Summary
Denna grismodell involverar kirurgisk instrumentering, kvävning fram till hjärtstillestånd, återupplivning och observation efter återupplivning. Modellen möjliggör multipel provtagning per djur, och genom att använda kontinuerligt invasivt arteriellt blodtryck, EKG och icke-invasiv hjärtminutvolymövervakning ger den kunskap om hemodynamik och hjärtpatofysiologi vid perinatal asfyxi och neonatal hjärt-lungräddning.
Abstract
Neonatala grisar har använts i stor utsträckning som translationella modeller för perinatal asfyxi. 2007 anpassade vi en väletablerad smågrisasfyximodell genom att införa hjärtstopp. Detta gjorde det möjligt för oss att studera effekterna av svår asfyxi på viktiga resultat, inklusive den tid det tar för återkomst av spontan cirkulation (ROSC), samt effekten av bröstkompressioner enligt alternativa protokoll för hjärt-lungräddning. På grund av de anatomiska och fysiologiska likheterna mellan smågrisar och nyfödda, fungerar smågrisar som bra modeller i studier av hjärt-lungräddning och hemodynamisk övervakning. Faktum är att denna hjärtstoppsmodell har gett bevis för riktlinjeutveckling genom forskning om återupplivningsprotokoll, patofysiologi, biomarkörer och nya metoder för hemodynamisk övervakning. I synnerhet kan det tillfälliga fyndet att en betydande del av smågrisar har pulslös elektrisk aktivitet (PEA) under hjärtstillestånd öka modellens tillämplighet (dvs. den kan användas för att studera patofysiologi som sträcker sig bortom perinatalperioden). Modellgenereringen är dock tekniskt utmanande och kräver olika kompetensuppsättningar, dedikerad personal och en fin balans mellan åtgärderna, inklusive kirurgiska protokoll och användning av lugnande medel / smärtstillande medel, för att säkerställa en rimlig överlevnadsgrad. I detta dokument beskrivs protokollet i detalj, liksom erfarenheter av anpassningar av protokollet genom åren.
Introduction
Perinatal asfyxi orsakas av nedsatt gasutbyte (hypoxemi och hyperkapni) före, under och/eller efter födseln. Det resulterar i minskat blodflöde (ischemi) till vitala organ och efterföljande blandad respiratorisk och metabolisk acidos. Perinatal asfyxi är en vanlig födelsekomplikation som årligen orsakar 580 000 spädbarnsdöd över hela världen1. Att minska detta antal är avgörande för att minska dödsfallet hos nyfödda och barn under 5 år, enligt FN: s mål för hållbar utveckling nummer 3.2 (dvs. neonatal dödlighet <12 per 1 000 levande födda och dödlighet under 5 år <25 per 1 000 levande födda)2.
Kliniskt uppträder asfyxi som hypoxisk-ischemisk encefalopati (HIE), andningsdepression och cirkulationssvikt hos det nyfödda barnet3 (dvs. symtom och tecken på vital organhypoxi-ischemi)4. Följaktligen kan ett kvävt spädbarn behöva behandling för encefalopati, inklusive anfall, och avancerat andnings- och cirkulationsstöd. Globalt kräver varje år så många som 10 miljoner spädbarn någon form av intervention, såsom taktil stimulering, och 6-7 miljoner spädbarn behöver assisterad ventilation vid födseln5. Således sätter perinatal asfyxi en enorm belastning på hälso- och sjukvårdssystemet, med tillhörande socioekonomiska konsekvenser. För att minska den globala sjukdomsbördan som tillskrivs perinatal asfyxi anser våra forskargrupper att följande fokusområden bör undersökas i vetenskapliga studier: förebyggande, inklusive förbättring av prenatal och obstetrisk vård och uppföljning; prognostiska biomarkörer; och optimerad återupplivning och stabilisering av förlossningsrum6.
Nyfödda grisar och mänskliga spädbarn vid korttidsdräktighet har liknande anatomi och patofysiologi7. Även om ingen djurmodell av perinatal asfyxi och hjärtstillestånd kan skapa hela aspekten av misslyckad perinatal övergång som leder till kvävning och hjärtstillestånd, är smågrisar bra translationella modeller.
Redan på 1970-talet utvecklade vi en hypoximodell hos vuxna grisar8. Det förfinades framgångsrikt av forskargrupper9, vilket gav en grismodell av perinatal asfyxi 10,11,12,13,14,15,16,17,18. År 2007 utfördes de första experimenten med hjärtstopp hos smågrisar vid Institutet för kirurgisk forskning vid Oslo universitetssjukhus11,13,15,16. Arresteringsmodellen har gett bevis för riktlinjeutveckling 10,13,15,16,19,20, samt stora möjligheter till fysiologiska studier och testning av utrustning / diagnostiska verktyg 14,21, återupplivningsprotokoll (randomiserade kontrollerade studier)13,15,16,22, och blod- och vävnadsbiomarkörer 10,12,20. Således har modellen visat sig vara mångsidig, och en enda experimentell serie har traditionellt använts för att svara på flera forskningsfrågor. Detta är viktigt och i överensstämmelse med de tre R:en (minskning, ersättning och förfining) av försöksdjursforskning23 (dvs. principen om att minska antalet djur som offras för vetenskapliga ändamål).
I följande protokoll beskrivs smågrismodellen av perinatal asfyxi i detalj, inklusive hur man inducerar, definierar och fastställer hjärtstillestånd. Modellen har förfinats för att minimera exponeringen för lugnande medel och kirurgiska ingrepp och inkluderar mekanisk ventilation, kvävning, återupplivning, observation efter återupplivning och insamling av prover av blod, urin och cerebrospinalvätska. Våra grupper samlar också traditionellt vävnader från vitala organ efter döden, men förfarandet för vävnadsinsamling beskrivs inte i detalj i detta protokoll. Modellen simulerar en hypoxisk förolämpning med blandad respiratorisk och metabolisk acidos, vilket återspeglar biokemin hos kvävda mänskliga nyfödda. Genom noggrann övervakning av smågrisarna med invasivt blodtryck (BP) och hjärtfrekvens (HR), pulsoximetri (PO), elektrokardiogram (EKG), impedanskardiografi (ICG) och nära infraröd spektroskopi (NIRS) bedömningar kan fysiologin för perinatal asfyxi, med särskilt fokus på hjärtat, studeras i detalj.
Modellen är tekniskt utmanande, eftersom en mycket fin balans i mediciner, kirurgiska ingrepp och metoden för att inducera hjärtstopp krävs för att säkerställa en rimlig överlevnadsgrad. Att genomföra experimenten kräver noggranna förberedelser och ett dedikerat och välfungerande team. Urvalet av försöksdjur verkar också spela en viktig roll för att säkerställa framgångsrika försök. I det här dokumentet beskriver vi protokollet i detalj och våra erfarenheter av det.
Protocol
Protokollet godkändes av Livsmedelssäkerhetsverket (godkännande nr. 25030), och experimenten utfördes enligt europeiska, norska och institutionella föreskrifter. Replikeringen av denna modell kräver att man erhåller etiskt godkännande för djurförsöken i enlighet med institutionella och nationella bestämmelser och säkerställer att försöken utförs enligt de tre Rs23. All personal som hanterar djuren måste vara certifierad med funktionerna A, B och D i enlighet med artikel 23 och artikel 24 i EU-direktivet 2010/63/EU24, eller motsvarande. Övervaka djuren noggrant under hela experimentet och justera anestesi, ventilatorinställningar, temperatur och djurpositionering för att säkerställa djurens välbefinnande. Kritiskt utvärdera modellen och dess tillämpning regelbundet och förfina efter behov och möjligt.
