Summary
Frugtfluen (Drosophila melanogaster) anvendes i vid udstrækning til biologisk og toksikologisk forskning. For at udvide nytten af fluer udviklede vi et instrument, seriel anæstesiarray, der samtidig udsætter flere flueprøver for flygtige generelle anæstetika (VGA'er), hvilket gør det muligt at undersøge sikkerhedsvirkningerne (giftige og beskyttende) af VGA'er.
Abstract
Flygtige generelle anæstetika (VGA'er) anvendes over hele verden på millioner af mennesker i alle aldre og medicinske tilstande. Høje koncentrationer af VGA'er (hundredvis af mikromolære til lave millimolære) er nødvendige for at opnå en dyb og ufysiologisk undertrykkelse af hjernefunktionen, der præsenteres som "anæstesi" for observatøren. Det fulde spektrum af sikkerhedsvirkninger udløst af sådanne høje koncentrationer af lipofile midler er ikke kendt, men interaktioner med det immuninflammatoriske system er blevet bemærket, selvom deres biologiske betydning ikke forstås.
For at undersøge de biologiske virkninger af VGA'er hos dyr udviklede vi et system kaldet seriel anæstesiarray (SAA) for at udnytte de eksperimentelle fordele, som bananfluen (Drosophila melanogaster) tilbyder. SAA består af otte kamre arrangeret i serie og forbundet med en fælles tilstrømning. Nogle dele er tilgængelige i laboratoriet, og andre kan let fremstilles eller købes. En vaporizer, som er nødvendig til kalibreret administration af VGA'er, er den eneste kommercielt fremstillede komponent. VGA'er udgør kun en lille procentdel af atmosfæren, der strømmer gennem SAA under drift, da hovedparten (typisk over 95%) er bærergas; Standardbæreren er Air. Imidlertid kan ilt og andre gasser undersøges.
SAA's største fordel i forhold til tidligere systemer er, at det tillader samtidig eksponering af flere kohorter af fluer til nøjagtigt titrerbare doser af VGA'er. Identiske koncentrationer af VGA'er opnås inden for få minutter i alle kamrene, hvilket giver uadskillelige eksperimentelle betingelser. Hvert kammer kan indeholde fra en enkelt flue til hundredvis af fluer. For eksempel kan SAA samtidig undersøge otte forskellige genotyper eller fire genotyper med forskellige biologiske variabler (fx mand vs. kvinde, gammel vs. ung). Vi har brugt SAA til at undersøge farmakodynamikken af VGA'er og deres farmakogenetiske interaktioner i to eksperimentelle fluemodeller forbundet med neuroinflammation-mitokondriemutanter og traumatisk hjerneskade (TBI).
Introduction
Eksistensen af sikkerhedsbedøvelsesvirkninger (dvs. virkninger, der ikke umiddelbart kan observeres, men som kan have forsinkede adfærdsmæssige konsekvenser) accepteres generelt, men forståelsen af deres mekanismer og risikofaktorer forbliver rudimentær 1,2. Deres forsinkede manifestation og subtilitet begrænser antallet af potentielt vigtige variabler, der kan undersøges i pattedyrmodeller inden for rimelige tidsrammer og til en acceptabel pris. Bananfluen (Drosophila melanogaster) giver unikke fordele i forbindelse med neurodegenerativ sygdom3 og til toksikologisk screening4, der til dato ikke er blevet anvendt til undersøgelse af anæstetiske bivirkninger.
Vi udviklede det serielle anæstesiarray (SAA) for at lette brugen af bananfluer i studiet af anæstetisk farmakodynamik og farmakogenetik. En vigtig fordel ved SAA er den samtidige eksponering for identiske eksperimentelle betingelser for flere kohorter. Når det parres med den eksperimentelle fleksibilitet af bananfluer, tillader SAA's høje gennemstrømning udforskning af biologiske og miljømæssige variabler i en skala, der er umulig i pattedyrmodeller.
