige darminhoud te voorkomen. Overzag mesenteriale vaten met 4-0 Prolene.
- Registreer het gewicht van de ent. Bewaar de ent in statische koude opslag (SCS) tot de start van de NEVPP.
5. Normothermische ex vivo pancreasperfusie (NEVPP)
OPMERKING: Het perfusiecircuit is gemaakt van neonatale cardiopulmonale bypass-apparatuur (figuur 3).
- Bevestig de overeenkomstige slang aan de oxygenator en aan het veneuze reservoir, evenals de arteriële lijn aan de uitstroom van de oxygenator en plaats het bellenfilter in de houder. Sluit de spoellijn aan die van het bellenfilter naar het veneuze reservoir gaat. Open de bellenfilterdop om alle lucht naar buiten te laten.
- Verbind de veneuze lijn met de inlaat van het veneuze reservoir. Sluit het dialysefilter en de slang aan waar dialysaat zal worden toegediend. Sluit de flowmetersensor, drukleidingen en de temperatuurvoeler aan. Verbind de arteriële en veneuze monsterlijnen met de monsterpoorten.
- Plaats de pancreaskamer (figuur 3) op een Mayo-tafel en breng de arteriële en veneuze buizen door de daarvoor bestemde gaten. Sluit de externe verwarmingseenheid aan en schakel deze in.
- Plaats de zuigslang in de rolpomp en sluit het ene uiteinde aan op de slang die uit de kamer komt om de vloeistoffen te verzamelen, en het andere uiteinde op het veneuze reservoir om alle orgaanverliezen van perfusaat te verzamelen.
- Sluit de zuurstofslang (groen) aan op de gastank met daarin het carbogenmengsel (95% O 2/5% CO2) en de oxygenator. Sluit de slang van de kachelpomp aan op de oxygenator.
- Klem arteriële en veneuze uitstroomlijnen, evenals de uitstroom van het veneuze reservoir.
6. Voorbereiding van het perfusaat en priming van het circuit
- Vul het veneuze reservoir met het perfusaat (tabel 1).
- Gebruik één spuitpomp voor continue toediening van de vaatverwijder (epoprostenol) met 8 ml/uur in de arteriële lijn. Gebruik een tweede spuitpomp voor continue toediening van de enzymremmer rechtstreeks in het veneuze reservoir (15 mg, 10 ml / uur).
- Schakel de hartlongmachine (HLM) in en start de druk-, temperatuur- en timerpanelen op. Zet de verwarmingspomp aan om de perfusieoplossing te verwarmen tot 38 °C. Open de O 2/CO2-voeding.
- Verwijder de slangklem die op de uitstroom van het veneuze reservoir is geplaatst, start de centrifugaalpomp en neem deze tot 1.500 tpm. Klem de slang vast, omzeil het arteriële filter en laat lucht uit het arteriële filter ontsnappen. Nul de arteriële en veneuze drukleidingen.
7. Pancreastransplantaatperfusie (figuur 2B)
- Open de orgaanzak waar de alvleesklier is opgeslagen. Spoel met 200 ml albumine door de arteriële canule. Verwijder de alvleesklier uit het ijs en plaats deze in de orgaankamer. Controleer of de arteriële en veneuze slangen luchtvrij zijn.
- Laat de klem los van de arteriële kant en klem de snelkoppeling tussen de arteriële en veneuze buis. Zodra er bloed uit arteriële slangen begint te komen, verbindt u de lijn met de arteriële canule. Stel de arteriële druk in op 20-25 mmHg door de snelheid van de centrifugaalpomp te regelen. Verbind veneuze slangen zodra er bloed uit de veneuze canule begint te komen.
- Dien één injectieflacon verapamil (2,5 mg / ml) direct aan de arteriële kant toe, wanneer de alvleesklier volledig is aangesloten en er geen grote bloedingen worden waargenomen.
- Registreer continu drukken, arteriële stroming, temperatuur en twaalfvingerige darmsecretie. Verzamel bloed, registreer de duodenale output elk uur en beoordeel elk uur macroscopisch op oedeem. Noteer de perfusieparameters en neem monsters voor analyse (veneuze en arteriële bloedgasmonsters, evenals monsters voor amylase, lipase en LDH).
- Koppel arteriële en veneuze slangen los wanneer de perfusie voorbij is, verwijder het transplantaat uit de orgaankamer en spoel met koude UW en weeg. Bewaar transplantaat op ijs in een steriele orgaanzak tot het moment van transplantatie.