OBS: Smågrisarna som användes i denna studie var i åldern 12-36 timmar, vägde 1,7-2,3 kg, hade jämn könsfördelning, var av blandad norsk lantras, Duroc och Yorkshire ras och var genetiskt omodifierade. Steg 1 och steg 2 i protokollet inkluderar generell anestesi och dataprovtagningsprocedurer som gäller under hela experimentet, och steg 3-10 beskriver experimentella förfaranden, inklusive förberedelse av djuren, kirurgisk ingrepp, kvävning tills hjärtstillestånd, återupplivning och observation efter återupplivning.
1. Anestesiprotokoll (TID: gäller hela experimentet)
- Inducera anestesi med en bolus av IV fentanyl (50 μg/kg) och pentobarbital (15-20 mg/kg) i en perifer venkateter i en öronven.
VARNING: Fentanyl är skadligt vid inandning eller förtäring och irriterar ögon och hud. Det är också ett begränsat läkemedel. Dess tillgång och användning bör övervakas och regleras enligt reglerna för begränsade läkemedel. Pentobarbital är skadligt vid förtäring och irriterar ögon och hud. - Behåll anestesi med IV fentanyl (50 μg / kg / h) tills kvävning och sluta sedan under kvävning och återsätt vid 25 μg / kg / h efter återkomsten av spontan cirkulation (ROSC).
OBS: Högdos fentanylanestesi som används i denna modell härrör från tiotals år av att förfina modellen i ett samarbete mellan neonatologer och pediatriska anestesiologer. Högdos fentanylanestesi är associerad med kardiovaskulär och hemodynamisk stabilitet25,26 hos vuxna och nyfödda. En studie på nyfödda grisar visade dock att fentanylanvändning var förknippad med minskad HR och hjärtminutvolym (CO) och ökat genomsnittligt arteriellt tryck (MAP), vänster ventrikulär slutdiastoliskt tryck och totalt perifert motståndsindex27. - Övervaka grisens välbefinnande under hela experimentet. Kontrollera muskeltonen och bedöm vitaliteten för att se till att smågrisen är ordentligt bedövad. Om smågrisen visar tecken på nöd, administrera ytterligare IV fentanyl eller IV pentobarbital enligt klinisk bedömning.
2. Dataprovtagning och registreringar (TID: gäller hela experimentet)
- Skriv ut ett pappersregistreringsformulär (CRF) för varje smågris. CRF innehåller information om HR, BP (inklusive MAP), syremättnad (SpO2), regional cerebral syremättnad (NIRS), temperatur, extra medicinering och frossa.
- På CRF, ge smågrisen ett ID-nummer och registrera smågrisens vikt och kön på förstasidan.
- Gör registreringarna var 5:e minut under stabiliseringsperioden och strax före induktionen av asfyxi. Efter induktion av kvävning, gör den första registreringen efter 10 min och sedan var 5: e minut tills hjärtstillestånd. Om ROSC uppnås, gör registreringarna så snart som möjligt efter ROSC, var 5: e minut för den första timmen efter ROSC, och sedan var 30: e minut för resten av observationsperioden.
- På CRF, ange när du ska samla in de olika proverna.
- Samla fullt blod och plasma i början av stabiliseringen, strax före induktionen av asfyxi, vid hjärtstillestånd, vid ROSC, 30 min, 60 min, 120 min, 240 min och 540 min efter ROSC, och i slutet av studien (570 min).
OBS: Det är viktigt att beräkna hur mycket blod som kan dras från varje gris. Som ett exempel kan mindre blod dras från mindre smågrisar, instabila smågrisar och smågrisar som har drabbats av viss blodförlust från nackoperationen. Det är också viktigt att titta på hemoglobin (Hb) från syrabasstatusen under hela experimentet. I denna studie exkluderades smågrisar med Hb <6 g/dl. - Samla urin vid 240 min efter ROSC och i slutet av studien (570 min).
- Ta syrabasstatusen i början av stabiliseringen, strax före induktionen av asfyxi, 10 min efter induktionen av kvävning och sedan var 5: e minut tills hjärtstillestånd. Ta syrabasstatus vid hjärtstillestånd, vid ROSC, 5 min, 15 min, 30 min, 60 min, 120 min, 240 min och 540 min efter ROSC, och i slutet av studien (570 min).
- Samla cerebrospinalvätska (CSF) i slutet av studien (570 min).
- Samla fullt blod och plasma i början av stabiliseringen, strax före induktionen av asfyxi, vid hjärtstillestånd, vid ROSC, 30 min, 60 min, 120 min, 240 min och 540 min efter ROSC, och i slutet av studien (570 min).
- Samla fullt blod och plasma från den centrala arteriella katetern.
- Dra upp 2 ml blod från den centrala arteriella katetern i en hepariniserad spruta och lägg åt sidan.
- Dra sedan upp 2,5 ml blod i en ny hepariniserad spruta. Placera 0,5 ml av det senast dragna fulla blodet i ett mikrocentrifugrör och snäppfrys i flytande kväve.
- Placera de återstående 2 ml i en EDTA-injektionsflaska av lämplig storlek och centrifugera vid 1 700 x g vid 4 °C i 10 minuter. Pipettera plasman (som separeras från buffyskiktet och erytrocyterna som toppskiktet) till mikrocentrifugrör och snäppfrys i flytande kväve.
- Dra upp ytterligare 0,2 ml blod från den centrala arteriella katetern till en ny hepariniserad spruta. Placera sprutan i syrabasmaskinen (se Materialförteckning) och fyll i relevant information (ID, tidpunkt och smågrisens temperatur).
- Tryck tillbaka blodet som drogs in i den första hepariniserade sprutan tillbaka in i artärkatetern. Spola artärkatetern med hepariniserad normal saltlösning för att säkerställa att allt blod återförs till grisens cirkulation.
- Samla urin genom suprapubisk aspiration av urin.
- Leta reda på landmärkena: området mellan de tredje lägsta och näst lägsta nippelparen, cirka 2 cm under naveln och några millimeter lateralt till mittlinjen.
- Använd en 10 ml spruta med en 23 G kanyl. För kanylen vertikalt ca 1 cm och aspirera tills sprutan fylls med urin. Lägg urinen i ett kryogent rör och snäppfrys i flytande kväve.
- Samla CSF genom en ländryggspunktur.
- Placera smågrisen på sidan och dra bakbenen upp mot bröstet. Leta reda på landmärkena: mellan ryggradsmärkena på nivån av grisens iliacvapen.
- För fram en 21 G kanyl något kraniellt mellan ryggradstaggarna tills CSF dyker upp. Sätt CSF i mikrocentrifugrör och snäppfrys i flytande kväve.
- Samla in kontinuerliga EKG- och invasiva arteriella BP-data (se steg 6 och steg 7) med hjälp av en datainsamlings- och analysprogramvara (se materialförteckning). Utföra NIRS (se steg 7) med en kommersiellt tillgänglig NIRS-maskin (se Materialförteckning).
3. Förberedelse (TID: veckor till månader, så länge det behövs)
- Få etiskt godkännande för djurförsöken.
- Kontakta en jordbrukare och organisera valet av smågrisar (ålder: 12-36 h, jämn könsfördelning, vikt: 1,7-2,3 kg), leveransdatum och transportarrangemang.
OBS: Att välja smågrisar från samma ras (i denna studie en blandning av norsk lantras, Duroc och Yorkshire) och gård, helst från samma kull och inom ett smalt åldersintervall, är viktigt för att minska biologisk och fysiologisk varians. - Se till att personal är tillgänglig vid de angivna datumen.
- Kontrollera att all nödvändig utrustning finns tillgänglig och att alla instrument och observationsverktyg fungerar. Kontrollera utgångsdatumet för kvävningsgasen (8% O2, 92%N2) och att den inte är tom.
- Ställ in labbet och all utrustning så att det är klart för mottagning av smågrisarna. Kalibrera all nödvändig utrustning.
- Utför uppskattning av provstorlek vid en randomiserad kontrollerad studie och förbered randomiseringen av smågrisarna.