I princippet er SAA simpelthen en række tilsluttede bedøvelsessteder (kamre lavet af 50 ml hætteglas), hvorigennem en bærergas leverer flygtige stoffer. Systemets første kammer indeholder destilleret vand, hvorigennem bæregassen befugtes (fluer er følsomme over for dehydrering), og det afsluttes med en simpel strømningsindikator, der angiver gasstrømmen gennem systemet. Fine net placeret på forbindelsesrørets åbninger adskiller kamrene for at forhindre migration af fluer mellem kamrene. Antallet af placeringer "i serie" er begrænset af modstanden mod den utryksatte gasstrøm (rør, net).
Vi karakteriserede kinetikken af denne SAA-prototype i en tidligere publikation5. Selvom de nøjagtige farmakokinetiske egenskaber vil variere mellem SAA'er, er de relevante grundlæggende principper, der er blevet testet eksperimentelt, som følger: (i) en indledende strøm på 1,5-2 l / min ekvilibrerer alle kamrene (samlet volumen på ±550 ml) med den ønskede koncentration af bedøvelsesmiddel inden for 2 minutter; ii) koncentrationen af bedøvelsesdamp, der leveres til kamrene, ændres ikke mærkbart mellem det første og det sidste sted, fordi mængden af bedøvelsesmiddel indeholdt i gasvolumenet i et individuelt kammer (50 ml) langt overstiger den mængde, der optages af et vilkårligt antal fluer; og (iii) når kamrene er afbalanceret, kan bæregasstrømmen reduceres (50-100 ml / min eller mindre) for at undgå affald og forurening af miljøet (flygtige anæstetika har drivhusgasegenskaber). Den minimale strømning, der er nødvendig for at opretholde en stabil koncentration af damp, afhænger primært af SAA's utæthed, da fluernes optagelse af damp er ubetydelig. Under disse standardbetingelser (2% isofluran og 1,5 l / min bæregasstrøm) bedøves fluer (dvs. immobile) i alle positioner i arrayet inden for 3-4 minutter med umærkelige forskelle mellem positioner. VGA'er kan administreres i minutter til timer, og vores typiske eksponeringsparadigmer ligger i området 15 min til 2 timer. For at skylle systemet slukkes fordamperen, og flowet opretholdes for at udveksle ca. 10x volumener af arrayet (1,5 l / min i 5 min). Hastigheden af anæstetisk eliminering vil variere med den indstillede strømningshastighed.
Flygtige anæstetiske midler interagerer med adskillige stadig uidentificerede mål, herunder det immuninflammatoriske system6. Individuelle molekylære måls bidrag til primære versus sikkerhedsmæssige resultater ("anæstetisk tilstand" vs. lang- og kortsigtede "bivirkninger") er dårligt forstået. Derfor er et følsomt fluesystem med høj kapacitet værdifuldt til at informere forsøg på højere dyr på trods af de åbenlyse forskelle mellem fluer og pattedyr7. Nogle forskelle kan faktisk være fordelagtige; For eksempel adskiller fluens immunsystem sig fra højere dyrs, idet det mangler den adaptive arm afresponsen 8. Selvom dette kan virke som en begrænsning for at forstå sygdom hos mennesker, giver det en unik mulighed for at studere interaktionen mellem VGA'er og det medfødte immuninflammatoriske respons isoleret fra det adaptive respons9. Dette muliggør undersøgelser af de farmakologiske virkninger af VGA på inflammation og deres modulering af de forskellige genetiske baggrunde, der findes i en befolkning.
Protocol
BEMÆRK: Se materialetabellen for detaljer om alle de materialer, der anvendes i protokollen.
1. Opbygning af stabiliserings- og associeringsaftalen
- Lav rammen ved at skære træ og samle rammen ved hjælp af dimensionerne i figur 1A.
- Rediger 50 ml koniske rørhætter.
- Bor to huller i hver hætte med et 9/32 i bor. Slib hullerne for at rydde op i den ujævne plast. Slib toppen af hætten for at gøre overfladen ru (dette hjælper med limvedhæftning).
