Summary
Denne smågrisemodel involverer kirurgisk instrumentering, kvælning indtil hjertestop, genoplivning og observation efter genoplivning. Modellen giver mulighed for flere prøver pr. dyr, og ved at bruge kontinuerlig invasiv arterielt blodtryk, EKG og ikke-invasiv hjerteoutputovervågning giver den viden om hæmodynamik og hjertepatofysiologi ved perinatal asfyksi og neonatal kardiopulmonal genoplivning.
Abstract
Neonatale smågrise er blevet anvendt i vid udstrækning som translationelle modeller for perinatal asfyksi. I 2007 tilpassede vi en veletableret pattegrisekvælningsmodel ved at indføre hjertestop. Dette gjorde det muligt for os at studere virkningen af alvorlig asfyksi på nøgleresultater, herunder den tid, det tager for tilbagevenden af spontan cirkulation (ROSC), samt effekten af brystkompressioner i henhold til alternative protokoller for hjerte-lungeredning. På grund af de anatomiske og fysiologiske ligheder mellem smågrise og humane nyfødte tjener smågrise som gode modeller i undersøgelser af kardiopulmonal genoplivning og hæmodynamisk overvågning. Faktisk har denne hjertestopmodel givet bevis for retningslinjeudvikling gennem forskning i genoplivningsprotokoller, patofysiologi, biomarkører og nye metoder til hæmodynamisk overvågning. Især det tilfældige fund af, at en betydelig del af smågrise har pulsløs elektrisk aktivitet (PEA) under hjertestop, kan øge modellens anvendelighed (dvs. den kan bruges til at studere patofysiologi, der strækker sig ud over perinatalperioden). Modelgenereringen er imidlertid teknisk udfordrende og kræver forskellige færdigheder, dedikeret personale og en fin balance mellem foranstaltningerne, herunder de kirurgiske protokoller og brugen af beroligende midler / smertestillende midler, for at sikre en rimelig overlevelsesrate. I dette papir beskrives protokollen i detaljer samt erfaringer med tilpasninger til protokollen gennem årene.
Introduction
Perinatal asfyksi er forårsaget af kompromitteret gasudveksling (hypoxæmi og hyperkapni) før, under og / eller efter fødslen. Det resulterer i nedsat blodgennemstrømning (iskæmi) til vitale organer og efterfølgende blandet respiratorisk og metabolisk acidose. Perinatal asfyksi er en almindelig fødselskomplikation, der årligt forårsager 580.000 spædbørnsdødsfald over hele verden1. At reducere dette antal er afgørende for at reducere dødsfald hos nyfødte og børn under 5 år, som anført i FN's mål for bæredygtig udvikling nummer 3.2 (dvs. neonatal dødelighed <12 pr. 1.000 levendefødte og dødelighed under 5 år <25 pr. 1.000 levendefødte)2.
Klinisk viser asfyksi sig som hypoxisk-iskæmisk encefalopati (HIE), respirationsdepression og kredsløbssvigt hos det nyfødte spædbarn3 (dvs. symptomer og tegn på vital organhypoxi-iskæmi)4. Derfor kan et kvalt spædbarn have brug for behandling for encefalopati, herunder anfald og avanceret respiratorisk og kredsløbsstøtte. Globalt kræver hvert år så mange som 10 millioner spædbørn en eller anden form for intervention, såsom taktil stimulering, og 6-7 millioner spædbørn kræver assisteret ventilation ved fødslen5. Således lægger perinatal asfyksi en enorm belastning på sundhedssystemet med tilhørende socioøkonomiske konsekvenser. For at reducere den globale sygdomsbyrde, der tilskrives perinatal asfyksi, mener vores forskningsgrupper, at følgende fokusområder bør undersøges i videnskabelige undersøgelser: forebyggelse, herunder forbedring af prænatal og obstetrisk pleje og opfølgning; prognostiske biomarkører; og optimeret genoplivning og stabilisering af fødestuen6.
Nyfødte smågrise og spædbørn ved nær drægtighed har lignende anatomi og patofysiologi7. Selvom ingen dyremodel for perinatal asfyksi og hjertestop kan skabe det fulde aspekt af mislykket perinatal overgang, der fører til asfyksi og hjertestop, er smågrise gode translationelle modeller.
Allerede i 1970'erne udviklede vi en hypoximodel hos voksne grise8. Det blev med succes raffineret af forskningsgruppe9, hvilket gav en pattegrisemodel af perinatal asfyksi 10,11,12,13,14,15,16,17,18. I 2007 blev de første forsøg med hjertestop hos smågrise udført på Institut for Kirurgisk Forskning på Oslo Universitetshospital11,13,15,16. Anholdelsesmodellen har givet evidens for retningslinjeudvikling 10,13,15,16,19,20, samt store muligheder for fysiologiske undersøgelser og afprøvning af udstyr/diagnostiske værktøjer 14,21, genoplivningsprotokoller (randomiserede kontrollerede undersøgelser)13,15,16,22, og blod- og vævsbiomarkører 10,12,20. Modellen har således vist sig at være alsidig, og en enkelt eksperimentel serie er traditionelt blevet brugt til at besvare flere forskningsspørgsmål. Dette er vigtigt og i overensstemmelse med de tre R'er (reduktion, erstatning og forfining) af eksperimentel dyreforskning23 (dvs. princippet om at reducere antallet af dyr, der ofres til videnskabelige formål).
I den følgende protokol beskrives smågrisemodellen for perinatal asfyksi detaljeret, herunder hvordan man inducerer, definerer og konstaterer hjertestop. Modellen er blevet raffineret for at minimere eksponering for beroligende midler og kirurgiske indgreb og omfatter mekanisk ventilation, kvælning, genoplivning, observation efter genoplivning og indsamling af prøver af blod, urin og cerebrospinalvæske. Vores grupper indsamler også traditionelt væv fra vitale organer post mortem, men proceduren for vævsindsamling er ikke beskrevet detaljeret i denne protokol. Modellen simulerer en hypoxisk fornærmelse med blandet respiratorisk og metabolisk acidose, som afspejler biokemien hos kvalte menneskelige nyfødte. Ved nøje overvågning af smågrise med invasivt blodtryk (BP) og puls (HR), pulsoximetri (PO), elektrokardiogram (EKG), impedans kardiografi (ICG) og nær-infrarød spektroskopi (NIRS) vurderinger, kan fysiologien af perinatal asfyxi, med særlig fokus på hjertet, studeres detaljeret.
Modellen er teknisk udfordrende, da en meget fin balance i medicin, kirurgiske indgreb og metoden til at fremkalde hjertestop er nødvendig for at sikre en rimelig overlevelsesrate. At gennemføre forsøgene kræver grundig forberedelse og et dedikeret og velfungerende team. Udvælgelsen af forsøgsdyr synes også at spille en vigtig rolle for at sikre vellykkede forsøg. I dette papir beskriver vi protokollen i detaljer og vores erfaringer med den.
Protocol
Protokollen blev godkendt af den norske fødevaresikkerhedsmyndighed (godkendelse nr. 25030), og forsøgene blev udført i henhold til europæiske, norske og institutionelle regler. Replikationen af denne model kræver opnåelse af etisk godkendelse af dyreforsøgene i overensstemmelse med institutionelle og nationale regler og sikring af at udføre eksperimenterne i henhold til de tre Rs23. Alt personale, der håndterer dyrene, skal være certificeret med funktion A, B og D i overensstemmelse med artikel 23 og artikel 24 i EU-direktiv 2010/63/EU24 eller tilsvarende. Overvåg omhyggeligt dyrene under hele forsøget, og juster anæstesi, ventilatorindstillinger, temperatur og dyreplacering for at sikre dyrenes trivsel. Vurder modellen og dens anvendelse regelmæssigt, og finjuster efter behov og muligt.
BEMÆRK: De smågrise, der blev brugt i denne undersøgelse, var i alderen 12-36 timer, vejede 1,7-2,3 kg, havde lige kønsfordeling, var af blandet norsk landrace, Duroc og Yorkshire race og var genetisk umodificerede. Trin 1 og trin 2 i protokollen inkluderer generel anæstesi og dataprøveudtagningsprocedurer, der gælder under hele eksperimentet, og trin 3-10 beskriver eksperimentelle procedurer, herunder forberedelse af dyrene, kirurgisk indgreb, kvælning indtil hjertestop, genoplivning og observation efter genoplivning.