4. Mottagning av smågrisar (TID: från 10 min till 2 h, beroende på antalet smågrisar)
- Organisera transporten av de inhemska grisarna från gården till den kirurgiska anläggningen på experimentdagen. Täck behållarens "golv" med fina träflis och varmvattenflaskor för att bibehålla smågrisarnas temperatur. Gör borrhål i behållaren för att säkerställa cirkulationen av luft.
- Få information från bonden om grisarnas ålder och vikt. Kontrollera deras vikt vid ankomst.
- Mät SpO2 och HR genom att placera en pulsoximetersond (PO) (se materialförteckning) på smågrisens bakben medan smågrisen är lugn och tillfreds i behållaren.
- Förbered alla instrument och sätt på värmen på elvärmemadrasserna på operationsbordet.
- Låt grisarna vila i behållaren tills alla i laget är redo för induktion av anestesi och kirurgisk ingrepp.
5. Induktion av anestesi, intubation och mekanisk ventilation (TID: 15 min)
- Förbered utrustningen för IV-åtkomst och intubation.
- Applicera PO-sonden på ett bakben för övervakning av syresättning och HR under induktion av anestesi och intubation.
- Se till att personen håller den lindade grisen stilla och lugn. Se till att person två sätter in en perifer intravenös kateter i en öronven. Spola katetern med cirka 1 ml normal saltlösning för att bekräfta placeringen. Säkra katetern med tejp.
- Injicera en bolusdos av fentanyl och pentobarbital i öronvenen (enligt beskrivningen i steg 1.1). Spola katetern med 1 ml normal saltlösning. Kontrollera att smågrisen är sövd genom att bedöma abstinensreflexerna.
- Se till att person en placerar grisen i ryggläge. Öppna munnen och dra ut tungan med en 10 cm x 10 cm gaspinne. Håll struphuvudet i en rak linje.
- Se till att person två använder laryngoskopet (se materialförteckning) för att lyfta tungan. För fram laryngoskopet för att lyfta struplocket och visualisera stämbanden. För fram endotrakealtuben (ETT, se Materialförteckning) genom stämbanden.
OBS: Att använda en manschett ETT kan göra utvecklingen av ETT genom stämbanden mer utmanande. Om intubation är svår är det särskilt viktigt att titta på grisens vitala tecken. Om vitaliteten sjunker, placera en mask över grisens nos, anslut masken till en självuppblåsande påse och ventilera grisen manuellt tills vitaliteten normaliseras. Försök sedan intubera igen. Om det fortfarande är utmanande, överväga att ge en extra dos pentobarbital. I sällsynta fall (t.ex. övre luftvägsanomali) bör en trakeostomi göras. Men med erfaren personal är intubation vanligtvis lätt utförd. - Anslut ETT till en självuppblåsande påse (se Materialförteckning) och starta den manuella ventilationen.
- Bekräfta korrekt ETT-placering genom 1) bilateral och symmetrisk brösthöjning vid ventilation, 2) bilaterala och symmetriska andningsljud över lungfälten utan ljud av luftinträde över epigastrium, 3) SpO2 - och HR-svar och 4) kondensation inuti ETT. Den utgångna CO2 kan också mätas (semi) kvantitativt om du är osäker.
- Blås upp ETT-manschetten. Säkra ETT på ett djup av 12-13 cm (för en 2 kg gris) med tejp som har delats i längdriktningen i hälften. Drapera tejpen runt den del av ETT som omedelbart är distal mot framtänderna och fortsätt runt nosen.
- Fortsätt att ventilera smågrisen manuellt tills den överförs till operationsbordet där den är ansluten till en mekanisk ventilator. Anslut ETT till den mekaniska ventilatorn (se materialförteckning) på bordet med följande inställningar: P Insp = 15-20 cm H 2 O, Peep = 5,0 cm H2O, Flow Insp = 8,0 L / min, Frekvens= 30 bpm och TInsp = 0,34 s.
OBS: Om smågrisen har SpO 2 <90%, kan PInsp och frekvens ökas tills SpO2 är ≥90%. Extra syrgas kan användas om återupplivningsprotokollet inte innebär jämförelse av olika FiO2s. - Placera en rektal termometer och säkra den med kirurgisk tejp runt grisens svans.
- Håll smågrisens temperatur (38,5-39,0 °C) med varma filtar/handdukar draperade runt smågrisen som ett bo, genom att justera temperaturen på värmemadrassen under smågrisen och/eller genom att fylla gummi/latexhandskar med varmt kranvatten och placera dem i handdukarna som omger smågrisen. Titta på grisens temperatur under det kirurgiska ingreppet och utför temperaturstabiliserande åtgärder efter behov.
6. Kirurgisk ingrepp (TID: 20 min)
- Förbered all nödvändig utrustning och fyll alla katetrar med normal saltlösning (figur 1). Skriv ner tiden det kirurgiska ingreppet börjar på CRF.
- Sterilisera huden på den bedövade grisen med 5 mg / ml färgad klorhexidin med 3-5 kirurgiska svampar.
- Gör ett 2,5 cm långt snitt på höger sida av grisens hals med en skalpell.
- Använd ögonlocksupprullare för att dra tillbaka huden på båda sidor av snittet.
- Använd artärpincett för att dissekera och exponera den inre halsvenen (figur 2).
- Placera två nylon 3-0 suturtrådar under halsvenen för att hålla den stabil.
- Håll en av suturerna i ena handen och den centrala venkatetern i den andra (figur 3). Sätt in den centrala venkatetern och dra ut nålen.
- Bind en av suturtrådarna som användes för att hålla venen runt venen (och katetern) i det område där katetern är inuti venen (figur 4).
OBS: Se till att hållsuturen inte är bunden för hårt runt katetern och att knuten är proximal till kateterns distala spets. - Spola med 1 ml normal saltlösning för att bekräfta korrekt placering av katetern.
- Stäng huden med absorberbara 4-0 suturer.
- Anslut fentanyl 50 μg/kg/h och en balanserad kolhydrat-elektrolytlösning (10 mg/ml glukos, se Materialtabell) till den centrala venkatetern.
- Gör ett 2,5 cm långt snitt på vänster sida av grisens hals med en skalpell. Gör snittet något mer medialt än snittet på höger sida av halsen.
- Använd ögonlocksupprullare för att dra tillbaka huden på båda sidor av snittet.
- Använd sedan artärpincett för att dissekera och exponera den gemensamma halspulsådern (medial till sternocleidomastoidmuskeln).
- Placera två nylon 3-0 suturtrådar under den gemensamma halspulsådern för att hålla den stabil.
- Håll en av suturerna i ena handen och den centrala arteriella katetern i den andra. Sätt in den centrala artärkatetern och dra ut nålen.
- Bind en av suturtrådarna som användes för att hålla artären runt artären (och katetern) i det område där katetern är inne i artären.
OBS: Se till att hållsuturen inte är bunden för hårt runt katetern och att knuten är proximal till kateterns distala spets. - Spola med 1 ml normal saltlösning för att bekräfta korrekt placering av katetern.
- Använd absorberbara 4-0 suturer för att fästa katetervingarna på huden och stänga huden.
- Anslut till invasiv arteriell BP-övervakning (se materialförteckning) och börja spela in med hjälp av datainsamlings- och analysprogramvaran.
OBS: Se till att den invasiva arteriella BP-givaren är kalibrerad på hjärtnivå för att få korrekta BP-avläsningar. - Täck med ett transparent förband. Nu är den centrala arteriella katetern på plats.
- Skriv ner på CRF när operationen avslutades.
7. Stabilisering (TID: Minst 1 timme, men så länge som behövs för att stabilisera smågrisen efter operationen och för personalen att förbereda sig för induktion av kvävning)
- Anslut smågrisen till EKG-övervakningsutrustningen (se materialförteckning).
- Raka och ta bort håret efter behov innan du placerar elektroderna. Placera två elektroder på vardera sidan av bröstkorgen - på den mediala sidan av varje övre extremitet. Placera den tredje elektroden på vänster sida av naveln.