- Skær 5 ml serologiske pipetter i størrelse (3 tommer for indstrømning og 1,5 tommer for udstrømning) ved at score plasten og derefter bryde den ren ved den scorede linje. Slib enderne af de skårne/knækkede pipetter.
- Limnet på rørene (tillad korrekt tørretid for klæbemidlet). Skær nettet til rørets størrelse, når klæbemidlet tørrer.
- Indsæt rørene i hullerne i de koniske hætter med begge rør, der strækker sig (3/4 in) over hætten; Sørg for, at indstrømningsrøret strækker sig længere ind i røret end udstrømningen (figur 1B).
- Påfør lim på toppen af hætterne omkring rørene for at fastgøre delene sammen (lad klæbemidlet tørre korrekt, før du fortsætter).
- Fastgør hætterne til rammen, og før slangen (figur 1C).
- Fastgør klæbekabelfastgørelser til rammen (3,25 i mellemrum, midt til midten).
- Fastgør hætterne til rammen ved hjælp af lynlås; Klip lynlåsens slipse-tagender korte.
- Skær og tilslut længder (9 tommer) af Tygon-slanger til indstrømnings- / udstrømningsrørene på hver modificeret hætte (figur 1D). Start ved opstrøms enden, fastgør først til tilstrømningen, og fastgør derefter slangen fra udstrømningen til tilstrømningen af den næste position.
- Tilføj en flowindikator til den mest nedstrøms "tilstrømning" (position 10, figur 1E).
- Sæt et 50 ml konisk rør på den første position, og fyld det med vand til lige under tilstrømningsrøret (figur 1F).
- Forbered grænsefladen til fordamperen. Fjern stemplerne, skær hak ud af to 10 ml doseringssprøjter (1/2 i dyb x 1/4 i bredden, figur 1G), og indsæt dem i fordamperens indstrømning og udstrømning med hakene vendt direkte mod fordamperens forside for at justere med hullerne (figur 1H). Valgfrit: Lim de modificerede sprøjter på plads. Hvis det er overkommeligt, skal du bruge en kommerciel manifold (se materialetabellen for en mulighed).
- Tilslut hele systemet. Brug Tygon-rør til at fastgøre komponenterne sammen i følgende rækkefølge: bæregastank med regulator > gasspecifik flowmåler > fordamper > SAA (figur 1C).
- Udfyld tomme positioner på arrayet med tomme 50 ml koniske rør. Tænd for gastanken, åbn flowmåleren til ~2 L/min, og tænd fordamperen til 0%. Bekræft gasstrømmen gennem systemet ved at kontrollere flowmåleren opstrøms for fordamperen og strømningsindikatoren nedstrøms for det sidste kammer i SAA for strømning. Alternativt kan du indsætte den nedstrøms slangeende i vand og kigge efter bobler.
BEMÆRK: Da systemet ikke er under tryk, vil en vandsøjle højere end et par centimeter stoppe strømmen. Hvis der ikke er noget flow i den nedstrøms ende af arrayet, skal du kontrollere følgende: fordamperen skal være tændt for at tillade flow; kontrollere, at tankregulatoren og flowmålerne tillader flow; Kontroller arraypositionerne for at sikre, at rørene er skruet tæt på; og kontroller for lækager omkring klæbemidlet på de modificerede hætter.
Figur 1: Konstruktion af SAA. (A) Skematisk med mål af den træramme, der understøtter SAA. (B) Skematiseret tværsnit med målinger af en modificeret hætte med ind- og udstrømningsrør fremstillet af 5 ml serologiske pipetter. (C) Samlet SAA (gengivet fra Olufs et al.5) (D) Nærmere oplysninger om en modificeret 50 ml konisk hætte, der viser ind- og udstrømningsrør. E) Udstrømning nedstrøms (position 10) med strømningsindikatoren. F) Opstrøms (position 1) vandfyldt rør til befugtning af bæregassen. Den røde pil angiver vandstanden. (G) Modificeret 10 ml doseringssprøjte til den provisoriske manifold. Den røde cirkel fremhæver det udskårne hak placeret mellem 8 ml og 10 ml mærker (eller 1/2 i x 1/4 in). (H) Set bagfra af Tec7-fordamperen, der viser indsættelsen og retningen af de modificerede sprøjter. Kun én sprøjte er på plads i denne visning for til venstre at vise hullet (rød pil), der skal justeres med hakket på den modificerede sprøjte. Bemærk: Forkert justering af dette udskæringshak og udstrømningsåbningen forstyrrer anæstesiadministrationen. Denne del er et potentielt svagt punkt i dette skræddersyede system. Hvis der er midler til rådighed, skal der anvendes en kommerciel manifold. Forkortelse: SAA = seriel anæstesi array. Klik her for at se en større version af denne figur.