1. Anæstesiprotokol (TIME: gælder for hele eksperimentet)
- Inducer anæstesi med en bolus af IV fentanyl (50 μg / kg) og pentobarbital (15-20 mg / kg) i et perifert venekateter i en ørevene.
FORSIGTIG: Fentanyl er skadeligt ved indånding eller indtagelse og irriterer øjne og hud. Det er også et begrænset stof. Dens forsyning og anvendelse bør overvåges og reguleres i henhold til regler for begrænsede lægemidler. Pentobarbital er skadeligt, hvis det indtages og irriterer øjne og hud. - Oprethold anæstesi med IV fentanyl (50 μg / kg / time) indtil kvælning, og stop derefter under asfyxi og genindfør ved 25 μg / kg / h efter tilbagevenden af spontan cirkulation (ROSC).
BEMÆRK: Højdosis fentanylbedøvelse, der anvendes i denne model, stammer fra titusinder af års raffinering af modellen i en samarbejdsindsats, der involverer neonatologer og pædiatriske anæstesiologer. Højdosis fentanylbedøvelse er forbundet med kardiovaskulær og hæmodynamisk stabilitet25,26 hos voksne og nyfødte. En undersøgelse hos nyfødte smågrise viste imidlertid, at fentanylbrug var forbundet med reduceret HR og hjerteudgang (CO) og øget gennemsnitligt arterielt tryk (MAP), venstre ventrikulært slutdiastolisk tryk og totalt perifert resistensindeks27. - Overvåg grisens trivsel gennem hele eksperimentet. Kontroller muskeltonen og vurder vitalerne for at sikre, at grisen er grundigt bedøvet. Hvis pattegrisen viser tegn på nød, skal du administrere yderligere IV fentanyl eller IV pentobarbital i henhold til klinisk vurdering.
2. Dataprøveudtagning og registreringer (TIME: gælder for hele eksperimentet)
- Udskriv en papirkasseregistreringsformular (CRF) for hver pattegris. CRF indeholder oplysninger om HR, BP (herunder MAP), iltmætning (SpO2), regional cerebral iltmætning (NIRS), temperatur, ekstra medicin og kulderystelser.
- På CRF skal du give pattegrisen et ID-nummer og notere pattegrisens vægt og køn på forsiden.
- Foretag registreringerne hvert 5. minut i stabiliseringsperioden og lige før induktion af asfyxi. Efter induktion af asfyksi foretages den første registrering efter 10 minutter og derefter hvert 5. minut indtil hjertestop. Hvis ROSC opnås, skal du foretage registreringerne så hurtigt som muligt efter ROSC, hvert 5. minut i den første time efter ROSC og derefter hvert 30. minut i resten af observationsperioden.
- På CRF skal du angive, hvornår de forskellige prøver skal indsamles.
- Opsaml fuldt blod og plasma i starten af stabiliseringen, lige før induktion af asfyxi, ved hjertestop, ved ROSC, 30 min, 60 min, 120 min, 240 min og 540 min efter ROSC, og ved afslutningen af undersøgelsen (570 min).
BEMÆRK: Det er vigtigt at beregne, hvor meget blod der kan trækkes fra hver grise. Som et eksempel kan der trækkes mindre blod fra mindre smågrise, ustabile smågrise og smågrise, der har lidt blodtab fra nakkeoperationen. Det er også vigtigt at se hæmoglobinet (Hb) fra syre-base-status gennem hele eksperimentet. I dette studie blev smågrise med Hb <6 g/dl ekskluderet. - Opsaml urin 240 min efter ROSC og ved afslutningen af undersøgelsen (570 min).
- Tag syrebasestatus ved starten af stabiliseringen, lige før induktion af asfyxi, 10 minutter efter induktion af asfyxi og derefter hvert 5. minut indtil hjertestop. Tag syre-base-status ved hjertestop, ved ROSC, 5 min, 15 min, 30 min, 60 min, 120 min, 240 min og 540 min efter ROSC, og ved afslutningen af undersøgelsen (570 min).
- Opsaml cerebrospinalvæske (CSF) ved afslutningen af undersøgelsen (570 min).
- Opsaml fuldt blod og plasma i starten af stabiliseringen, lige før induktion af asfyxi, ved hjertestop, ved ROSC, 30 min, 60 min, 120 min, 240 min og 540 min efter ROSC, og ved afslutningen af undersøgelsen (570 min).
- Opsaml fuldblod og plasma fra det centrale arterielle kateter.
- Træk 2 ml blod fra det centrale arterielle kateter ind i en hepariniseret sprøjte og læg til siden.
- Træk derefter 2,5 ml blod ud i en ny hepariniseret sprøjte. Anbring 0,5 ml af det sidst udtrukne fuldblod i et mikrocentrifugerør, og snapfrys i flydende nitrogen.
- De resterende 2 ml anbringes i et EDTA-hætteglas af passende størrelse, og centrifugeres ved 1.700 x g ved 4 °C i 10 minutter. Pipetter plasmaet (som adskiller sig fra buffy coat og erythrocytter som det øverste lag) i mikrocentrifugerør og snap-frys i flydende nitrogen.
- Træk yderligere 0,2 ml blod fra det centrale arterielle kateter i en ny hepariniseret sprøjte. Anbring sprøjten i syrebasemaskinen (se materialetabellen), og udfyld de relevante oplysninger (ID, tidspunkt og pattegrisens temperatur).
- Skub blodet, der blev trukket tilbage i den første hepariniserede sprøjte tilbage i arteriekateteret. Skyl arteriekateteret med hepariniseret normalt saltvand for at sikre, at alt blodet returneres til grisens cirkulation.
- Saml urin ved suprapubisk aspiration af urin.
- Find landemærkerne: området mellem det tredje laveste og næstlaveste par brystvorter, ca. 2 cm under umbilicus og et par millimeter lateralt til midterlinjen.
- Brug en 10 ml sprøjte med en 23 G kanyle. Før kanylen lodret ca. 1 cm, og aspirer, indtil sprøjten fyldes med urin. Sæt urinen i et kryogent rør, og snap-frys i flydende nitrogen.
- Saml CSF ved en lumbalpunktur.
- Placer grisen på sin side, og træk bagbenene op mod brystet. Find landemærkerne: mellem rygmærkerne på niveau med grisens iliac crest.
- Skub en 21 G kanyle lidt kranielt mellem rygmarvsmærkerne, indtil CSF dukker op. Sæt CSF i mikrocentrifugerør, og snap-frys i flydende nitrogen.
- Indsaml kontinuerlige EKG- og invasive arterielle BP-data (se trin 6 og trin 7) ved hjælp af en dataindsamlings- og analysesoftware (se materialetabel). Udfør NIRS (se trin 7) med en kommercielt tilgængelig NIRS-maskine (se Materialetabel).
3. Forberedelse (TID: uger til måneder, så længe det er nødvendigt)
- Opnå etisk godkendelse til dyreforsøgene.
- Kontakt en landmand, og organiser udvælgelsen af smågrise (alder: 12-36 timer, lige kønsfordeling, vægt: 1,7-2,3 kg), leveringsdato og transportarrangementer.
BEMÆRK: Valg af smågrise fra samme race (i denne undersøgelse en blanding af norsk landrace, Duroc og Yorkshire) og gård, ideelt set fra samme kuld og inden for et snævert aldersinterval, er vigtigt for at reducere biologisk og fysiologisk varians. - Sørg for, at personalet er tilgængeligt på de(n) fastsatte dato(er).
- Kontroller, at alt nødvendigt udstyr er tilgængeligt, og at alle instrumenter og observationsværktøjer fungerer. Kontroller udløbsdatoen for asfyksi (8% O2, 92%N2), og at den ikke er tom.
- Opsæt laboratoriet og alt udstyr, så det er klar til modtagelse af smågrisene. Kalibrer alt nødvendigt udstyr.
- Udfør estimering af prøvestørrelse i tilfælde af et randomiseret kontrolleret forsøg, og forbered randomiseringen af smågrisene.