Representative Results
De komende gegevens tonen de representatieve resultaten van zeven experimenten met behulp van een model van hartkloppende donoralvleesklier retrieval. Na cannulatie van de aorta, spoeling met UW-oplossing en ophalen van de alvleesklier, werden de grafts gedurende 2 uur op SCS gehouden terwijl de rode bloedcellen werden voorbereid. NEVPP werd in dit model gedurende 3 uur uitgevoerd, wat we beschouwden als de minste hoeveelheid tijd die nodig is voor perfusie als graftbeoordeling en -reparatie in de toekomst worden bedoeld. Monsters en metingen werden geregistreerd op uurtijdstippen. (0 = basislijn, direct nadat het orgaan op het circuit is aangesloten, 1 = 1 uur, 2 = 2 uur, 3 = 3 uur).
Pancreastransplantaten werden geplaatst op een orgelkamer die speciaal voor dit doel was ontworpen en een verwarming bevat (Supplemental File). Het doel van NEVPP is om een bijna fysiologische omgeving voor het orgaan te bieden. Voor dit doel werd de arteriële druk ingesteld om tussen 20-25 mmHg te blijven in alle perfusies. Druk en debiet werden gemeten gedurende de gehele perfusie en bleven stabiel (figuur 4). De metabole activiteit werd geschat door het zuurstofverbruik van het transplantaat te berekenen met behulp van de volgende formule:[(pO 2 art-pO2ven) * flow / gewicht] (figuur 5). Metingen van pH, natrium, calcium en HCO3 lagen binnen fysiologische waarden gedurende de gehele perfusie (figuur 6). Lactaat- en kaliumspiegels daalden tijdens de perfusie en bereikten dicht bij normale waarden na 3 uur (figuur 7). Omdat het circuit een gesloten systeem is, wordt verwacht dat de amylase- en lipasespiegels tijdens de perfusie zullen toenemen (figuur 8). De toename van de niveaus lijkt echter niet te correleren met de schade aan het transplantaat (figuur 9). Een semikwantitatieve schaal werd gebruikt om vet- en parenchymnecrose en de integriteit van eilandjescellen te scoren. (0 - geen veranderingen, 1 - milde veranderingen, 2 - matige veranderingen, 3 - ernstige veranderingen). Dit werd gedaan door een patholoog die blind was voor de experimentele groepen en er werden geen tekenen van pancreatitis waargenomen.
Pancreas allografts werden voor en na perfusie gewogen om oedeem te beoordelen (tabel 2).
Figuur 1. Studieprotocol. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2. Alvleesklier voor en na perfusie. (A) Vóór perfusie. (B) Na perfusie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3. Schematische tekening van het perfusiecircuit. Met behulp van neonatale cardiopulmonale bypass-technologie; Het perfusaat wordt in het veneuze reservoir gegoten en vervolgens met behulp van een centrifugaalpomp in de oxygenator gestuwd. Na het verlaten van de oxygenator splitst het circuit zich in buizen die perfusaat naar de dialysecassette sturen en terug naar het reservoir en de slang die naar het arteriële filter gaat. Na het passeren van het arteriële bubbelfilter wordt het perfusaat met een druk van 20-25 mmHg door de aorta in de pancreas gedreven. De veneuze uitstroom leidt het perfusaat terug in het veneuze reservoir. (Aangepast van 18). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4. Gemiddelde arteriële stroming met standaarddeviatie (ml/min). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 5. Gemiddeld zuurstofverbruik met standaardafwijking (ml/min/g). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 6. (A) Gemiddelde pH-, (B) HCO3-, (C) natrium- en (D) calciummetingen met standaardafwijkingen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 7. (A) Gemiddelde lactaat- en (B) kaliummetingen met standaardafwijkingen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 8. (A) Gemiddelde amylase- en (B) lipasemetingen met standaardafwijkingen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 9. Kernbiopten voor en na perfusie. (A) Normaal pancreasparenchym vóór machineperfusie18. (B) Postperfusiebiopsie met goed behoud van pancreasacini en eilandjescellen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
| Ingrediënt | Aantal |
| Ringer's lactaat | 260 ml |
| Steen Oplossing | 195 ml |
| Gewassen erytrocyten | 162,5 ml |
| Dubbel omgekeerde osmose water (DRO) | 35 ml |
| Heparine (10000 IE / 10 ml) | 1,3 ml |
| Natriumbicarbonaat (8,4%) | 10,4 ml |
| Calciumgluconaat (10%) | 1,3 ml |
| Metylprednisolon (Solu-Medrol) | 325 mg |
| Aprotinine | 15 mg |
Tabel 1. Perfusate-compositie.
| Gewicht voor | Gewicht na | Behalen | % verschil | |
| Geval 1 | 244 gr | 240 gr | -4 g | -1.63 |
| Geval 2 | 154 gr | 164 gr | 10 gr | 6.49 |
| Geval 3 | 184 gr | 245 gr | 61 gr | 33.15 |
| Geval 4 | 190 gr | 226 gr | 36 gr | 18.94 |
| Geval 5 | 198 gr | 307 gr | 109 gr | 55.05 |
| Geval 6 | 205 gr | 315 gr | 107 gr | 51.44 |
| Geval 7 | 193 gr | 256 gr | 63 gr | 32.64 |
Tabel 2. Gewicht voor en na perfusie.