2. Før anæstetisk eksponering
- Fireogtyve timer eller mere før bedøvelseseksponeringen sorteres fluekkohorterne efter behov til eksperimentet ved hjælp af den foretrukne metode (f.eks. CO2 eller ether).
3. SAA's funktion
- Overfør fluer fra hætteglas med mad til tomme 50 ml koniske rør (uden CO2).
- Tæl og registrer eventuelle døde fluer før eksponering.
- Fjern hætten og skru 50 ml koniske rør med fluer på SAA.
- Tænd for bæregassen, og indstil til den ønskede strømningshastighed.
OBS: Vi bruger typisk 1-2 L/min. - Indstil bedøvelsesfordamperen til den ønskede koncentration.
BEMÆRK: Vi bruger typisk 2% til isofluran og 3,5% til sevofluran, som er ækvipotente doser hos pattedyr10. - Udsæt fluerne i den ønskede varighed (min: 15 min).
BEMÆRK: En eksponeringstid på mindst 15 minutter anbefales for at undgå mulig variation i ligevægt på tværs af SAA's positioner. I dette system tager det 2-3 minutter for bedøvelsesmidlerne at ekvilibrere på tværs af alle positioner. - Ved afslutningen af eksponeringen skylles systemet med frisk gasstrøm (fordamper indstillet til 0%) ved 1,5 l / min i 5 minutter svarende til ca. 10x volumener af det samlede SAA-volumen.
4. Tjekliste, inden du starter et eksperiment
- Åbn højtryksregulatoren (oven på lufttanken) helt, og luk den derefter en halv omgang for at sikre bærergasstrømmen.
- Følg slangen for hver linje til i) flowmålere og ii) fordamper (sørg for, at indstrømning / udstrømning er tilsluttet korrekt), og iii) kontroller anæstesiniveauet i fordamperne.
- Når du har fyldt kamrene med emner, skal du kontrollere, at luften/gassen strømmer med bobletesten eller flowindikatoren.
BEMÆRK: Nogle vaporizers tillader ikke luftstrøm, når drejeknappen er i slukket position. - Når der strømmer gas, skal du bekræfte, at både flowmåleren og nedstrømsflowindikatoren angiver flow.
- Ved afslutningen af eksperimentet skal du lade 4-5 minutters luftstrøm vaske bedøvelsesmidlet ud.
Representative Results
Et SAA-videolink findes her: Perouansky Forskningsmetoder - Anæstesiologisk Institut - UW-Madison (wisc.edu) (https://anesthesia.wisc.edu/research/researchers/perouansky-laboratory/perouansky-research-methods/) Vores laboratorium har brugt SAA til (i) at studere effekten af genotype på adfærdsmæssig følsomhed over for anæstetika5; ii) screene mitokondriemutanter for bivirkningerne af anæstetika11 og (iii) undersøge farmakodynamikken af isofluran og sevofluran på resultater i traumatisk hjerneskade (TBI)12,13,14,15,16,17. De offentliggjorte resultater viser tydeligt, at den genetiske baggrund påvirker farmakodynamikken i klinisk anvendte VGA'er med hensyn til både den konventionelle fænotype anæstesi og sikkerhedsvirkningerne af anæstetisk toksicitet samt vævsbeskyttelse 5,11,13,14,15.