- Anslut ledningarna till elektroderna och börja spela in med hjälp av datainsamlings- och analysprogramvaran.
- Anslut smågrisen till en icke-invasiv CO-övervakningsenhet (se materialförteckning).
- Raka och ta bort håret efter behov innan du placerar elektroderna (se Materialförteckning). Placera den första elektroden ovanpå grisens huvud, precis bakom ögonen, den andra på vänster sida av nacken, den tredje på vänster sida av buken, midaxillär vid navelns nivå och den fjärde elektroden på vänster lår.
- Fyll i relevant information på enheten och börja spela in. På grund av begränsat internminne, justera samplingsfrekvensen enligt experimentets varaktighet.
- Anslut smågrisen till NIRS-övervakning.
- Raka och ta bort håret efter behov innan du placerar elektroderna. Placera NIRS-elektroderna (se Materialförteckning) på toppen av grisens huvud, bakom den icke-invasiva CO-elektroden, och säkra med icke-transparent tejp för att skydda mot ljus.
- Anslut smågrisen till ytterligare övervakningsutrustning om tillämpligt och utför ekokardiografi om detta ingår i experimentprotokollet.
- Placera smågrisen i ett bekvämt läge, helst benägen.
- Utför mätningarna och registreringarna och registrera på CRF under stabiliseringsperioden (se steg 2).
- Observera smågrisen med avseende på temperatur,SpO2, HR, BP och frossa under stabiliseringsperioden. Justera mekaniska ventilatorinställningar och smågrisens temperatur och ge extra anestesi efter behov.
8. Induktion av asfyxi och hjärtstopp (TID: 15-60 min, varierar mellan smågrisar)
OBS: All personal som är involverad måste känna till sina roller före induktion av kvävning.
- Bestäm en tid för att starta kvävningen (baserat på varaktigheten av stabilisering och tillgänglighet av personal) och skriv ner detta på CRF.
- Skriv ner de fysiologiska mätningarna av grisen på CRF och ta blodprover strax före induktion av kvävning.
- Stoppa fentanyl IV strax före kvävningens början.
- För att starta kvävningen, vrid syreratten på den mekaniska ventilatorn till 100% och byt syrgasslangen på ventilatorn till asfyxigasen (8% O2, 92%N2).
- Sänk ventilatorhastigheten med 10 uppblåsningar/min.
- Se till att smågrisens SpO2 sjunker för att säkerställa att induktionen lyckas.
- Efter 10 minuters kvävning, minska ventilatorhastigheten med ytterligare 10 upplösningar/min.
- Efter 10 minuters kvävning, och därefter var 5: e minut, ta syrabasstatusen och skriv ner de fysiologiska mätningarna av grisen på CRF. Fortsätt tills hjärtstillestånd.
- Efter 20 minuters kvävning, minska ventilatorhastigheten med ytterligare 10 uppblåsning/min.
- Efter 30 minuters kvävning, kläm fast ETT med arteristång.
- När MAP sjunker under 20 mm Hg, starta den kontinuerliga auskultationen av hjärtat.
OBS: Hjärtstillestånd definieras som en icke-hörbar hjärtslag genom auskultation och / eller förlust av arteriell linjepulsering. Observera att pulslös elektrisk aktivitet (PEA) på EKG kan förekomma. - Se till att personen auskulterar hjärtat. Ropa högt när hjärtslaget inte längre hörs (hjärtstillestånd) medan du tar bort ETT-klämman. Se till att person två växlar asfyxigasslangen på ventilatorn tillbaka till syreutloppet. Registrera tiden för hjärtstillestånd på CRF och starta en timer.
- Ställ in FiO 2 som tilldelats av protokollet (i denna studie randomiserades grisarna för att få en FiO2 på 0,21 eller 1,0). Ställ in ventilinställningarna enligt följande: P Insp = 30 cm H 2 O, Peep =5,0 cmH2O, Flow Insp = 8,0 L / min, Frekvens = 40 bpm och TInsp = 0,34 s.
- Ta blodprover från tidpunkten för hjärtstoppet, som beskrivs i steg 2.5.
9. Hjärt-lungräddning (HLR) (TID: 0-15 min)
OBS: CPR kan utföras enligt International Liaison Committee on Resuscitation (ILCOR) riktlinjer28, med ett 3: 1 bröstkompression till ventilationsförhållande eller olika förhållanden mellan bröstkompressioner och ventilation beroende på studiens syfte.
- Om du använder ILCOR-rekommenderade 3:1 CPR utför du följande steg.
- Ventilera smågrisen mekaniskt i 30 sekunder efter hjärtstillestånd. Starta sedan bröstkompressionerna och sikta på ett 3: 1 bröstkompression till ventilationsförhållande.
OBS: Eftersom ventilatorn utför ventilationen och inte en person, kan bröstkompressionerna och ventilationen ibland vara samtidiga/okoordinerade. - Komprimera bröstet till ett djup av 1/3 av bröstkorgens anteroposteriordiameter, låt full bröstrekyl och använd tekniken med två tummar omslutande händer. Sikta på att generera ett systoliskt arteriellt tryck ≥20 mm Hg.
- Administrera adrenalin (0,02-0,03 mg/kg) IV efter 30 s bröstkompressioner och därefter var 3:e minut av HLR (max fyra doser). Spola med 1 ml normal saltlösning efter varje adrenalinadministrering.
- Ventilera smågrisen mekaniskt i 30 sekunder efter hjärtstillestånd. Starta sedan bröstkompressionerna och sikta på ett 3: 1 bröstkompression till ventilationsförhållande.
- Bestäm ROSC genom att observera arteriella BP-spår och EKG och bekräfta genom hjärtauskultation. Definitionen av ROSC är en stabil, oassisterad HR ≥100 bpm.
- Fortsätt återupplivningsarbetet tills ROSC eller i högst 15 minuter. Om HLR inte lyckas inom 15 minuter, stoppa återupplivningsinsatser, ange dödstid och registrera på CRF.
- Om återupplivningsinsatser lyckas, skriv ner på CRF tiden för ROSC, varaktigheten av HLR i sekunder och antalet administrerade adrenalindoser.
- Ta blodprover och CRF-registreringar så snart efter ROSC som möjligt och fortsätt registreringarna enligt beskrivningen i steg 2 i ytterligare 9,5 h (570 min).
10. Post-ROSC-observation (TID: 9,5 timmar)
- Återinsätt infusion med fentanyl IV, initialt med 25 μg/kg/timme, och titrera enligt kliniska effekter/behov.
OBS: Under och efter kvävning reduceras ämnesomsättningen, därav den lägre dosen fentanyl IV. Vissa smågrisar kan dock behöva högre infusionshastigheter, och därför är det viktigt att observera smågrisens vitalitet och reflexer. - Övervaka försiktigt smågrisen i 9,5 timmar. Justera de mekaniska ventilatorinställningarna efter behov för att hålla SpO 2 ≥90% och bibehålla normokapni (temperaturjusterat partialtryck på CO 2 (pCO2) på 5-7,5 kPa).
- Håll smågrisens temperatur vid 38,5-39,0 °C och utför temperaturkorrigerande åtgärder enligt anvisningarna.
OBS: Smågrisarna tenderar att bli hypotermiska under och efter kvävning. - Ta prover och CRF-registreringar vid förutbestämda tidpunkter som dikteras av CRF (steg 2).
- Vid 9,5 timmars observation efter ROSC, avliva smågrisen (steg 11).
OBS: Vissa smågrisar kanske inte överlever hela 9,5 timmars observation efter ROSC. Om grisen visar tecken på betydande nöd och ett försämrat tillstånd, utför eutanasi tidigare.
11. Eutanasi (TID: 10 min)
- Förbered dissektionsbordet med nödvändig kirurgisk utrustning, injektionsflaskor för att lagra vävnadsproverna och flytande kväve för att snäppfrysa proverna.
- Samla in proverna vid studiens slut (570 min) enligt beskrivningen i steg 2.