4. Modtagelse af smågrise (TID: fra 10 min til 2 timer, afhængigt af antallet af smågrise)
- Organiser transporten af de indenlandske smågrise fra gården til det kirurgiske anlæg på forsøgsdagen. Dæk beholderens "gulv" med fine træflis og varmtvandsflasker for at opretholde smågrisenes temperatur. Lav burr huller i beholderen for at sikre cirkulation af luft.
- Få oplysninger fra landmanden om smågrisenes alder og vægt. Kontroller deres vægt ved ankomsten.
- SpO2 og HR måles ved at placere en pulsoximetersonde (PO) (se materialetabel) på pattegrisens bagben, mens pattegrisen er rolig og rolig i beholderen.
- Forbered alle instrumenterne, og tænd for varmen på de elektriske varmemadrasser på operationsbordet.
- Lad smågrisene hvile i beholderen, indtil alle i holdet er klar til induktion af anæstesi og kirurgisk indgreb.
5. Induktion af anæstesi, intubation og mekanisk ventilation (TID: 15 min)
- Forbered udstyret til IV-adgang og intubation.
- Påfør PO-sonden på en baglem til overvågning af iltning og HR under induktion af anæstesi og intubation.
- Sørg for, at personen holder den svøbte pattegris stille og rolig. Sørg for, at person to indsætter et perifert intravenøst kateter i en ørevene. Skyl kateteret med ca. 1 ml normalt saltvand for at bekræfte placeringen. Fastgør kateteret med tape.
- Injicer en bolusdosis fentanyl og pentobarbital i ørevenen (som beskrevet i trin 1.1). Skyl kateteret med 1 ml normalt saltvand. Kontroller, at grisen bedøves ved at vurdere tilbagetrækningsreflekserne.
- Sørg for, at personen placerer grisen i liggende stilling. Åbn munden, og træk tungen ud med en 10 cm x 10 cm gasbindspindel. Hold strubehovedet i en lige linje.
- Sørg for, at person to bruger laryngoskopet (se tabel over materialer) til at løfte tungen. Fremskynd laryngoskopet for at løfte epiglottis og visualisere stemmebåndene. Før endotrachealrøret (ETT, se materialetabel) gennem stemmebåndene.
BEMÆRK: Brug af en manchet ETT kan gøre fremskridt af ETT gennem stemmebåndene mere udfordrende. Hvis intubation er vanskelig, er det særligt vigtigt at se grisens vitale tegn. Hvis vitalerne falder, skal du placere en maske over grisens snoet, forbinde masken til en selvoppustelig pose og manuelt ventilere grisen, indtil vitalerne normaliseres. Prøv derefter at intubere igen. Hvis det stadig er udfordrende, overveje at give en ekstra dosis pentobarbital. I sjældne tilfælde (f.eks. Øvre luftvejsanomali) bør der udføres en trakeostomi. Men med erfarent personale udføres intubation normalt let. - Tilslut ETT til en selvoppustelig pose (se materialetabellen), og start den manuelle ventilation.
- Bekræft korrekt ETT-placering ved 1) bilateral og symmetrisk bryststigning ved ventilation, 2) bilaterale og symmetriske åndedrætslyde over lungefelterne uden lyd af luftindtrængning over epigastrium, 3)SpO2 - og HR-responser og 4) kondens inde i ETT. Den udløbne CO2 kan også måles (semi)kvantitativt, hvis der er tvivl.
- Pust ETT-manchetten op. Fastgør ETT i en dybde på 12-13 cm (til en 2 kg pattegris) med tape, der er delt i længderetningen i to. Drape båndet rundt om den del af ETT, der straks er distalt til fortænderne, og fortsæt rundt om trynen.
- Fortsæt med manuelt at ventilere grisen, indtil den overføres til det kirurgiske indgrebsbord, hvor den er forbundet til en mekanisk ventilator. Tilslut ETT til den mekaniske ventilator på bordet (se materialetabel) med følgende indstillinger: P Insp = 15-20 cm H 2 O, Peep = 5,0 cm H2O, Flow Insp = 8,0 L / min, Frekvens = 30 bpm og T Insp = 0,34 s.
BEMÆRK: Hvis pattegrisen harSpO2 <90%, kan PInsp og frekvens øges, indtil SpO2 er ≥90%. Supplerende ilt kan anvendes, hvis genoplivningsprotokollen ikke involverer sammenligning af forskelligeFiO2-s. - Placer et rektalt termometer, og fastgør det med kirurgisk tape omkring grisens hale.
- Hold pattegrisens temperatur (38,5-39,0 °C) med varme tæpper/håndklæder draperet rundt om pattegrisen som en rede, ved at justere temperaturen på varmemadrassen under pattegrisen og/eller ved at fylde gummi-/latexhandsker med varmt postevand og lægge dem i håndklæderne omkring pattegrisen. Se grisens temperatur under det kirurgiske indgreb, og udfør temperaturstabiliserende foranstaltninger efter behov.
6. Kirurgisk indgreb (TID: 20 min)
- Forbered alt det nødvendige udstyr, og fyld alle katetre med normalt saltvand (figur 1). Skriv ned den tid, det kirurgiske indgreb starter på CRF.
- Steriliser huden på den bedøvede pattegris med 5 mg / ml farvet chlorhexidin ved hjælp af 3-5 kirurgiske svampe.
- Lav et 2,5 cm langt hudsnit på højre side af grisens hals ved hjælp af en skalpel.
- Brug øjenlågsretraktorer til at trække huden tilbage på begge sider af snittet.
- Brug arteriepincet til at dissekere og udsætte den indre jugularvene (figur 2).
- Placer to nylon 3-0 suturtråde under halsvenen for at holde den stabil.
- Hold en af suturerne i den ene hånd og det centrale venekateter i den anden (figur 3). Indsæt det centrale venekateter, og træk nålen ud.
- Bind en af suturtrådene, der blev brugt til at holde venen omkring venen (og kateteret) i det område, hvor kateteret er inde i venen (figur 4).
BEMÆRK: Sørg for, at holdesuturen ikke er bundet for stramt omkring kateteret, og at knuden er proksimal til kateterets distale spids. - Skyl med 1 ml normalt saltvand for at bekræfte den korrekte placering af kateteret.
- Luk huden med absorberbare 4-0 suturer.
- Fentanyl 50 μg/kg/h og en afbalanceret kulhydratelektrolytopløsning (10 mg/ml glucose, se materialetabellen) forbindes til det centrale venekateter.
- Lav et 2,5 cm langt hudsnit på venstre side af grisens hals ved hjælp af en skalpel. Gør snittet lidt mere medialt end snittet på højre side af halsen.
- Brug øjenlågsretraktorer til at trække huden tilbage på begge sider af snittet.
- Brug derefter arteriepincet til at dissekere og udsætte den fælles halspulsåre (medial til sternocleidomastoid muskel).
- Placer to nylon 3-0 suturtråde under den fælles halspulsåre for at holde den stabil.
- Hold en af suturerne i den ene hånd og det centrale arterielle kateter i den anden. Indsæt det centrale arterielle kateter, og træk nålen ud.
- Bind en af suturtrådene, der blev brugt til at holde arterien omkring arterien (og kateteret) i det område, hvor kateteret er inde i arterien.
BEMÆRK: Sørg for, at holdesuturen ikke er bundet for stramt omkring kateteret, og at knuden er proksimal til kateterets distale spids. - Skyl med 1 ml normalt saltvand for at bekræfte den korrekte placering af kateteret.
- Brug absorberbare 4-0 suturer til at fastgøre katetervingerne til huden og lukke huden.
- Opret forbindelse til invasiv arteriel BP-overvågning (se materialetabel), og start optagelsen ved hjælp af dataindsamlings- og analysesoftwaren.
BEMÆRK: Sørg for, at den invasive arterielle BP-transducer er kalibreret på hjerteniveau for at få korrekte BP-aflæsninger. - Dæk med en gennemsigtig dressing. Nu er det centrale arterielle kateter på plads.
- Skriv ned på CRF det tidspunkt, hvor operationen sluttede.