Repræsentativt eksempel 1 (figur 2):Genetisk drift i modstandsdygtighed over for isoflurantoksicitet påvist ved pålideligt reproducerbare forsøgsbetingelser
Opdagelsen af en gradvis kvantitativ ændring i VGA-induceret dødelighed blandt separat dyrkede ND2360114-fluer er et eksempel på nytten af pålidelige sammenligninger af anæstetisk farmakodynamik på tværs af eksperimentelle grupper ved hjælp af SAA. ND23 er et gen, der koder for en underenhed i kernen af kompleks I i mETC (analogt med Ndufs8 hos pattedyr)18. Mutationer i denne underenhed er en årsag til Leigh syndrom, en dødelig mitokondriel sygdom. Vi observerede en gradvis svækkelse af isofluran-induceret mortalitetsfænotype over tid i forskellige homozygote ND2360114-bestande , der blev dyrket samtidigt under standardlaboratoriebetingelser (dvs. uden eksponering for VGA'er). Denne evolutionære tilpasning til isoflurantoksicitet fandt sted uden eksponering for VGA'er og er sandsynligvis en sideeffekt af "survival of the fittest" inden for de mutante bestande. Denne gradvise ændring i isofluranfølsomheden ville være forblevet ukendt uden vores tillid til, at de eksperimentelle betingelser var identiske på tværs af analyserne og over tid. Vi konkluderer, at selektion favoriserer modifikatorer af virkningerne af ND2360114 med tilfældig øget modstandsdygtighed over for isoflurantoksicitet. Da inflammation i centralnervesystemet spiller en vigtig rolle i patogenesen af Leigh syndrom, kan den oplevede udvikling af resistens skyldes adaptive ændringer i det medfødte immuninflammatoriske respons, hvor resistens over for isoflurantoksicitet er et utilsigtet biprodukt.
Figur 2: Variation i isofluran toksicitetsinduceret mortalitet som følge af evolutionært tryk i ND2360114 fluer. Syv linjer (A-G) isoleret fra en enkelt population gennem enkeltparparringer, udvidet og testet for 24 timers mortalitet (PM24) efter en 2 timers eksponering for 2% isofluran (ved 10-13 dage gammel) viser variation i fænotypen fra en enkelt population. Data vist som boks- og haleplot. Boksene repræsenterer den anden og tredje kvartil af dataene, hvor whiskers strækker sig til minimum og maksimum datapunkter. Middelværdien og medianen er angivet med henholdsvis "+" og vandrette linjer. Den procentvise dødelighed for de enkelte replikater (N) vises som cirkler. N = 3-4 hætteglas med 20-50 fluer/hætteglas. P-værdi for en almindelig envejs ANOVA; p = 0, 012 angiver en signifikant forskel mellem midlerne. Klik her for at se en større version af denne figur.
Repræsentativt eksempel 2 (figur 3): Illustration af en anvendelse af SAA med høj kapacitet til påvisning af genetiske baggrundsvirkninger på isofluranfarmakodynamikken
Som et eksempel på systemets høje gennemstrømning illustrerer figur 3 virkningerne af identiske eksponeringer for isofluran (15 min af 2% isofluran) før traumatisk hjerneskade (TBI)16, en protokol, der tester anæstetisk prækonditionering (AP) i denne fluemodel13,15,19. Udlæsningen er dødelighed 24 timer efter TBI korrigeret for naturlig nedslidning (MI24). I denne model genvandt alle fluerne mobilitet (dvs. var i live) inden for 30 minutter efter TBI, og dødeligheden registreret i MI24 var et resultat af sekundær hjerneskade (sBI). I de fire fluelinjer reducerede AP med isofluran MI24 i forskellige grader, hvilket indikerer, at lydhørhed over for AP er et kvantitativt træk. Da det inflammatoriske respons er en vigtig faktor i sygelighed fra sBI, kan AP involvere modulering af immunsystemet20.