- Administrera IV pentobarbital 150 mg/kg. Utför dissektion, placera organproverna i markerade kryogena rör och snäppfrys i flytande kväve. Förvara en hjärnhalva i formalin om så önskas.
- Placera proverna från experimentet (helblod, plasma, urin, CSF och organprover) i en frys på −80 °C eller förvara på annat sätt som dikteras av de planerade analyserna.
Figur 1: Sterilt bord med kirurgiska verktyg. De kirurgiska verktygen förbereds och förvaras på ett sterilt bord innan halsoperationen börjar. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Inre halsven. Den inre halsvenen efter att den har dissekerats fri och exponerats. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Insättning av den centrala venkatetern. Suturtrådarna hålls strax före införandet av den centrala venkatetern. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: Suturer för att säkra den centrala venkatetern. Suturerna är bundna runt venen (och katetern) för att säkra katetern inuti venen. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Representative Results
Efter att smågrisarna har instrumenterats och stabiliserats samlas EKG- och BP-mätningar kontinuerligt in med hjälp av en datainsamlings- och analysprogramvara. De hemodynamiska förändringarna under asfyxi kan lätt ses i programvaran (figur 5). BP sjunker gradvis under kvävning tills hjärtstillestånd när BP = 0. Efter att ROSC har uppnåtts ökar BP, och sedan efter en tid normaliseras det igen. BP- och EKG-data kan användas för olika typer av analyser, till exempel beräkning av koronarperfusionstryck under HLR och förändringar i BP- och EKG-rytm och morfologi före, under och/eller efter asfyxi.
Hjärtslagsvolym och hjärtindex övervakas kontinuerligt med impedanskardiografi (en icke-invasiv hjärtminutvolymmätning)21. För att studera hjärtskada mäts myokardmarkörer för oxidativ stress och anaerob metabolism19. Dessutom kan hjärtenzymer inklusive hjärt-troponin T mätas i plasma (resultat ännu inte publicerade).
Asfyxin förändrar grisens fysiologi. Figur 6 visar ett exempel på hur HR (figur 6A), MAP (figur 6B), pH (figur 6C), pCO2 (figur 6D), basöverskott (figur 6E) och laktat (figur 6F) förändras under hela experimentet. Som förväntat minskar MAP, pH och basöverskott under kvävning, medan pCO2 och laktat ökar (blandad respiratorisk och metabolisk acidos). Mot slutet av experimentet normaliseras värdena.
Historiskt har experiment utförts med trakeostomerade smågrisar 11,13,15,16,19 (dvs med en läckagefri luftväg). För att begränsa kirurgisk stress intuberades smågrisarna endotrakealt med omanschetterade ETTs i experiment från 2019. I dessa experiment21 observerades märkbart lägre ROSC-frekvenser. Således, i de senaste experimenten, jämförde vi ROSC-priser med omanschetterade kontra manschetterade ETT. Vid användning av omanschetterade ETTs uppnådde 7/19 smågrisar ROSC, och vid användning av manschetter uppnådde 5/5 smågrisar ROSC (p = 0,012) (opublicerade resultat). Detta resultat stöder vikten av en läckagefri luftväg i denna modell.
Figur 5: Kontinuerlig dataprovtagning med hjälp av programvaran för datainsamling och analys. Ett exempel på hur kontinuerlig dataprovtagning ser ut i programvaran för datainsamling och analys. a) BP för hela försöket. (B) Beat-to-beat-komplex av BP och EKG. Olika delar av experimentet är markerade i panel (A): 1) start av kvävning, 2) hjärtstopp och HLR, 3) ROSC. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 6: Förändringar i kardiovaskulära och metaboliska variabler under hela experimentet. En demonstration av hur olika variabler förändras under hela experimentet. De sex tidpunkterna som visas är följande: strax före starten av hypoxi (baslinje), 10 min hypoxi, hjärtstillestånd, ROSC, 120 min efter ROSC och slutet av studien (570 min efter ROSC). (A) hjärtfrekvens (HR), (B) genomsnittligt arteriellt tryck (MAP), (C) pH, (D) partialtryck av CO 2 (pCO2), (E) basöverskott och (F) laktat. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Discussion
Denna smågrismodell är tidskrävande och tekniskt utmanande, med flera kritiska steg. En fin balans i mediciner, kirurgiska ingrepp och metoden för att inducera hjärtstopp krävs för att säkerställa en rimlig överlevnadsgrad. Eftersom protokollet har en relativt lång varaktighet och innehåller flera kritiska steg, kräver genomförandet av experimenten noggranna förberedelser och ett dedikerat och välfungerande team, och experimenten bör utföras i anläggningar som har erfarenhet av stora djurförsök. Våra forskargrupper har utfört experiment på en till tre smågrisar parallellt. Det rekommenderas att ha minst två personer närvarande hela tiden under experimenten och minst tre personer om experimenten ska utföras med tre smågrisar samtidigt.
Särskilt kritiska och tekniskt utmanande delar av experimenten inkluderar följande: 1) se till att all utrustning fungerar och att alla dataprovtagningsverktyg är tillgängliga, fungerar och kalibrerade; 2) god och tillfredsställande mekanisk ventilation, särskilt före kvävning och vid HLR; 3) kirurgisk ingrepp; 4) induktion av kvävning; 5) fastställa hjärtstillestånd; 6) HLR; och 7) provtagning av prover, särskilt vid tidskritiska punkter som hjärtstillestånd och ROSC. De mest kritiska stegen i protokollet är induktion av kvävning och fastställande av hjärtstillestånd. I de första experimenten tillsattes CO2 till asfyxigasen för att nära efterlikna den blandade respiratoriska och metaboliska acidosen av perinatal asfyxi 10,11,13,14,15,16,20. I senare experiment 7,21,22 där CO2-gas inte var tillgänglig observerades emellertid minskningen av den mekaniska ventilationshastigheten följt av fastspänning av ETT efter 20-30 minuter också resultera i blandad respiratorisk och metabolisk acidos. Höga CO2-nivåer vid hjärtstopp är inte bara viktiga för att efterlikna den kliniska situationen utan kan också påverka ROSC. Anledningen till detta kan vara att hjärtstopp verkar inträffa vid ett specifikt pH, och pH är beroende av både laktat och CO2. Eftersom hyperkapni lättare reverseras än laktacidos, kan övervägande respiratorisk kontra metabolisk acidos avgöra hur snabbt grisarna återhämtar sig från kvävningen. Andra smågrismodeller av perinatal asfyxi eller HIE startar ofta reoxygenering/återupplivning före hjärtstillestånd, vanligtvis enligt MAP-värden eller varaktigheten av asfyxin (t.ex. 45 min av asfyxi 29, 2h av asfyxi 30, MAP av 20 mmHg 31, MAP av 30-35 mmHg 30, MAP70% under baslinjen29,32). Fördelen med denna modell är att genom att inducera hjärtstopp är det möjligt att studera neonatal HLR och provdata före, under och direkt efter hjärtstopp. I synnerhet kan det tillfälliga fyndet att en betydande andel smågrisar har PEA 7,33 under hjärtstillestånd öka modellens tillämplighet utanför perinatologifältet 34.
Under årens lopp har modellen förfinats för att minimera smågrisars exponering för lugnande medel och kirurgiska ingrepp och förbättra dataprovtagning och registreringar. Tidigare protokoll 10,11,13,14,15,16,20 inkluderade induktion av anestesi med sevofluran. Detta har nu övergivits, eftersom det nuvarande protokollet innebär direkt etablering av IV-åtkomst genom en öronven och IV-mediciner. Detta är möjligt eftersom smågrisens nöd undviks helt enkelt genom att linda smågrisen i en handduk innan den perifera intravenösa kateterinsättningen av en utbildad leverantör. Midazolam användes också i de första experimentella protokollen; Den subjektiva bedömningen av forskaren (R.S.) som utförde de allra flesta obduktionerna var dock att hjärnan var i sämre skick under obduktionen om midazolam användes som en kontinuerlig infusion. Därför använder vi nu bara fentanyl IV för att upprätthålla anestesi. Midazolam kan användas i bolusdoser om smågrisen visar tecken på ångest och fentanyl och/eller pentobarbital inte visar någon effekt. Men vi har nästan aldrig behövt administrera det.