7. Stabilisering (TID: Minimum 1 time, men så længe det er nødvendigt for at stabilisere pattegrisen efter operationen og for personalet at forberede sig på induktion af kvælning)
- Tilslut pattegrisen til EKG-overvågningsudstyret (se materialetabel).
- Barber og fjern hårene efter behov, før elektroderne placeres. Placer to elektroder på hver side af brystkassen - på den mediale side af hver øvre lem. Placer den tredje elektrode på venstre side af umbilicus.
- Tilslut ledningerne til elektroderne, og start optagelsen ved hjælp af dataindsamlings- og analysesoftwaren.
- Tilslut pattegrisen til en ikke-invasiv CO-overvågningsenhed (se materialetabel).
- Barber og fjern hårene efter behov, før elektroderne placeres (se materialetabel). Placer den første elektrode oven på grisens hoved lige bag øjnene, den anden på venstre side af nakken, den tredje på venstre side af maven, midaxillær på umbilicusniveauet og den fjerde elektrode på venstre lår.
- Udfyld de relevante oplysninger på enheden, og start optagelsen. På grund af begrænset intern hukommelse skal du justere samplingfrekvensen i henhold til eksperimentets varighed.
- Tilslut pattegrisen til NIRS-overvågning.
- Barber og fjern hårene efter behov, før elektroderne placeres. Placer NIRS-elektroderne (se materialetabellen) øverst på pattegrisens hoved, bag den ikke-invasive CO-elektrode, og fastgør dem med uigennemsigtig tape for at beskytte mod lys.
- Tilslut pattegrisen til yderligere overvågningsudstyr, hvis det er relevant, og udfør ekkokardiografi, hvis dette er en del af forsøgsprotokollen.
- Placer grisen i en behagelig position, helst tilbøjelig.
- Udfør målingerne og registreringerne, og registrer på CRF i stabiliseringsperioden (se trin 2).
- Overhold grisen med hensyn til temperatur, SpO2, HR, BP og rystelser i stabiliseringsperioden. Juster mekaniske ventilatorindstillinger og pattegrisens temperatur, og giv ekstra bedøvelse efter behov.
8. Induktion af kvælning og hjertestop (TID: 15-60 min, varierer mellem smågrise)
BEMÆRK: Alt involveret personale skal kende deres roller før induktion af asfyxi.
- Beslut om et tidspunkt at starte asfyxi (baseret på varigheden af stabilisering og tilgængelighed af personale), og skriv dette ned på CRF.
- Skriv ned de fysiologiske målinger af grisen på CRF, og tag blodprøver lige før induktion af asfyxi.
- Stop fentanyl IV lige før starten af asfyxi.
- For at starte asfyksi skal du dreje iltskiven på den mekaniske ventilator til 100% og skifte iltslangen på ventilatoren til asfyksi (8% O2, 92%N2).
- Reducer respiratorhastigheden med 10 inflation/min.
- Sørg for, at pattegrisens SpO2 falder for at sikre, at induktionen er vellykket.
- Efter 10 minutters kvælning reduceres ventilatorhastigheden med yderligere 10 oppustninger / min.
- Efter 10 minutters asfyksi og derefter hvert 5. minut skal du tage syrebasestatus og skrive ned de fysiologiske målinger af grisen på CRF. Fortsæt indtil hjertestop.
- Efter 20 minutters kvælning reduceres ventilatorhastigheden med yderligere 10 oppustninger / min.
- Efter 30 minutters asfyksi klemmes ETT med arterielle tang.
- Når MAP falder til under 20 mm Hg, skal du starte den kontinuerlige auskultation af hjertet.
BEMÆRK: Hjertestop defineres som et ikke-hørbart hjerteslag ved auskultation og / eller tab af arteriel linjepulsation. Bemærk, at pulsløs elektrisk aktivitet (PEA) på EKG kan forekomme. - Sørg for, at personen auskulterer hjertet. Råb højt, når hjerteslaget ikke længere kan høres (hjertestop), mens ETT-klemmen fjernes. Sørg for, at person to skifter asfyksi gasslangen på ventilatoren tilbage til iltudløbet. Optag tidspunktet for hjertestop på CRF, og start en timer.
- Indstil FiO 2 som tildelt ved protokol (i denne undersøgelse blev smågrisene randomiseret til at modtage en FiO2 på 0,21 eller 1,0). Indstil ventilatorindstillingerne som følger: P Insp = 30 cm H 2 O, Peep = 5,0 cmH2O, Flow Insp = 8,0 L/ min, Frekvens = 40 bpm og TInsp = 0,34 s.
- Udtag blodprøver fra tidspunktet for hjertestop som beskrevet i trin 2.5.
9. Hjerte-lungeredning (HLR) (TID: 0-15 min)
BEMÆRK: HLR kan udføres i henhold til International Liaison Committee on Resuscitation (ILCOR) retningslinjer28, med et 3: 1 brystkompression til ventilationsforhold eller forskellige forhold mellem brystkompressioner og ventilationer afhængigt af formålet med undersøgelsen.
- Hvis du bruger den ILCOR-anbefalede 3:1 HLR, skal du udføre følgende trin.
- Ventilér grisen mekanisk i 30 s efter hjertestop. Start derefter brystkompressionerne, og sigt efter et 3: 1 brystkompression til ventilationsforhold.
BEMÆRK: Da ventilatoren udfører ventilationerne og ikke en person, kan brystkompressionerne og ventilationerne undertiden være samtidige / ukoordinerede. - Komprimer brystet til en dybde på 1/3 af thorax anteroposterior diameter, lad fuld brystrekyl og brug to-tommelfinger omkransende hænder teknik. Målet er at generere et systolisk arterielt tryk ≥20 mm Hg.
- Administrer adrenalin (0,02-0,03 mg/kg) IV efter 30 s brystkompressioner og derefter hvert 3. minut HLR (maks. fire doser). Skyl med 1 ml normalt saltvand efter hver adrenalinadministration.
- Ventilér grisen mekanisk i 30 s efter hjertestop. Start derefter brystkompressionerne, og sigt efter et 3: 1 brystkompression til ventilationsforhold.
- Bestem ROSC ved at observere arteriel BP-sporing og EKG, og bekræft ved hjerteauskultation. Definitionen af ROSC er en stabil, uassisteret HR ≥100 bpm.
- Fortsæt genoplivningsindsatsen indtil ROSC eller i maksimalt 15 min. Hvis HLR ikke lykkes inden for 15 minutter, skal du stoppe genoplivningsindsatsen, angive dødstidspunktet og registrere på CRF.
- Hvis genoplivningsindsatsen lykkes, skal du skrive ned på CRF tidspunktet for ROSC, varigheden af HLR i sekunder og antallet af administrerede adrenalindoser.
- Tag blodprøver og CRF-registreringer så hurtigt efter ROSC som muligt, og fortsæt registreringerne som beskrevet i trin 2 i yderligere 9,5 timer (570 min).
10. Post-ROSC observation (TID: 9,5 timer)
- Genoptagelse af fentanyl IV-infusion, indledningsvis ved 25 μg/kg/time, og titrer i henhold til de kliniske virkninger/krav.
BEMÆRK: Under og efter asfyksi reduceres stofskiftet, derfor den lavere dosis fentanyl IV. Nogle smågrise kan dog have brug for højere infusionshastigheder, og det er derfor vigtigt at observere pattegrisens vitalitet og reflekser. - Overvåg omhyggeligt grisen i 9,5 timer. Juster indstillingerne for mekanisk ventilator efter behov for at holdeSpO2 ≥90% og opretholde normocapnia (temperaturjusteret partialtryk på CO 2 (pCO2) på 5-7,5 kPa).
- Hold pattegrisens temperatur på 38,5-39,0 °C, og udfør temperaturkorrigerende foranstaltninger som angivet.
BEMÆRK: Smågrisene har tendens til at blive hypotermiske under og efter kvælning. - Udtag prøver og CRF-registreringer på forudbestemte tidspunkter som dikteret af CRF (trin 2).
- Ved 9,5 timers post-ROSC-observation aflives pattegrisen (trin 11).
BEMÆRK: Nogle smågrise overlever muligvis ikke hele 9,5 timers observation efter ROSC. Hvis grisen viser tegn på betydelig nød og en forværret tilstand, skal du udføre eutanasi tidligere.