Figur 3: Genetisk baggrunds indflydelse på undertrykkelse af dødelighed (MI24) ved prækonditionering med isofluran. Forkonditioneringsfluer med 15 min 2% isofluran (lilla) reducerede dødelighedsindekset ved 24 timer (MI24) i w 1118 og y1w1118 stammer (henholdsvis p < 0,0001 og p = 0,036). MI24 var ikke signifikant lavere i de prækonditionerede Oregon R (OR) og Canton S (CS) linjer (henholdsvis p = 0,16 og p = 0,27). Data vist som boks- og haleplot. Boksene repræsenterer den anden og tredje kvartil af dataene, hvor whiskers strækker sig til minimum og maksimum datapunkter. Middelværdien og medianen er angivet med henholdsvis "+" og vandrette linjer. MI24-værdierne for de enkelte replikater (N) vises som cirkler. N = 15-33 hætteglas med 30-40 fluer/hætteglas til TBI-behandlede fluer. N = 2-15 hætteglas med 30-40 fluer/hætteglas til ubehandlede kontroller. P-værdier fra en ikke-parret, tosidet elevs t-test. Klik her for at se en større version af denne figur.
Discussion
Kritiske trin i konstruktionen af SAA omfatter sikring af tætte fittings for at undgå lækage af den anæstetiske blanding af gasser. SAA skal anbringes i en damphætte for at undgå forurening af laboratorierummet. Alle elementer fra bæregasflaskerne til strømningsindikatoren nedstrøms for SAA skal kontrolleres som beskrevet i tjeklisten.
Andre metoder til administration af VGA'er til fluer er komplicerede at betjene (inbriometeret)21, har lav gennemstrømning22, tillader ikke samtidig eksponering af flere populationer 23, tillader ikke præcis kontrol af anæstesikoncentrationen 21 eller har en aflæsning, der er vanskelig at oversætte til klinisk accepterede termer 24.
Den nuværende version af SAA er afhængig af en kommerciel fordamper, og derfor er toksikologiske undersøgelser begrænset til flygtige anæstetika. Hvis det bruges sammen med andre flygtige stoffer, kan en vaporizer bruges "off label" efter kalibrering af outputtet. Alternativt kunne der anvendes en anden metode til fordampning af flygtige stoffer, hvilket ville kræve dedikerede målinger for at titrere lægemiddelkoncentrationerne, som beskrevet tidligere25.
Bortset fra flowindikatorerne er der ingen alarmer (dvs. hvis tankene tømmes, afbrydes strømmen gennem SAA). Afhængigt af intensiteten af brugen skal SAA muligvis rengøres, strammes og muligvis udskiftes Tygon-slangen. Vi har udført "vedligeholdelse" på vores originale SAA to gange på 7 års brug.
Denne metode til bedøvelse af bananfluer tillader brugen af den genetiske værktøjskasse, der er tilgængelig for Drosophila-forskere i et system med høj kapacitet. Flere kohorter af fluer fra forskellige populationer (f.eks. Genotype, alder, køn) kan samtidig udsættes for identiske bedøvelseskoncentrationer og den ønskede kombination af bærergas (luft,O2,N2O, ædelgasser), der er egnede til det aktuelle forskningsspørgsmål.
Vi viser her, at SAA har været nyttig til at afsløre uventede ændringer i modstandsdygtighed over for isoflurantoksicitet i ND2360114-fluelinjen , og at standard laboratoriefluelinjer adskiller sig i deres lydhørhed over for AP. Det var muligt at identificere disse resultater på grund af den stramme kontrol af forsøgsbetingelserne og den høje gennemstrømning af SAA.
SAA kan tilpasses til at undersøge virkningerne af andre flygtige organiske forbindelser (VOC'er) på insekter (f.eks. honningbier). For VOC'er med damptryk tæt på flygtige anæstetika (isofluran: 240 mmHg ved 20 °C) kan konventionelle fordampere anvendes, men outputtet skal kalibreres. Den kommercielle vaporizer til desfluran opvarmes, hvilket potentielt giver yderligere fleksibilitet.
Disclosures
Forfatterne har ingen interessekonflikter at erklære.