Aanvullend bestand: Op maat gemaakte pancreaskamer voor perfusie. Ontworpen in samenwerking met de Machine Shop van het Medical Physics - Radiation Medicine Program in het Princess Margaret Cancer Centre. Klik hier om dit bestand te downloaden.
Discussion
Deze studie toont aan dat stabiele NEVPP kan worden bereikt voor pancreas allografts met minimale histologische schade na 3 uur perfusie met de eerder gepresenteerde opstelling. Perfusieparameters zoals arteriële stroming, druk, pH, HCO3 en Na blijven stabiel tijdens perfusie en we zagen een afname en stabilisatie van K en lactaat.
Het is van cruciaal belang om de ent zo min mogelijk te manipuleren tijdens de inkoop, de voorbereiding van de backtable en de perfusie. Het is ook erg belangrijk om de arteriële druk strak onder controle te houden. Omdat de alvleesklier een lagedrukorgaan is, kan een toename van de druk onomkeerbare schade aan het orgaan veroorzaken.
De voorbereiding van de back-table voor dit onderzoek verschilt van de voorbereiding van menselijke grafts (figuur 2A). Omdat de alvleesklier het enige orgaan was dat van de varkens werd verkregen, konden we het deel van de aorta nemen dat de coeliakiestam en superieure mesenteriale slagader omvat. Wat de poortader betreft, werd een verlenging met behulp van iliacale ader uitgevoerd. In het geval van menselijke transplantaten zal de voorbereiding van de back-table op dezelfde manier moeten worden uitgevoerd als voor transplantatie, met behulp van iliacale grafts voor arteriële reconstructie en portaalverlenging19.
Deze methode kan worden beperkt door de complexiteit van de installatie. We besloten om een dialysecassette toe te voegen nadat we ernstig oedeem van het transplantaat hadden opgemerkt wanneer het zonder werd gedaan. Voor deze experimenten werd ook een op maat gemaakte orgelkamer gebouwd die een externe verwarmingsbron bevatte die instrumenteel bleek te zijn voor de optimale perfusie van de grafts.
Er zijn weinig studies die normotherme ex vivo pancreasperfusie beschrijven. In de meeste van deze studies lijkt oedeem de belangrijkste beperkende factor te zijn. Voor zover wij weten, is deze methode het enige rapport van het gebruik van een dialysecassette om oedeem onder controle te houden.
Normothermische ex vivo perfusie voor de alvleesklier staat nog in de kinderschoenen in vergelijking met andere organen. De huidige protocollen richten zich op extended criteria donors (DCD), perfusate verbetering, langere perfusietijden en biomarkers om graftschade tijdens perfusie te beoordelen. Amylase- en lipaseniveaus lijken geen betrouwbare markers te zijn, omdat we een gesloten systeem gebruiken en niet lijken te correleren met de histopathologie20. Tot nu toe is onze groep er ook in geslaagd om alvleesklier allografts na perfusie te transplanteren met goede resultaten18.