11. Eutanasi (TID: 10 min)
- Forbered dissektionstabellen med det nødvendige kirurgiske udstyr, hætteglas til opbevaring af vævsprøverne og flydende nitrogen til at snapfryse prøverne.
- Prøverne ved undersøgelsens afslutning (570 min) indsamles som beskrevet i trin 2.
- Indgiv i.v. pentobarbital 150 mg/kg. Udfør dissektion, placer organprøverne i markerede kryogene rør og snap-frys i flydende nitrogen. Opbevar en hjernehalvdel i formalin, hvis det ønskes.
- Anbring prøverne fra forsøget (fuldblods-, plasma-, urin-, CSF- og organprøver) i en -80 °C fryser, eller opbevar dem på en anden måde som dikteret af de planlagte analyser.
Figur 1: Sterilt bord med kirurgiske værktøjer. De kirurgiske værktøjer forberedes og opbevares på et sterilt bord inden starten af nakkeoperationen. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: Indvendig halsvene. Den indre jugular vene, efter at den er blevet dissekeret fri og eksponeret. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 3: Indføring af det centrale venekateter. Suturtrådene holdes lige før indsættelsen af det centrale venekateter. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 4: Suturer til sikring af det centrale venekateter. Suturerne er bundet rundt om venen (og kateteret) for at sikre kateteret inde i venen. Klik her for at se en større version af denne figur.
Representative Results
Efter at smågrisene er blevet instrumenteret og stabiliseret, indsamles EKG- og BP-målinger løbende ved hjælp af en dataindsamlings- og analysesoftware. De hæmodynamiske ændringer under asfyksi kan let ses i softwaren (figur 5). BP falder gradvist under asfyksi indtil hjertestop, når BP = 0. Efter ROSC er opnået, øges BP, og derefter efter nogen tid normaliseres den igen. BP- og EKG-dataene kan bruges til forskellige typer analyser, for eksempel beregning af koronarperfusionstryk under HLR og ændringer i BP- og EKG-rytme og morfologi før, under og/eller efter asfyxi.
Volumen af hjerteslag og hjerteindeks overvåges kontinuerligt med impedanskardiografi (en ikke-invasiv hjerteudgangsmåling)21. For at studere hjerteskade måles myokardiemarkører for oxidativ stress og anaerob metabolisme19. Derudover kan hjerteenzymer, herunder hjerte-troponin T, måles i plasma (resultater endnu ikke offentliggjort).
Asfyksi ændrer grisens fysiologi. Figur 6 viser et eksempel på, hvordan HR (figur 6A), MAP (figur 6B), pH (figur 6C), pCO2 (figur 6D), baseoverskud (figur 6E) og laktat (figur 6F) ændrer sig gennem eksperimentet. Som forventet falder MAP-, pH- og baseoverskud under asfyxi, mens pCO2 og lactat stiger (blandet respiratorisk og metabolisk acidose). Mod slutningen af eksperimentet normaliseres værdierne.
Historisk set blev eksperimenter udført med trakeostomiserede smågrise 11,13,15,16,19 (dvs. med en lækagefri luftvej). For at begrænse kirurgisk stress blev smågrisene endotrachealt intuberet med U-jern ETT'er i forsøg fra 2019. I disse eksperimenter21 blev der observeret markant lavere ROSC-rater. I nylige eksperimenter sammenlignede vi således ROSC-satser ved hjælp af ETT'er uden manchetter versus manchetter. Ved anvendelse af ETT'er uden manchetter opnåede 7/19 smågrise ROSC, og ved anvendelse af ETT'er med manchetter opnåede 5/5 smågrise ROSC (p = 0,012) (ikke-offentliggjorte resultater). Dette fund understøtter vigtigheden af en lækagefri luftvej i denne model.
Figur 5: Kontinuerlig dataprøveudtagning ved hjælp af dataindsamlings- og analysesoftwaren. Et eksempel på, hvordan kontinuerlig dataprøveudtagning ser ud i dataindsamlings- og analysesoftwaren. A) BP for hele forsøget. (B) Beat-to-beat-komplekser af BP og EKG. Forskellige dele af eksperimentet er markeret i panel (A): 1) start af kvælning, 2) hjertestop og HLR, 3) ROSC. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 6: Ændringer i kardiovaskulære og metaboliske variabler gennem hele eksperimentet. En demonstration af, hvordan forskellige variabler ændrer sig gennem eksperimentet. De seks tidspunkter, der vises, er som følger: lige før starten af hypoxi (baseline), 10 min hypoxi, hjertestop, ROSC, 120 min efter ROSC og afslutningen af undersøgelsen (570 min efter ROSC). (A) Puls (HR), (B) gennemsnitligt arterielt tryk (MAP), (C) pH, (D) partialtryk på CO 2 (pCO2), (E) baseoverskud og (F) laktat. Klik her for at se en større version af denne figur.
Discussion
Denne pattegrisemodel er tidskrævende og teknisk udfordrende med flere kritiske trin. En fin balance i medicin, kirurgiske indgreb og metoden til at fremkalde hjertestop er nødvendig for at sikre en rimelig overlevelsesrate. Da protokollen er af relativt lang varighed og indeholder flere kritiske trin, kræver gennemførelsen af forsøgene grundig forberedelse og et dedikeret og velfungerende team, og forsøgene bør udføres i faciliteter, der har erfaring med store dyreforsøg. Vores forskerhold har udført forsøg på en til tre smågrise parallelt. Det anbefales at have mindst to personer til stede hele tiden under forsøgene og mindst tre personer, hvis forsøgene skal udføres med tre smågrise på samme tid.
Særligt kritiske og teknisk udfordrende dele af eksperimenterne omfatter følgende: 1) at sikre, at alt udstyr fungerer, og at alle dataprøveudtagningsværktøjer er tilgængelige, fungerer og kalibreres; 2) god og tilfredsstillende mekanisk ventilation, især før kvælning og under HLR; 3) kirurgisk indgreb 4) induktion af asfyksi 5) konstatering af hjertestop; 6) CPR og 7) prøveudtagning af prøver, især på tidskritiske punkter som hjertestop og ROSC. De mest kritiske trin i protokollen er induktion af asfyksi og konstatering af hjertestop. I de første forsøg blev CO2 tilsat til asfyxigassen for nøje at efterligne den blandede respiratoriske og metaboliske acidose af perinatal asfyksi 10,11,13,14,15,16,20. I senere forsøg 7,21,22, hvor CO2 -gas ikke var tilgængelig, blev reduktionen af den mekaniske ventilationshastighed efterfulgt af fastspændingen af ETT efter 20-30 min imidlertid også observeret at resultere i blandet respiratorisk og metabolisk acidose. Høje CO2 -niveauer ved hjertestop er ikke kun vigtige for at efterligne den kliniske situation, men kan også påvirke ROSC. Årsagen til dette kan være, at hjertestop synes at forekomme ved en bestemt pH, og pH-værdien er afhængig af både laktat og CO2. Da hyperkapni lettere vendes end mælkesyreacidose, kan overvejende respiratorisk versus metabolisk acidose bestemme, hvor hurtigt smågrisene kommer sig efter asfyxi. Andre pattegrisemodeller af perinatal asfyksi eller HIE starter ofte reoxygenering/genoplivning før hjertestop, typisk i henhold til MAP-værdier eller varigheden af asfyksi (f.eks. 45 min asfyksi 29, 2 timer asfyksi 30, MAP på 20 mmHg 31, MAP på 30-35 mmHg 30, MAP70% under baseline29,32). Fordelen ved denne model er, at det ved at fremkalde hjertestop er muligt at studere neonatal HLR og prøvedata før, under og lige efter hjertestop. Især kan det tilfældige fund af, at en betydelig brøkdel af smågrise har ært 7,33 under hjertestop, øge modellens anvendelighed ud over perinatologifeltet 34.