Acknowledgments
Vi takker Mark G. Perkins, Pearce Laboratory, Institut for Anæstesiologi, University of Wisconsin-Madison, for konstruktionen af SAA-prototypen. Arbejdet støttes af National Institute of General Medical Sciences (NIGMS) med R01GM134107 og af R&D-fonden ved Institut for Anæstesiologi, University of Wisconsin-Madison.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Serial Anesthesia Array: | |||
| 5 mL Serological Pipettes | Fisher Scientific | 13-676-10C | Polystyrene, 5mL serological pipette |
| 50 mL Conical Tubes | Fisher Scientific | 1495949A | Polypropylene, 50 mL |
| Cable Tie Mounting Pad | Grainger | 6EEE6 | 1.25 inch L x 1 inch W x 0.28 inch H |
| Dispensing Syringe | Grainger | 5FVE0 | 10 mL with Luer-Lock Connection |
| Fabric Mesh Netting | 1 mm mesh | ||
| Flow Indicator | Grainger | 8RH52 | 5/16 to 1/2 inch connection size, paddle wheel style |
| Tygon Tubing | Tygon | E-3603 | ID: 5/16, OD: 7/16, wall: 1/16 |
| Wood Frame | 10 feet of 2 inch x 3/4 inch | ||
| Zip Tie | >5inch | ||
| Vaporizer Interface (Budget Alternative to Manifold): | |||
| Dispensing Syringe | Grainger | 5FVE0 | 10 mL with Luer-Lock Connection |
| Commercial Manifold and Vaporizers: | |||
| 1/4 inch Equal Barbed Y Connector | Somni Scientific | BF-9000 | |
| 1/8 inch NPT to 1/4 inch Barbed Elbow (Plastic) | Somni Scientific | BF-9004 | |
| AIR 0-4 LPM Flowmeter w/ black knob | Somni Scientific | FP-4002 | |
| Flowmeter auxiliary mounting bracket | Somni Scientific | NonInvPart | |
| Medical Air, 1/8 inch NPT Male x DISS Male | Somni Scientific | GF-11012 | |
| TT-2 Table Top Anesthesia System, built in dual diverter valve system. Includes 6' color coded tubing X2. (Vaporizer not Included) | Somni Scientific | TT-17000 | |
| Tec 7 Isoflurane Vaporizer | GE Datex-Ohmeda | 1175-9101-000 | Agent-specific vaporizer (Isoflurane) |
| Tec 7 Sevoflurane Vaporizer | GE Datex-Ohmeda | 1175-9301-000 | Agent-specific vaporizer (Sevoflurane) |
References
- Jevtovic-Todorovic, V., et al. Early exposure to common anesthetic agents causes widespread neurodegeneration in the developing rat brain and persistent learning deficits. The Journal of Neuroscience. 23 (3), 876-882 (2003).
- Vutskits, L., Xie, Z. Lasting impact of general anaesthesia on the brain: Mechanisms and relevance. Nature Reviews Neuroscience. 17 (11), 705-717 (2016).
- McGurk, L., Berson, A., Bonini, N. M. Drosophila as an in vivo model for human neurodegenerative disease. Genetics. 201 (2), 377-402 (2015).
- Rand, M. D. Drosophotoxicology: The growing potential for Drosophila in neurotoxicology. Neurotoxicology and Teratology. 32 (1), 74-83 (2010).
- Olufs, Z. P. G., Loewen, C. A., Ganetzky, B., Wassarman, D. A., Perouansky, M. Genetic variability affects absolute and relative potencies and kinetics of the anesthetics isoflurane and sevoflurane in Drosophila melanogaster. Scientific Reports. 8, 2348 (2018).
- Stollings, L. M., et al. Immune modulation by volatile anesthetics. Anesthesiology. 125 (2), 399-411 (2016).
- Yamaguchi, M., Yoshida, H. Drosophila as a model organism. In Drosophila Models for Human Diseases., edited by. , Springer. Singapore. 1-10 (2018).
- Hoffmann, J. A.
