Summary
Bananflugan (Drosophila melanogaster) används ofta för biologisk och toxikologisk forskning. För att utöka nyttan av flugor utvecklade vi ett instrument, serial anesthesia array, som samtidigt exponerar flera flugprover för flyktiga allmänanestetika (VGA), vilket gör det möjligt att undersöka kollaterala effekter (toxiska och skyddande) av VGA.
Abstract
Flyktiga narkosmedel (VGA) används över hela världen på miljontals människor i alla åldrar och medicinska tillstånd. Höga koncentrationer av VGA (hundratals mikromolära till låga millimolar) är nödvändiga för att uppnå en djup och ofysiologisk undertryckning av hjärnans funktion som presenteras som "anestesi" för observatören. Hela spektrumet av de säkerhetseffekter som utlöses av sådana höga koncentrationer av lipofila medel är inte känt, men interaktioner med det immuninflammatoriska systemet har noterats, även om deras biologiska betydelse inte förstås.
För att undersöka de biologiska effekterna av VGA hos djur utvecklade vi ett system som kallas serial anesthesia array (SAA) för att utnyttja de experimentella fördelarna med bananflugan (Drosophila melanogaster). SAA består av åtta kammare arrangerade i serie och anslutna till ett gemensamt inflöde. Vissa delar finns i labbet, och andra kan enkelt tillverkas eller köpas. En vaporizer, som är nödvändig för kalibrerad administrering av VGA, är den enda kommersiellt tillverkade komponenten. VGA utgör endast en liten andel av atmosfären som strömmar genom SAA under drift, eftersom huvuddelen (vanligtvis över 95%) är bärgas; Standardbäraren är Air. Syre och andra gaser kan dock undersökas.
SAA: s främsta fördel jämfört med tidigare system är att det tillåter samtidig exponering av flera kohorter av flugor till exakt titrerbara doser av VGA. Identiska koncentrationer av VGA uppnås inom några minuter i alla kamrar, vilket ger oskiljbara experimentella förhållanden. Varje kammare kan innehålla från en enda fluga till hundratals flugor. Till exempel kan SAA samtidigt undersöka åtta olika genotyper eller fyra genotyper med olika biologiska variabler (t.ex. man mot kvinna, gammal mot ung). Vi har använt SAA för att undersöka farmakodynamiken hos VGA och deras farmakogenetiska interaktioner i två experimentella flugmodeller associerade med neuroinflammation-mitokondriella mutanter och traumatisk hjärnskada (TBI).
Introduction
Förekomsten av kollaterala bedövningseffekter (dvs. effekter som inte är omedelbart observerbara men kan ha fördröjda beteendemässiga konsekvenser) är allmänt accepterad, men förståelsen av deras mekanismer och riskfaktorer förblir rudimentär 1,2. Deras fördröjda manifestation och subtilitet begränsar antalet potentiellt viktiga variabler som kan undersökas i däggdjursmodeller inom rimliga tidsramar och till en acceptabel kostnad. Bananflugan (Drosophila melanogaster) erbjuder unika fördelar i samband med neurodegenerativ sjukdom3 och för toxikologisk screening4 som hittills inte har tillämpats på studier av anestetiska sidoeffekter.
Vi utvecklade SAA (serial anesthesia array) för att underlätta användningen av bananflugor i studiet av anestesifarmakodynamik och farmakogenetik. En viktig fördel med SAA är samtidig exponering för identiska experimentella förhållanden för flera kohorter. I kombination med den experimentella flexibiliteten hos bananflugor möjliggör SAA: s höga genomströmning utforskning av biologiska och miljömässiga variabler i en skala som är omöjlig i däggdjursmodeller.
I princip är SAA helt enkelt en serie anslutna bedövningsplatser (kammare gjorda av 50 ml injektionsflaskor) genom vilka en bärgas levererar flyktiga ämnen. Systemets första kammare innehåller destillerat vatten genom vilket bärgasen fuktas (flugor är känsliga för uttorkning) och avslutas med en enkel flödesindikator som indikerar gasflödet genom systemet. Fina nät placerade på anslutningsslangens öppningar separerar kamrarna för att förhindra migrering av flugor mellan kamrarna. Antalet platser "i serie" begränsas av motståndet mot det trycklösa gasflödet (slangar, nät).
Vi karakteriserade kinetiken för denna SAA-prototyp i en tidigare publikation5. Även om de exakta farmakokinetiska egenskaperna varierar mellan SAA, är de relevanta grunderna som har testats experimentellt följande: (i) ett initialt flöde på 1,5-2 l / min balanserar alla kamrar (total volym ±550 ml) med önskad koncentration av anestesimedel inom 2 minuter; ii) koncentrationen av bedövningsånga som levereras till kamrarna inte förändras märkbart mellan den första och den sista platsen, eftersom mängden bedövningsmedel i gasvolymen i en enskild kammare (50 ml) vida överstiger den mängd som tas upp av ett antal flugor, och (iii) när kamrarna har balanserat kan bärgasflödet minskas (50-100 ml / min eller mindre) för att undvika avfall och förorening av miljön (flyktiga anestetika har växthusgasegenskaper). Det minimala flöde som krävs för att upprätthålla en steady-state-koncentration av ånga beror främst på läckaget av SAA, eftersom upptaget av ånga av flugorna är försumbar. Under dessa standardförhållanden (2% isofluran och 1,5 l/min bärgasflöde) bedövas flugor (dvs. immobiliseras) i alla positioner i matrisen inom 3-4 minuter, med omärkbara skillnader mellan positionerna. VGA kan administreras i minuter till timmar, och våra typiska exponeringsparadigmer ligger i intervallet 15 min till 2 h. För att spola systemet stängs förångaren av och flödet bibehålls för att utbyta cirka 10x volymer av matrisen (1,5 l / min i 5 minuter). Hastigheten för eliminering av anestesimedel varierar med den inställda flödeshastigheten.