I årenes løb er modellen blevet raffineret for at minimere pattegrises eksponering for beroligende midler og kirurgisk indgreb og forbedre dataprøveudtagningen og registreringerne. Tidligere protokoller 10,11,13,14,15,16,20 omfattede induktion af anæstesi med sevofluran. Dette er nu opgivet, da den nuværende protokol indebærer direkte etablering af IV-adgang gennem en ørevene og IV-medicin. Dette er muligt, da smågrisenød undgås ved blot at svøbe grisen i et håndklæde, før det perifere intravenøse kateter indsættes af en uddannet udbyder. Midazolam blev også brugt i de første eksperimentelle protokoller; Den subjektive vurdering af forskeren (R.S.), der udførte langt de fleste obduktioner, var imidlertid, at hjernen var i en værre tilstand under obduktionen, hvis midazolam blev brugt som en kontinuerlig infusion. Derfor bruger vi nu kun fentanyl IV til at opretholde anæstesi. Midazolam kan anvendes i bolusdoser, hvis pattegrisen viser tegn på angst, og fentanyl og/eller pentobarbital ikke viser nogen virkning. Men vi har næsten aldrig været nødt til at administrere den.
Med hensyn til andre forbedringer blev smågrisene i tidligere forsøg trakeostomiseret med et tæt sikret endotrakealt rør placeret gennem et subglotisk snit. Denne procedure giver en lækagefri luftvej, men forårsager kirurgisk stress for grisen. På den anden side er endotracheal intubation på grund af grisens større øvre luftveje forbundet med betydelig lækage ved anvendelse af uhæmmede ETT'er. Derfor er vi begyndt at bruge ETT'er med manchetter, hvilket har resulteret i nul lækage og signifikant højere ROSC-hastigheder, der kan sammenlignes med forsøg med trakeostomiserede smågrise. Desuden er der foretaget visse justeringer med hensyn til prøveudtagning af data. Nogle af de tidligere eksperimenter 7,19,22,33,35,36 involverede brugen af en flowsonde placeret omkring den venstre fælles halspulsåre. Denne flowsonde har ikke været let tilgængelig på vores institut i Oslo i de sidste år. Vores laboratorium i Edmonton bruger stadig en carotisflowsonde, og dens anvendelse kan give værdifulde yderligere hæmodynamiske data til modellen. Et par tidligere eksperimenter involverede også brugen af et trykvolumenkateter placeret i venstre ventrikel ved at fremme det gennem en af carotiderne. Administration af brystkompressioner forvirrede trykvolumenkateterregistreringerne og forårsagede i nogle tilfælde endda katetersvigt og brud. Således blev dets anvendelse forladt i arrestmodellen. For nylig er ikke-invasive CO-monitorer blevet tilføjet til protokollen, og vi fokuserer på at optimere EKG-signalerne under hjertestop og HLR, da de kan give værdifuld information om EKG-morfologi og PEA. Endelig er observationstiden efter ROSC blevet forlænget fra 4 timer til 9,5 timer, fordi 4 timer er for kort til at kunne detektere histopatologiske ændringer, celledød og ændringer i nogle biomarkører.
En af de vigtigste begrænsninger ved denne model, og brugen af smågrise generelt som translationel model, er, at i modsætning til HLR på fødestuen har den postnatale kardiopulmonale overgang allerede fundet sted hos smågrisene. Det er usandsynligt, at smågrisene har åbne føtale kardiovaskulære shunts og højt lungetryk, som det ville være tilfældet i et kvalt nyfødt. Selvom en undersøgelse af Fugelseth et al.37, der brugte en tidligere version af denne pattegrise asfyksi model (ikke hjertestop), viste, at vaskulære shunts sandsynligvis vil genåbne hos smågrise under asfyxi, kan deres reaktioner på ventilation og hæmodynamisk støtte variere. Derfor er fysiologiske målinger muligvis ikke altid repræsentative for en overgangsmenneskelig nyfødt. Nogle anatomiske forskelle mellem smågrise og nyfødte er også til stede, såsom de større øvre luftveje i smågrisene, hvilket forårsager ETT-lækage (hvilket betyder, at det er vigtigt at bruge manchetter ETT'er) og højere basaltemperatur.
På trods af disse begrænsninger er der en lang tradition i det globale forskningssamfund for at bruge smågrise som en translationel model for perinatal asfyksi. Grisen ligner mennesker med hensyn til anatomi, fysiologi, histologi, biokemi og inflammation38, og bortset fra lavere fødselsvægt til termin (1,5-2,5 kg) har den nyfødte pattegris en ganske lignende størrelse som den menneskelige nyfødte. Størrelsen og anatomien muliggør instrumentering, overvågning, billeddannelse og indsamling af biologiske prøver, der kan sammenlignes med den menneskelige nyfødte. Denne model giver også mulighed for genoplivningsundersøgelser, da brystkompressioner er relativt lette at udføre på samme måde som hos nyfødte, og grise har hjerteanatomi og fysiologi, der ligner menneskers39, herunder koronar blodfordeling, blodforsyningen til ledningssystemet, myokardiets histologiske udseende og de biokemiske og metaboliske reaktioner på iskæmisk skade40. En anden vigtig faktor er, at den nyfødte pattegris har sammenlignelig perinatal hjerneudvikling med den menneskelige nyfødte41, og asfyksi resulterer i et biokemisk respons med hyperkapni og blandet respiratorisk og metabolisk acidose, der ligner den hos den kvalte nyfødte.
Afslutningsvis er denne model af perinatal asfyksi teknisk udfordrende og tidskrævende. Det giver imidlertid værdifuld information om de fysiologiske og hæmodynamiske ændringer under perinatal asfyxi, giver mulighed for neonatal genoplivningsundersøgelser og giver værdifuld information om de fysiologiske ændringer før, under og efter hjertestop, hvilket også kan være af interesse for andre forskningsområder inden for medicin bortset fra perinatologi.
Disclosures
Forfatterne har ingen interessekonflikter, der er relevante for denne artikel at afsløre.