När det gäller andra förfiningar, i tidigare experiment, trakeostomerades grisarna med ett tätt säkrat endotrakealt rör placerat genom ett subglottiskt snitt. Denna procedur ger en läckagefri luftväg men orsakar kirurgisk stress för grisen. Å andra sidan, på grund av grisens större övre luftvägar, är endotrakeal intubation förknippad med signifikant läckage vid användning av omanschetterade ETT. Därför har vi börjat använda manschettförsedda ETT, vilket har resulterat i noll läckage och betydligt högre ROSC-hastigheter, jämförbara med experiment med trakeostomerade smågrisar. Dessutom har vissa justeringar gjorts när det gäller urvalet av uppgifter. Några av de tidigare experimenten 7,19,22,33,35,36 involverade användningen av en flödessond placerad runt den vänstra gemensamma halspulsådern. Denna flödessond har inte varit lätt tillgänglig på vårt institut i Oslo under de senaste åren. Vårt laboratorium i Edmonton använder fortfarande en carotidflödessond, och dess användning kan ge värdefulla ytterligare hemodynamiska data till modellen. Några tidigare experiment involverade också användningen av en tryckvolymkateter placerad i vänster kammare genom att föra den genom en av karotiderna. Administreringen av bröstkompressioner förvirrade tryckvolymkateterregistreringarna och i vissa fall orsakade till och med kateterfel och brott. Således övergavs dess användning i arresteringsmodellen. Nyligen har icke-invasiva CO-monitorer lagts till i protokollet, och vi fokuserar på att optimera EKG-signalerna vid hjärtstopp och HLR, eftersom de kan ge värdefull information om EKG-morfologin och PEA. Slutligen har observationstiden efter ROSC förlängts från 4 timmar till 9,5 timmar, eftersom 4 timmar är för kort för att kunna upptäcka histopatologiska förändringar, celldöd och förändringar i vissa biomarkörer.
En av de viktigaste begränsningarna med denna modell, och användningen av smågrisar i allmänhet som en translationell modell, är att till skillnad från HLR i förlossningsrummet har den postnatala hjärt-lungövergången redan ägt rum hos grisarna. Det är osannolikt att smågrisarna har öppna fetala kardiovaskulära shuntar och högt lungtryck, vilket skulle vara fallet hos en kvävd nyfödd. Även om en studie av Fugelseth et al.37, som använde en tidigare version av denna grisasfyximodell (inte hjärtstillestånd), visade att vaskulära shuntar sannolikt kommer att öppnas igen hos grisarna under asfyxi, kan deras svar på ventilation och hemodynamiskt stöd skilja sig åt. Därför kan fysiologiska mätningar inte alltid vara representativa för ett övergående mänskligt nyfött barn. Vissa anatomiska skillnader mellan smågrisar och nyfödda finns också, såsom de större övre luftvägarna hos smågrisarna, vilket orsakar ETT-läckage (vilket betyder att det är viktigt att använda manschetterade ETT) och högre basaltemperatur.
Trots dessa begränsningar finns det en lång tradition i det globala forskarsamhället att använda smågrisar som en translationell modell för perinatal asfyxi. Grisen liknar människor när det gäller anatomi, fysiologi, histologi, biokemi och inflammation38, och bortsett från lägre födelsevikt vid sikt (1,5-2,5 kg) har den nyfödda grisen en ganska liknande storlek som den mänskliga nyfödda. Storleken och anatomin möjliggör instrumentering, övervakning, avbildning och insamling av biologiska prover som är jämförbara med det nyfödda barnet. Denna modell möjliggör också återupplivningsstudier eftersom bröstkompressioner är relativt lätta att utföra på samma sätt som hos mänskliga nyfödda, och grisar har hjärtanatomi och fysiologi som liknar den hos människor39, inklusive koronar blodfördelning, blodtillförseln till ledningssystemet, myokardets histologiska utseende och de biokemiska och metaboliska svaren på ischemisk skada40. En annan viktig faktor är att den nyfödda grisen har jämförbar perinatal hjärnutveckling med den mänskliga nyfödda41, och asfyxi resulterar i ett biokemiskt svar med hyperkapni och blandad respiratorisk och metabolisk acidos, som liknar den hos det kvävda nyfödda barnet.
Sammanfattningsvis är denna modell av perinatal asfyxi tekniskt utmanande och tidskrävande. Det ger dock värdefull information om de fysiologiska och hemodynamiska förändringarna under perinatal asfyxi, möjliggör neonatala återupplivningsstudier och ger värdefull information om de fysiologiska förändringarna före, under och efter hjärtstopp, vilket också kan vara av intresse för andra forskningsområden inom medicin förutom perinatologi.
Disclosures
Författarna har inga intressekonflikter som är relevanta för denna artikel att avslöja.
Acknowledgments
Vi vill tacka alla forskare och forskare som har hjälpt till att etablera, utveckla och förfina denna smågrismodell av perinatal asfyxi och hjärtstopp i våra anläggningar. Vi vill tacka personalen vid djurforskningsanläggningarna vid Institute for Surgical Research och Institute for Comparative Medicine, Universitetet i Oslo, Norge, och forskningstekniker vid University of Alberta, Edmonton, Kanada, för deras samarbete under åren. Vi tackar Medical Student Research Program vid universitetet i Oslo, Norges forskningsråd och norska SIDS och Stillbirth Society för det ekonomiska stödet för denna publikation.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acid-base machine (ABL 800 Flex) | Radiometer Medical ApS, Brønshøj, Denmark | 989-963 | |
| AcqKnowledge 4.0 software for PC | Biopac Systems Inc., Goleta, CA, USA | ACK100W | |
| Adhesive aperture drape | OneMed Group Oy, Helsinki, Finland | 1505-01 | |
| Adrenaline (1 mg/mL) | Takeda AS, Asker, Norway | Vnr 00 58 50 | Dilute 1:10 in normal saline to 0.1 mg/mL |
| Arterial cannula 20 G 1,10 mm x 45 mm | Becton Dickinson Infusion Therapy, Helsingborg, Sweden | 682245 | |
| Arterial forceps | Any | ||
| Asphyxia gas, 8% oxygen in nitrogen | Linde Gas AS (AGA AS), Oslo, Norway | 110093 | |
| Benelyte, 500 mL | Fresenius Kabi, Norge AS, Halden, Norway | 79011 | |
| Biopac ECG and invasive blood pressure modules, Model MP 150 | Biopac Systems Inc., Goleta, CA 93117, USA | ECG100C, MP150WSW | |
| Box of cardboard for sample storage | Syhehuspartner HF, Oslo, Norway | 2000076 | |
| Cannula , 23G x 1 1/4"- Nr.14 | Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain | 300700 | |
| Cannula, 18G x 2" | Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain | 301900 | |
| Cannula, 21G x 1 1/2"- Nr.2 | Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain | 304432 | |
| Centrifuge (Megafuge 1.0R) | Heraeus instruments, Kendro Laboratory Products GmbH, Hanau, Germany | 75003060 | |
| Chlorhexidin colored 5 mg/mL | Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway | 00 73 24 | |
| Combi-Stopper | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4495101 | |
| CRF form | Self-made | ||
| Desmarres eyelid retractor 13 cm x 18 mm | Any | ||
| Digital Thermometer ama-digit ad 15 th | Amarell, Kreuzwertheim, Germany | 9243101 | |
| ECG electrodes, Skintact | Leonhard Lang, Innsbruck, Austria | FS-TC1 /10 | |