Met voortdurende verbeteringen in deze technologie hopen we dat deze technologie toepasbaar zal zijn op klinische transplantatie en beoordeling en reparatie van alvleesklier allografts mogelijk zal maken. Dit zal hopelijk uiteindelijk resulteren in meer gebruik van transplantaten, kortere wachttijden voor patiënten en betere patiëntresultaten
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
Geen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Alburex 5 | CSL Behring AG | 187337 | 25 g of Albumin (human) in 500 mL of buffered diluent |
| Aprotinin from bovine lung | Sigma-Aldrich | A1153 | |
| Belzer UW Cold storage solution | Bridge to life Ltd | 4055 | |
| Calcium gluconate (10%) | Fresenius Kabi Canada Ltd (Toronto, ON) | C360019 | |
| Composelect (blood collection bags) | Fresenius Kabi Canada Ltd | PQ31555 | |
| Epoprostenol | GlaxoSmithKline Inc. | 218761 | |
| Heart lung machine, Stöckert S3 | Sorin Group Canada Inc. | Custom made | Centrifugal pump, roller pump, control panel (sensors for pressure, flow, temperature, bubbles, and level), oxygen blender, heater unit |
| Hemoflow, Fresenius Polysulfone | Fresenius Medical Care North America | 0520165A | |
| Heparin (10000 IU/10 mL) | Fresenius Kabi Canada Ltd | C504710 | |
| Lactated Ringer's solution | Baxter | JB2324 | |
| Neonatal cardiopulmonary bypass techonolgy | Sorin Group Canada Inc | Custom made | Dideco perfusion tubing systems, centrifugal blood pump (Revolution), arterial blood filter, microporous hollow fibre memebrane oxygenator), cannulas |
| Pancreas chamber | Custom made | With external heater | |
| Percutaneous Sheath Introducer Set with Integral Hemostasis Valve/side Port for use with 7-7.5 Fr Catheters | Arrow International LLC | SI-09880 | |
| Sodium bicarbonate (8.4%) | Fresenius Kabi Canada Ltd | C908950 | |
| Solu-Medrol | Pfizer Canada Inc. | 52246-14-2 | |
| Steen | XVIVO | 19004 | |
| Urethral catheter | Bard Inc | 86020 | 20 Fr, malecot model drain |
| Verapamil | Sandoz Canada Inc. | 8960 |
References
- National Diabetes Statistics Report | Diabetes | CDC. , Available from: https://www.cdc.gov/diabetes/data/statistics-report/index.html (2022).
- Shyr, Y. M., Wang, S. E., Chen, S. C., Shyr, B. U.
- Dholakia, S., et al. Pancreas transplantation: past, present, future. American Journal of Medicine. 129 (7), 667-673 (2016).
- Johnson, P., Sharples, E., Sinha, S., Friend, P. J. Pancreas and islet transplantation: pancreas and islet transplantation in diabetes mellitus. Transplantation Surgery. , 205-217 (2021).
- Kopp, W. H., et al. Pancreas transplantation with grafts from donors deceased after circulatory death: 5 years single-center experience. Transplantation. 102 (2), 333-339 (2018).
- Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. The New England Journal of Medicine. 364 (15), 1431-1440 (2011).
- Nasralla, D., et al. A randomized trial of normothermic preservation in liver transplantation. Nature. 557 (7703), 50-56 (2018).
- Selzner, M., et al. Normothermic ex vivo liver perfusion using steen solution as perfusate for human liver transplantation: First North American results. Liver Transplantation: Official Publication of the American Association for the Study of Liver Diseases and the International Liver Transplantation Society. 22 (11), 1501-1508 (2016).
- Hosgood, S. A., Thompson, E., Moore, T., Wilson, C. H., Nicholson, M. L. Normothermic machine perfusion for the assessment and transplantation of declined human kidneys from donation after circulatory death donors. The British Journal of Surgery. 105 (4), 388-394 (2018).
- Urbanellis, P., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion improves early dcd graft function compared with hypothermic machine perfusion and static cold storage. Transplantation. 104 (5), 947-955 (2020).
- Barlow, A. D., et al. Use of ex vivo normothermic perfusion for quality assessment of discarded human donor pancreases. American Journal of Transplantation: Official Journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 15 (9), 2475-2482 (2015).
- Kumar, R., et al. Ex vivo normothermic porcine pancreas: A physiological model for preservation and transplant study. International journal of surgery. 54, London, England. 206-215 (2018).
- Hamaoui, K., et al. Development of pancreatic machine perfusion: translational steps from porcine to human models. The Journal of Surgical Research. 223, 263-274 (2018).
- Prudhomme, T., et al. Successful pancreas allotransplantations after hypothermic machine perfusion in a novel diabetic porcine model: a controlled study. Transplant International: Official Journal of the European Society for Organ Transplantation. 34 (2), 353-364 (2021).
- Kaths, J. M., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion for the preservation of kidney grafts prior to transplantation. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (101), e353 (2015).
- Graham, A. S., Ozment, C., Tegtmeyer, K., Lai, S., Braner, D. A. V.
- Swindle, M. M. Swine in the Laboratory Surgery, Anesthesia, Imaging, and Experimental Techniques. , CRC Press, Taylor & Francis Group. CRC Press. (2015).
- Mazilescu, L. I., et al. Normothermic ex situ pancreas perfusion for the preservation of porcine pancreas grafts. American Journal of Transplantation. , (2022).
- Fridell, J. A., et al. Preparation of the pancreas allograft for transplantation. Clinical transplantation. 25 (2), (2011).
- Nassar, A., Liu, Q., Walsh, M., Quintini, C. Normothermic ex vivo perfusion of discarded human pancreas. Artificial Organs. 42 (3), 334-335 (2018).