- Buchon, N., Silverman, N., Cherry, S. Immunity in Drosophila melanogaster-From microbial recognition to whole-organism physiology. Nature Reviews Immunology. 14 (12), 796-810 (2014).
- Shaughnessy, M. R., Hofmeister, E. H. A systematic review of sevoflurane and isoflurane minimum alveolar concentration in domestic cats. Veterinary Anaesthesia and Analgesia. 41 (1), 1-13 (2014).
- Olufs, Z. P. G., Ganetzky, B., Wassarman, D. A., Perouansky, M. Mitochondrial complex I mutations predispose Drosophila to isoflurane neurotoxicity. Anesthesiology. 133 (4), 839-851 (2020).
- Johnson-Schlitz, D., et al. Anesthetic preconditioning of traumatic brain injury is ineffective in a Drosophila model of obesity. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 381 (3), 229-235 (2022).
- Schiffman, H. J., Olufs, Z. P. G., Lasarev, M. R., Wassarman, D. A., Perouansky, M. Ageing and genetic background influence anaesthetic effects in a D. melanogaster model of blunt trauma with brain injury. British Journal of Anaesthesia. 125 (1), 77-86 (2020).
- Scharenbrock, A. R., Schiffman, H. J., Olufs, Z. P. G., Wassarman, D. A., Perouansky, M. Interactions among genetic background, anesthetic agent, and oxygen concentration shape blunt traumatic brain injury outcomes in Drosophila melanogaster. International Journal of Molecular Sciences. 21 (18), 6926 (2020).
- Fischer, J. A., Olufs, Z. P. G., Katzenberger, R. J., Wassarman, D. A., Perouansky, M. Anesthetics influence mortality in a Drosophila model of blunt trauma with traumatic brain injury. Anesthesia & Analgesia. 126 (6), 1979-1986 (2018).
- Katzenberger, R. J., et al. A Drosophila model of closed head traumatic brain injury. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (44), E4152-E4159 (2013).
- Katzenberger, R. J., et al. A method to inflict closed head traumatic brain injury in Drosophila. Journal of Visualized Experiments. (100), e52905 (2015).
- Loewen, C. A., Ganetzky, B. Mito-nuclear interactions affecting lifespan and neurodegeneration in a Drosophila model of Leigh syndrome. Genetics. 208 (4), 1535-1552 (2018).
- Johnson-Schlitz, D., et al. Anesthetic preconditioning of traumatic brain injury is ineffective in a Drosophila model of obesity. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 381 (3), 229-235 (2022).
- Li, H., et al. Isoflurane postconditioning reduces ischemia-induced nuclear factor-kappaB activation and interleukin 1beta production to provide neuroprotection in rats and mice. Neurobiology of Disease. 54, 216-224 (2013).
- Leibovitch, B. A., Campbell, D. B., Krishnan, K. S., Nash, H. A. Mutations that affect ion channels change the sensitivity of Drosophila melanogaster to volatile anesthetics. Journal of Neurogenetics. 10 (1), 1-13 (1995).
- Tinklenberg, J. A., Segal, I. S., Guo, T. Z., Maze, M. Analysis of anesthetic action on the potassium channels of the Shaker mutant of Drosophila. Annals of the New York Academy of Sciences. 625, 532-539 (1991).
- Gamo, S., Ogaki, M., Nakashima-Tanaka, E. Strain differences in minimum anesthetic concentrations in Drosophila melanogaster. Anesthesiology. 54 (4), 289-293 (1981).
- Campbell, J. L., Nash, H. A. The visually-induced jump response of Drosophila melanogaster is sensitive to volatile anesthetics. Journal of Neurogenetics. 12 (4), 241-251 (1998).
- Perouansky, M., Hentschke, H., Perkins, M., Pearce, R. A. Amnesic concentrations of the nonimmobilizer 1,2-dichlorohexafluorocyclobutane (F6, 2N) and isoflurane alter hippocampal theta oscillations in vivo. Anesthesiology. 106 (6), 1168-1176 (2007).