Acknowledgments
Vi vil gerne takke alle de forskere og forskere, der har hjulpet med at etablere, udvikle og forfine denne pattegrisemodel af perinatal asfyksi og hjertestop i vores faciliteter. Vi vil gerne takke personalet på dyreforskningsfaciliteterne ved Institut for Kirurgisk Forskning og Institut for Komparativ Medicin, Universitetet i Oslo, Norge, og forskningsteknikere ved University of Alberta, Edmonton, Canada, for deres samarbejde gennem årene. Vi takker Medical Student Research Program ved Universitetet i Oslo, Norges Forskningsråd og det norske SIDS og Stillbirth Society for den økonomiske støtte til denne publikation.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acid-base machine (ABL 800 Flex) | Radiometer Medical ApS, Brønshøj, Denmark | 989-963 | |
| AcqKnowledge 4.0 software for PC | Biopac Systems Inc., Goleta, CA, USA | ACK100W | |
| Adhesive aperture drape | OneMed Group Oy, Helsinki, Finland | 1505-01 | |
| Adrenaline (1 mg/mL) | Takeda AS, Asker, Norway | Vnr 00 58 50 | Dilute 1:10 in normal saline to 0.1 mg/mL |
| Arterial cannula 20 G 1,10 mm x 45 mm | Becton Dickinson Infusion Therapy, Helsingborg, Sweden | 682245 | |
| Arterial forceps | Any | ||
| Asphyxia gas, 8% oxygen in nitrogen | Linde Gas AS (AGA AS), Oslo, Norway | 110093 | |
| Benelyte, 500 mL | Fresenius Kabi, Norge AS, Halden, Norway | 79011 | |
| Biopac ECG and invasive blood pressure modules, Model MP 150 | Biopac Systems Inc., Goleta, CA 93117, USA | ECG100C, MP150WSW | |
| Box of cardboard for sample storage | Syhehuspartner HF, Oslo, Norway | 2000076 | |
| Cannula , 23G x 1 1/4"- Nr.14 | Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain | 300700 | |
| Cannula, 18G x 2" | Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain | 301900 | |
| Cannula, 21G x 1 1/2"- Nr.2 | Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain | 304432 | |
| Centrifuge (Megafuge 1.0R) | Heraeus instruments, Kendro Laboratory Products GmbH, Hanau, Germany | 75003060 | |
| Chlorhexidin colored 5 mg/mL | Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway | 00 73 24 | |
| Combi-Stopper | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4495101 | |
| CRF form | Self-made | ||
| Desmarres eyelid retractor 13 cm x 18 mm | Any | ||
| Digital Thermometer ama-digit ad 15 th | Amarell, Kreuzwertheim, Germany | 9243101 | |
| ECG electrodes, Skintact | Leonhard Lang, Innsbruck, Austria | FS-TC1 /10 | |
| Electric heating mattress | Any | ||
| Extension set | Codan Medizinische Geräte GmbH & Co KG, Lensahn, Germany | 71.4021 | |
| Fentanyl (50 µg/mL) | Hameln, Saksa, Germany | 00 70 16 | |
| Fine wood chips | Any | ||
| Finnpipette F1, 100-1000 µL | VWR, PA, USA | 613-5550 | |
| Fully equipped surgical room | |||
| Gas hose | Any | ||
| Gauze swabs 5 cm x 5 cm | Bastos Viegas,.a., Penafiel, Portugal | ||
| Heparin, heparinnatium 5000 IE/a.e./mL | LEO Pharma AS, Ballerup, Denmark | 46 43 27 | |
| HighClean Nonwoven Swabs, 10 cm x 10 cm | Selefa, OneMed Group Ay, Helsinki, Finland | 223003 | |
| ICON | Osypka Medical GmbH, Berlin, Germany | Portable non-invasive cardiometer | |
| ICON electrodes/ECG electrodes, Ambu WhiteSensor WSP25 | Ambu A/S, Ballerup, Denmark | WsP25-00-S/50 | |
| Infusomat Space medical pump | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 8713050 | |
| Invasive blood pressure monitoring system | Codan pvb Critical Care GmbH, Forstinning, Germany | 74.6604 | |
| Laryngoscope SunMed Greenlinen blade No 2 | KaWe Medical, Asperg, Germany | ||
| Leoni plus mechanical ventilator | Löwenstein Medical SE & Co. KG, Bad Ems, Germany | ||
| Liquid nitrogen 230 L | Linde Gas AS (AGA AS), Oslo, Norway | 102730 | |
| Microcentrifuge tubes, 1.5 ml | Forsyningssenteret, Trondheim, Norway | 72.690.001 | |
| Microcuff endotracheal tube, size 3.5 | Avanos, GA, USA | 35162 | |
| Needle holder | Any | ||
| Neoflon, peripheral venous catheter, 24 G 0.7 mm x 19 mm | Becton Dickinson Infusion Therapy AB, Helsingborg, Sweden | 391350 | |
| Neonatal piglets 12-36 h of age | As young as possible | ||
| NIRS electrodes, FORE-SIGHT Single Non-Adhesive Sensor Kit Small | Cas Medical systems Inc., Branford Connecticut, USA | 01-07-2000 | |
| NIRS machine, FORE-SIGHT Universal, Cerebral Oximeter MC-202, Benchtop regional oximeter FORE-SIGHT | Cas Medical systems Inc., Branford Connecticut, USA | 01-06-2020 | May also use INVOS, Covidien |
| Normal saline, NaCl 9 mg/mL, 500 mL. | Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway | Vare nr. 141387 | Unmixed |
| Normal saline, NaCl 9 mg/mL, 500 mL. | Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway | 141388 | For IV blood pressure monitoring, add heparin (0.2 ml heparin 5000 IE/a.e./mL in 500 mL of 0.9% NaCl) |
| Nunc Cryogenic Tubes 1.8 mL | VWR, PA, USA | 479-6847 | |
| Original Perfusor Line, I Standard PE | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 8723060 | |
| Oxygen saturation monitor, MasimoSET, Rad 5 | Masimo, Neuchâtel, Switzerland | 9196 | |
| Oxygen saturation monitor, OxiMax N-65 | Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA | N65-PDN1 | |
| Pentobarbital (100 mg/mL) | Norges Apotekerforening, Oslo, Norway | Pnr 811602 | |
| Pipette tips | VWR, PA, USA | 732-2383 | |
| Plastic container with holes | Any | Has to allow for circulation of air | |
| Printer labels B-492, hvit, 25 mm x 9 mm, 3000 labels | VWR, PA, USA | BRDY805911 | For nunc tubes |
| Razor, single use disposable | Any | ||
| Rubber gloves | Any | ||
| Rubber hot water bottles | Any | ||
| Self-inflating silicone pediatric bag 500 ml | Laerdal Medical, Stavanger, Norway | 86005000 | |
| Smallbore T-Port Extension Set | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 471954 | |
| Sterile surgical gloves latex, Sempermed supreme | Semperit Technische Produkte Ges.m.b.H., Vienna, Austria | size 7: 822751701 | Different sizes |
| Stethoscope | Any | ||
| Stopcocks, 3-way, Discofix | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 16494C | |
| Stylet size 3.5 | Any | ||
| SunMed Greenlinen laryngoscope blade No 2 | KaWe Medical, Asperg, Germany | ||
| Surgical blade, size 15 | Swann Morton LTD, Sheffield England | 205 | |
| Surgical forceps | Any | ||
| Surgical scissors | Any | ||
| Surgical sponges, sterile | Mölnlycke Health Care, Göteborg, Sweden | C0130-3025 | |
| Surgical swabs | Mölnlycke Health Care, Göteborg, Sweden | 159860-00 | |
| Surgical tape Micropore 2.5 cm x 9.1 m | 3M Norge AS, Lillestrøm, Norway | 153.5 | |
| Suture, Monsoft Monofilament Nylon 3-0 | Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA | SN653 | |
| Suture, Polysorb Braided Absorbable | Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA | GL884 | |
| Syringe 0.01-1 mL Omnifix F Luer Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 9161406V | Used for acid base blood sampling. Flush with heparin |
| Syringe 10 mL Omnifix Luer Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4616103V | |
| Syringe 2.5 mL BD Plastipak | Beckton Dickinson S.A., Madrid, Spain | 300185 | Used for blood sampling. Flush with heparinized NaCl |
| Syringe 20 mL Omnifix Luer Loc Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4617207V | |
| Syringe 20 mL Omnifix Luer Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4616200V | |
| Syringe 5 mL Omnifix Luer Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4616057V | |
| Syringe 50 mL Omnifix Luer Lock Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4617509F | |
| Syringe 50 mL Omnifix Luer Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4616502F | |
| Table drape sheet, asap drytop | Asap Norway AS, Skien, Norway | 83010705 | |
| Tape Tensoplast 2.5 cm x 4.5 m | BSN Medical, Essity Medical Solutions, Charlotte, NC, USA | 66005305, 72067-00 | |
| Timer | Any | ||
| Towels | Any | ||
| Transparent IV-fixation | Mediplast AB, Malmö, Sweden | 60902106 | |
| Ultrasound gel | Optimu Medical Solutions Ltd. Leeds, UK | 1157 | |
| Ultrasound machine, LOGIQ e | GE Healthcare, GE Medical Systems, WI, USA | 5417728-100 | |
| Utility drape, sterile | OneMed Group Oy, Helsinki, Finland | 1415-01 | |
| Vacuette K3E K3EEDTA 2mL | Greiner Bio-One GmbH, Kremsmünster, Austria | 454222 | |
| Venflon Pro Safety 22 G 0.9 mm x 25 mm | Becton Dickinson Infusion Therapy, Helsingborg, Sweden | 393222 | |
| Ventilation mask made to fit tightly around a piglet snout | Any | Typically cone shaped | |
| Weight | Any |
References
- Perin, J., et al. regional, and national causes of under-5 mortality in 2000-19: An updated systematic analysis with implications for the Sustainable Development Goals. The Lancet Child & Adolescent Health. 6 (2), 106-115 (2022).
- United Nations. Transforming our World: The 2030 Agenda for Sustainable Development. United Nations. , Geneva, Switzerland. (2015).
- Sarnat, H. B., Sarnat, M. S. Neonatal encephalopathy following fetal distress. A clinical and electroencephalographic study. Archives of Neurology. 33 (10), 696-705 (1976).
- Volpe, J. J. Neonatal encephalopathy: An inadequate term for hypoxic-ischemic encephalopathy. Annals of Neurology. 72 (2), 156-166 (2012).