| Electric heating mattress | Any | ||
| Extension set | Codan Medizinische Geräte GmbH & Co KG, Lensahn, Germany | 71.4021 | |
| Fentanyl (50 µg/mL) | Hameln, Saksa, Germany | 00 70 16 | |
| Fine wood chips | Any | ||
| Finnpipette F1, 100-1000 µL | VWR, PA, USA | 613-5550 | |
| Fully equipped surgical room | |||
| Gas hose | Any | ||
| Gauze swabs 5 cm x 5 cm | Bastos Viegas,.a., Penafiel, Portugal | ||
| Heparin, heparinnatium 5000 IE/a.e./mL | LEO Pharma AS, Ballerup, Denmark | 46 43 27 | |
| HighClean Nonwoven Swabs, 10 cm x 10 cm | Selefa, OneMed Group Ay, Helsinki, Finland | 223003 | |
| ICON | Osypka Medical GmbH, Berlin, Germany | Portable non-invasive cardiometer | |
| ICON electrodes/ECG electrodes, Ambu WhiteSensor WSP25 | Ambu A/S, Ballerup, Denmark | WsP25-00-S/50 | |
| Infusomat Space medical pump | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 8713050 | |
| Invasive blood pressure monitoring system | Codan pvb Critical Care GmbH, Forstinning, Germany | 74.6604 | |
| Laryngoscope SunMed Greenlinen blade No 2 | KaWe Medical, Asperg, Germany | ||
| Leoni plus mechanical ventilator | Löwenstein Medical SE & Co. KG, Bad Ems, Germany | ||
| Liquid nitrogen 230 L | Linde Gas AS (AGA AS), Oslo, Norway | 102730 | |
| Microcentrifuge tubes, 1.5 ml | Forsyningssenteret, Trondheim, Norway | 72.690.001 | |
| Microcuff endotracheal tube, size 3.5 | Avanos, GA, USA | 35162 | |
| Needle holder | Any | ||
| Neoflon, peripheral venous catheter, 24 G 0.7 mm x 19 mm | Becton Dickinson Infusion Therapy AB, Helsingborg, Sweden | 391350 | |
| Neonatal piglets 12-36 h of age | As young as possible | ||
| NIRS electrodes, FORE-SIGHT Single Non-Adhesive Sensor Kit Small | Cas Medical systems Inc., Branford Connecticut, USA | 01-07-2000 | |
| NIRS machine, FORE-SIGHT Universal, Cerebral Oximeter MC-202, Benchtop regional oximeter FORE-SIGHT | Cas Medical systems Inc., Branford Connecticut, USA | 01-06-2020 | May also use INVOS, Covidien |
| Normal saline, NaCl 9 mg/mL, 500 mL. | Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway | Vare nr. 141387 | Unmixed |
| Normal saline, NaCl 9 mg/mL, 500 mL. | Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway | 141388 | For IV blood pressure monitoring, add heparin (0.2 ml heparin 5000 IE/a.e./mL in 500 mL of 0.9% NaCl) |
| Nunc Cryogenic Tubes 1.8 mL | VWR, PA, USA | 479-6847 | |
| Original Perfusor Line, I Standard PE | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 8723060 | |
| Oxygen saturation monitor, MasimoSET, Rad 5 | Masimo, Neuchâtel, Switzerland | 9196 | |
| Oxygen saturation monitor, OxiMax N-65 | Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA | N65-PDN1 | |
| Pentobarbital (100 mg/mL) | Norges Apotekerforening, Oslo, Norway | Pnr 811602 | |
| Pipette tips | VWR, PA, USA | 732-2383 | |
| Plastic container with holes | Any | Has to allow for circulation of air | |
| Printer labels B-492, hvit, 25 mm x 9 mm, 3000 labels | VWR, PA, USA | BRDY805911 | For nunc tubes |
| Razor, single use disposable | Any | ||
| Rubber gloves | Any | ||
| Rubber hot water bottles | Any | ||
| Self-inflating silicone pediatric bag 500 ml | Laerdal Medical, Stavanger, Norway | 86005000 | |
| Smallbore T-Port Extension Set | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 471954 | |
| Sterile surgical gloves latex, Sempermed supreme | Semperit Technische Produkte Ges.m.b.H., Vienna, Austria | size 7: 822751701 | Different sizes |
| Stethoscope | Any | ||
| Stopcocks, 3-way, Discofix | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 16494C | |
| Stylet size 3.5 | Any | ||
| SunMed Greenlinen laryngoscope blade No 2 | KaWe Medical, Asperg, Germany | ||
| Surgical blade, size 15 | Swann Morton LTD, Sheffield England | 205 | |
| Surgical forceps | Any | ||
| Surgical scissors | Any | ||
| Surgical sponges, sterile | Mölnlycke Health Care, Göteborg, Sweden | C0130-3025 | |
| Surgical swabs | Mölnlycke Health Care, Göteborg, Sweden | 159860-00 | |
| Surgical tape Micropore 2.5 cm x 9.1 m | 3M Norge AS, Lillestrøm, Norway | 153.5 | |
| Suture, Monsoft Monofilament Nylon 3-0 | Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA | SN653 | |
| Suture, Polysorb Braided Absorbable | Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA | GL884 | |
| Syringe 0.01-1 mL Omnifix F Luer Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 9161406V | Used for acid base blood sampling. Flush with heparin |
| Syringe 10 mL Omnifix Luer Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4616103V | |
| Syringe 2.5 mL BD Plastipak | Beckton Dickinson S.A., Madrid, Spain | 300185 | Used for blood sampling. Flush with heparinized NaCl |
| Syringe 20 mL Omnifix Luer Loc Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4617207V | |
| Syringe 20 mL Omnifix Luer Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4616200V | |
| Syringe 5 mL Omnifix Luer Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4616057V | |
| Syringe 50 mL Omnifix Luer Lock Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4617509F | |
| Syringe 50 mL Omnifix Luer Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4616502F | |
| Table drape sheet, asap drytop | Asap Norway AS, Skien, Norway | 83010705 | |
| Tape Tensoplast 2.5 cm x 4.5 m | BSN Medical, Essity Medical Solutions, Charlotte, NC, USA | 66005305, 72067-00 | |
| Timer | Any | ||
| Towels | Any | ||
| Transparent IV-fixation | Mediplast AB, Malmö, Sweden | 60902106 | |
| Ultrasound gel | Optimu Medical Solutions Ltd. Leeds, UK | 1157 | |
| Ultrasound machine, LOGIQ e | GE Healthcare, GE Medical Systems, WI, USA | 5417728-100 | |
| Utility drape, sterile | OneMed Group Oy, Helsinki, Finland | 1415-01 | |
| Vacuette K3E K3EEDTA 2mL | Greiner Bio-One GmbH, Kremsmünster, Austria | 454222 | |
| Venflon Pro Safety 22 G 0.9 mm x 25 mm | Becton Dickinson Infusion Therapy, Helsingborg, Sweden | 393222 | |
| Ventilation mask made to fit tightly around a piglet snout | Any | Typically cone shaped | |
| Weight | Any |
References
- Perin, J., et al. regional, and national causes of under-5 mortality in 2000-19: An updated systematic analysis with implications for the Sustainable Development Goals. The Lancet Child & Adolescent Health. 6 (2), 106-115 (2022).
- United Nations. Transforming our World: The 2030 Agenda for Sustainable Development. United Nations. , Geneva, Switzerland. (2015).
- Sarnat, H. B., Sarnat, M. S. Neonatal encephalopathy following fetal distress. A clinical and electroencephalographic study. Archives of Neurology. 33 (10), 696-705 (1976).
- Volpe, J. J. Neonatal encephalopathy: An inadequate term for hypoxic-ischemic encephalopathy. Annals of Neurology. 72 (2), 156-166 (2012).
- Lee, A. C., et al. Neonatal resuscitation and immediate newborn assessment and stimulation for the prevention of neonatal deaths: a systematic review, meta-analysis and Delphi estimation of mortality effect. BMC Public Health. 11, Suppl 3 12 (2011).
- Saugstad, O. D. Reducing global neonatal mortality is possible. Neonatology. 99 (4), 250-257 (2011).