- Lee, A. C., et al. Neonatal resuscitation and immediate newborn assessment and stimulation for the prevention of neonatal deaths: a systematic review, meta-analysis and Delphi estimation of mortality effect. BMC Public Health. 11, Suppl 3 12 (2011).
- Saugstad, O. D. Reducing global neonatal mortality is possible. Neonatology. 99 (4), 250-257 (2011).
- Solevåg, A. L., et al. Non-perfusing cardiac rhythms in asphyxiated newborn piglets. PLoS One. 14 (4), 0214506 (2019).
- Saugstad, O. D., Aasen, A. O., Hetland, O. Plasma hypoxanthine levels in pigs during acute hypoxemia. A correlation between lactate and base deficit concentrations. European Surgical Research. 10 (5), 314-321 (1978).
- Rootwelt, T., Løberg, E. M., Moen, A., Øyasæter, S., Saugstad, O. D. Hypoxemia and reoxygenation with 21% or 100% oxygen in newborn pigs: Changes in blood pressure, base deficit, and hypoxanthine and brain morphology. Pediatric Research. 32 (1), 107-113 (1992).
- Dannevig, I., Solevåg, A. L., Sonerud, T., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Brain inflammation induced by severe asphyxia in newborn pigs and the impact of alternative resuscitation strategies on the newborn central nervous system. Pediatric Research. 73 (2), 163-170 (2013).
- Dannevig, I., Solevåg, A. L., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Delayed onset of cardiac compressions in cardiopulmonary resuscitation of newborn pigs with asphyctic cardiac arrest. Neonatology. 99 (2), 153-162 (2011).
- Sachse, D., Solevåg, A. L., Berg, J. P., Nakstad, B. The role of plasma and urine metabolomics in identifying new biomarkers in severe newborn asphyxia: A study of asphyxiated newborn pigs following cardiopulmonary resuscitation. PLoS One. 11 (8), 0161123 (2016).
- Solevag, A. L., Dannevig, I., Nakstad, B., Saugstad, O. D. Resuscitation of severely asphyctic newborn pigs with cardiac arrest by using 21% or 100% oxygen. Neonatology. 98 (1), 64-72 (2010).
- Solevåg, A. L., Dannevig, I., Šaltytė-Benth, J., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Reliability of pulse oximetry in hypoxic newborn pigs. The Journal of Maternal-Fetal and Neonatal Medicine. 27 (8), 833-838 (2014).
- Solevåg, A. L., Dannevig, I., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Extended series of cardiac compressions during CPR in a swine model of perinatal asphyxia. Resuscitation. 81 (11), 1571-1576 (2010).
- Solevag, A. L., Dannevig, I., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Return of spontaneous circulation with a compression:ventilation ratio of 15:2 versus 3:1 in newborn pigs with cardiac arrest due to asphyxia. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 96 (6), 417-421 (2011).
- Dotinga, B. M., Solberg, R., Saugstad, O. D., Bos, A. F., Kooi, E. M. W. Splanchnic oxygen saturation during reoxygenation with 21% or 100% O2 in newborn piglets. Pediatric Research. 92 (2), 445-452 (2021).
- Solberg, R., et al. Resuscitation with supplementary oxygen induces oxidative injury in the cerebral cortex. Free Radical Biology and Medicine. 53 (5), 1061-1067 (2012).
- Solevåg, A. L., et al. Myocardial perfusion and oxidative stress after 21% vs. 100% oxygen ventilation and uninterrupted chest compressions in severely asphyxiated piglets. Resuscitation. 106, 7-13 (2016).
- Dannevig, I., Solevåg, A. L., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Lung injury in asphyxiated newborn pigs resuscitated from cardiac arrest - The impact of supplementary oxygen, longer ventilation intervals and chest compressions at different compression-to-ventilation ratios. The Open Respiratory Medicine Journal. 6 (1), 89-96 (2012).
- Berisha, G., Solberg, R., Klingenberg, C., Solevag, A. L. Neonatal impedance cardiography in asphyxiated piglets-A feasibility study. Frontiers in Pediatrics. 10, 804353 (2022).
- Solevåg, A. L., et al. Ventilation with 18, 21, or 100% oxygen during cardiopulmonary resuscitation of asphyxiated piglets: A randomized controlled animal trial. Neonatology. 117 (1), 102-110 (2020).
- The Three Rs. Norecopa. , Available from: https://norecopa.no/alternatives/the-three-rs (2022).
- Directive 2010/63/EU of the European Parliament and of the Council of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes. Official Journal of the European Union. , Available from: https://eur-lex.europa.eu/legal-content/EN/TXT/?uri=CELEX:32010L0063 (2010).
- Bovill, J. G., Sebel, P. S., Stanley, T. H. Opioid analgesics in anesthesia: With special reference to their use in cardiovascular anesthesia. Anesthesiology. 61 (6), 731-755 (1984).
- Hansen, D. D., Hickey, P. R. Anesthesia for hypoplastic left heart syndrome: Use of high-dose fentanyl in 30 neonates. Anesthesia & Analgesia. 65 (2), 127-132 (1986).
- Schieber, R. A., Stiller, R. L., Cook, D. R. Cardiovascular and pharmacodynamic effects of high-dose fentanyl in newborn piglets. Anesthesiology. 63 (2), 166-171 (1985).
- Wyckoff, M. H., et al. 2021 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations: Summary from the Basic Life Support; Advanced Life Support; Neonatal Life Support; Education, Implementation, and Teams; First Aid Task Forces; and the COVID-19 Working Group. Circulation. 145 (9), 645-721 (2022).
- Kyng, K. J., et al. A piglet model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy. Journal of Visualized Experiments. (99), e52454 (2015).
- Cheung, P. Y., Gill, R. S., Bigam, D. L. A swine model of neonatal asphyxia. Journal of Visualized Experiments. (56), e3166 (2011).
- Manueldas, S., et al. Temporal patterns of circulating cell-free DNA (cfDNA) in a newborn piglet model of perinatal asphyxia. PLoS One. 13 (11), 0206601 (2018).
- Foster, K. A., et al. An improved survival model of hypoxia/ischaemia in the piglet suitable for neuroprotection studies. Brain Research. 919 (1), 122-131 (2001).
- Patel, S., et al. Pulseless electrical activity: A misdiagnosed entity during asphyxia in newborn infants. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 104 (2), 215-217 (2019).
- Best, K., Wyckoff, M. H., Huang, R., Sandford, E., Ali, N. Pulseless electrical activity and asystolic cardiac arrest in infants: Identifying factors that influence outcomes. Journal of Perinatology. 42 (5), 574-579 (2022).
- Hidalgo, C. G., et al. Sustained inflation with 21% versus 100% oxygen during cardiopulmonary resuscitation of asphyxiated newborn piglets - A randomized controlled animal study. Resuscitation. 155, 39-47 (2020).
- Solevåg, A. L., Schmölzer, G. M., Nakstad, B., Saugstad, O. D., Cheung, P. Y. Association between brain and kidney near-infrared spectroscopy and early postresuscitation mortality in asphyxiated newborn piglets. Neonatology. 112 (1), 80-86 (2017).
- Fugelseth, D., Satas, S., Steen, P. A., Thoresen, M. Cardiac output, pulmonary artery pressure, and patent ductus arteriosus during therapeutic cooling after global hypoxia-ischaemia. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 88 (3), 223-228 (2003).
- Welsh, M. J., Rogers, C. S., Stoltz, D. A., Meyerholz, D. K., Prather, R. S. Development of a porcine model of cystic fibrosis. Transactions of the American Clinical and Climatological Association. 120, 149-162 (2009).
- Cameron, D. E., Tam, V. K. H., Cheng, W., Braxton, M. Studies in the physiology of cardiopulmonary bypass using a swine model. Swine as Models in Biomedical Research. Swindle, M. M., Moody, D. C., Phillips, L. C. , Iowa State University Press. Ames, Iowa. 187-197 (1992).
- Barouxis, D., Chalkias, A., Syggelou, A., Iacovidou, N., Xanthos, T. Research in human resuscitation: What we learn from animals. The Journal of Maternal-Fetal and Neonatal Medicine. 25, Suppl 5 44-46 (2012).
- Dobbing, J., Sands, J.