- Solevåg, A. L., et al. Non-perfusing cardiac rhythms in asphyxiated newborn piglets. PLoS One. 14 (4), 0214506 (2019).
- Saugstad, O. D., Aasen, A. O., Hetland, O. Plasma hypoxanthine levels in pigs during acute hypoxemia. A correlation between lactate and base deficit concentrations. European Surgical Research. 10 (5), 314-321 (1978).
- Rootwelt, T., Løberg, E. M., Moen, A., Øyasæter, S., Saugstad, O. D. Hypoxemia and reoxygenation with 21% or 100% oxygen in newborn pigs: Changes in blood pressure, base deficit, and hypoxanthine and brain morphology. Pediatric Research. 32 (1), 107-113 (1992).
- Dannevig, I., Solevåg, A. L., Sonerud, T., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Brain inflammation induced by severe asphyxia in newborn pigs and the impact of alternative resuscitation strategies on the newborn central nervous system. Pediatric Research. 73 (2), 163-170 (2013).
- Dannevig, I., Solevåg, A. L., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Delayed onset of cardiac compressions in cardiopulmonary resuscitation of newborn pigs with asphyctic cardiac arrest. Neonatology. 99 (2), 153-162 (2011).
- Sachse, D., Solevåg, A. L., Berg, J. P., Nakstad, B. The role of plasma and urine metabolomics in identifying new biomarkers in severe newborn asphyxia: A study of asphyxiated newborn pigs following cardiopulmonary resuscitation. PLoS One. 11 (8), 0161123 (2016).
- Solevag, A. L., Dannevig, I., Nakstad, B., Saugstad, O. D. Resuscitation of severely asphyctic newborn pigs with cardiac arrest by using 21% or 100% oxygen. Neonatology. 98 (1), 64-72 (2010).
- Solevåg, A. L., Dannevig, I., Šaltytė-Benth, J., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Reliability of pulse oximetry in hypoxic newborn pigs. The Journal of Maternal-Fetal and Neonatal Medicine. 27 (8), 833-838 (2014).
- Solevåg, A. L., Dannevig, I., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Extended series of cardiac compressions during CPR in a swine model of perinatal asphyxia. Resuscitation. 81 (11), 1571-1576 (2010).
- Solevag, A. L., Dannevig, I., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Return of spontaneous circulation with a compression:ventilation ratio of 15:2 versus 3:1 in newborn pigs with cardiac arrest due to asphyxia. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 96 (6), 417-421 (2011).
- Dotinga, B. M., Solberg, R., Saugstad, O. D., Bos, A. F., Kooi, E. M. W. Splanchnic oxygen saturation during reoxygenation with 21% or 100% O2 in newborn piglets. Pediatric Research. 92 (2), 445-452 (2021).
- Solberg, R., et al. Resuscitation with supplementary oxygen induces oxidative injury in the cerebral cortex. Free Radical Biology and Medicine. 53 (5), 1061-1067 (2012).
- Solevåg, A. L., et al. Myocardial perfusion and oxidative stress after 21% vs. 100% oxygen ventilation and uninterrupted chest compressions in severely asphyxiated piglets. Resuscitation. 106, 7-13 (2016).
- Dannevig, I., Solevåg, A. L., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Lung injury in asphyxiated newborn pigs resuscitated from cardiac arrest - The impact of supplementary oxygen, longer ventilation intervals and chest compressions at different compression-to-ventilation ratios. The Open Respiratory Medicine Journal. 6 (1), 89-96 (2012).
- Berisha, G., Solberg, R., Klingenberg, C., Solevag, A. L. Neonatal impedance cardiography in asphyxiated piglets-A feasibility study. Frontiers in Pediatrics. 10, 804353 (2022).
- Solevåg, A. L., et al. Ventilation with 18, 21, or 100% oxygen during cardiopulmonary resuscitation of asphyxiated piglets: A randomized controlled animal trial. Neonatology. 117 (1), 102-110 (2020).
- The Three Rs. Norecopa. , Available from: https://norecopa.no/alternatives/the-three-rs (2022).
- Directive 2010/63/EU of the European Parliament and of the Council of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes. Official Journal of the European Union. , Available from: https://eur-lex.europa.eu/legal-content/EN/TXT/?uri=CELEX:32010L0063 (2010).
- Bovill, J. G., Sebel, P. S., Stanley, T. H. Opioid analgesics in anesthesia: With special reference to their use in cardiovascular anesthesia. Anesthesiology. 61 (6), 731-755 (1984).
- Hansen, D. D., Hickey, P. R. Anesthesia for hypoplastic left heart syndrome: Use of high-dose fentanyl in 30 neonates. Anesthesia & Analgesia. 65 (2), 127-132 (1986).
- Schieber, R. A., Stiller, R. L., Cook, D. R. Cardiovascular and pharmacodynamic effects of high-dose fentanyl in newborn piglets. Anesthesiology. 63 (2), 166-171 (1985).
- Wyckoff, M. H., et al. 2021 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations: Summary from the Basic Life Support; Advanced Life Support; Neonatal Life Support; Education, Implementation, and Teams; First Aid Task Forces; and the COVID-19 Working Group. Circulation. 145 (9), 645-721 (2022).
- Kyng, K. J., et al. A piglet model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy. Journal of Visualized Experiments. (99), e52454 (2015).
- Cheung, P. Y., Gill, R. S., Bigam, D. L. A swine model of neonatal asphyxia. Journal of Visualized Experiments. (56), e3166 (2011).
- Manueldas, S., et al. Temporal patterns of circulating cell-free DNA (cfDNA) in a newborn piglet model of perinatal asphyxia. PLoS One. 13 (11), 0206601 (2018).
- Foster, K. A., et al. An improved survival model of hypoxia/ischaemia in the piglet suitable for neuroprotection studies. Brain Research. 919 (1), 122-131 (2001).
- Patel, S., et al. Pulseless electrical activity: A misdiagnosed entity during asphyxia in newborn infants. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 104 (2), 215-217 (2019).
- Best, K., Wyckoff, M. H., Huang, R., Sandford, E., Ali, N. Pulseless electrical activity and asystolic cardiac arrest in infants: Identifying factors that influence outcomes. Journal of Perinatology. 42 (5), 574-579 (2022).
- Hidalgo, C. G., et al. Sustained inflation with 21% versus 100% oxygen during cardiopulmonary resuscitation of asphyxiated newborn piglets - A randomized controlled animal study. Resuscitation. 155, 39-47 (2020).
- Solevåg, A. L., Schmölzer, G. M., Nakstad, B., Saugstad, O. D., Cheung, P. Y. Association between brain and kidney near-infrared spectroscopy and early postresuscitation mortality in asphyxiated newborn piglets. Neonatology. 112 (1), 80-86 (2017).
- Fugelseth, D., Satas, S., Steen, P. A., Thoresen, M. Cardiac output, pulmonary artery pressure, and patent ductus arteriosus during therapeutic cooling after global hypoxia-ischaemia. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 88 (3), 223-228 (2003).
- Welsh, M. J., Rogers, C. S., Stoltz, D. A., Meyerholz, D. K., Prather, R. S. Development of a porcine model of cystic fibrosis. Transactions of the American Clinical and Climatological Association. 120, 149-162 (2009).
- Cameron, D. E., Tam, V. K. H., Cheng, W., Braxton, M. Studies in the physiology of cardiopulmonary bypass using a swine model. Swine as Models in Biomedical Research. Swindle, M. M., Moody, D. C., Phillips, L. C. , Iowa State University Press. Ames, Iowa. 187-197 (1992).
- Barouxis, D., Chalkias, A., Syggelou, A., Iacovidou, N., Xanthos, T. Research in human resuscitation: What we learn from animals. The Journal of Maternal-Fetal and Neonatal Medicine. 25, Suppl 5 44-46 (2012).
- Dobbing, J., Sands, J.