Flyktiga bedövningsmedel interagerar med många fortfarande oidentifierade mål, inklusive det immuninflammatoriska systemet6. Bidraget från enskilda molekylära mål till primära kontra sidoresultat ("anestesitillstånd" kontra lång- och kortsiktiga "biverkningar") är dåligt förstått. Därför är ett känsligt flugsystem med hög kapacitet värdefullt för att informera experiment på högre djur, trots de uppenbara skillnaderna mellan flugor och däggdjur7. Vissa skillnader kan faktiskt vara fördelaktiga; Till exempel skiljer sig flugans immunsystem från högre djur genom att det saknar den adaptiva armen i svaret8. Även om detta kan verka som en begränsning för att förstå sjukdom hos människor, erbjuder det en unik möjlighet att studera interaktionen mellan VGA och det medfödda immuninflammatoriska svaret isolerat från det adaptiva svaret9. Detta möjliggör studier av de farmakologiska effekterna av VGA på inflammation och deras modulering av de olika genetiska bakgrunderna som finns i en population.
Protocol
OBS: Se materialförteckningen för detaljer om alla material som används i protokollet.
1. Uppförande av stabiliserings- och associeringsavtalet
- Gör ramen genom att skära trä och montera ramen med måtten i figur 1A.
- Ändra 50 ml koniska rörlock.
- Borra två hål i varje lock med en 9/32 tum borr. Slipa hålen för att städa upp den trasiga plasten. Slipa toppen av locket för att grova ytan (detta hjälper till med limhäftning).
- Skär 5 ml serologiska pipetter i storlek (3 tum för inflöde och 1,5 tum för utflöde) genom att skåra plasten och sedan bryta den ren vid den skårade linjen. Slipa ändarna på de skurna/trasiga pipetter.
- Limnät på rören (tillåt korrekt torktid för limet). Skär nätet till rörets storlek efter att limet torkar.
- Sätt in rören i hålen på de koniska locken med båda rören som sträcker sig (3/4 tum) ovanför locket; säkerställa att inloppsröret sträcker sig längre in i röret än utflödet (figur 1B).
- Applicera lim på toppen av locken runt rören för att säkra delarna ihop (tillåt korrekt torkningstid för limet innan du fortsätter).
- Fäst locken på ramen och dra slangen (figur 1C).
- Fäst självhäftande kabelbindningar på ramen (3,25 tum isär, från mitten till mitten).
- Fäst locken på ramen med dragkedjor; Klipp av dragkedjans ändar.
- Klipp ut och anslut Tygon-slangarnas längder (9 tum) till inlopps-/utflödesrören på varje modifierat lock (figur 1D). Börja vid uppströmsänden, fäst först till inflödet och fäst sedan slangen från utflödet till inflödet i nästa position.
- Lägg till en flödesindikator till det mest nedströms "inflödet" (position 10, figur 1E).
- Sätt ett 50 ml koniskt rör på första positionen och fyll det med vatten till strax under inloppsröret (figur 1F).
- Förbered gränssnittet för förångaren. Ta bort kolvarna, skär skåror ur två 10 ml doseringssprutor (1/2 tum djupt x 1/4 tum brett, figur 1G) och sätt in dem i förångarens inflöde och utflöde med skårorna vända direkt mot förångarens framsida för att anpassa sig till hålen (figur 1H). Valfritt: Limma fast de modifierade sprutorna. Om det är överkomligt, använd ett kommersiellt grenrör (se materialförteckningen för ett alternativ).
- Anslut hela systemet. Använd Tygon-slangar för att fästa komponenterna i följande ordning: bärgastank med regulator > gasspecifik flödesmätare > förångare > SAA (figur 1C).
- Fyll tomma positioner på matrisen med tomma 50 ml koniska rör. Slå på bensintanken, öppna flödesmätaren till ~ 2 L / min och slå på förångaren till 0%. Bekräfta gasflödet genom systemet genom att kontrollera flödesmätaren uppströms förångaren och flödesindikatorn nedströms den sista kammaren i SAA för flöde. Alternativt kan du sätta in röränden nedströms i vatten och leta efter bubblor.
OBS: Eftersom systemet inte är trycksatt kommer en vattenpelare högre än ett par centimeter att stoppa flödet. Om det inte finns något flöde vid arrayens nedströms ände, kontrollera följande: förångaren måste vara på för att tillåta flöde; kontrollera att tankregulatorn och flödesmätarna tillåter flöde; kontrollera matrispositionerna för att se till att rören skruvas fast ordentligt; och kontrollera om det finns läckor runt limet på de modifierade locken.
Figur 1: Konstruktion av stabiliserings- och associeringsavtalet. a) Schematisk, med mått, av den träram som bär upp stabiliserings- och associeringsavtalet. b) Schematiserat tvärsnitt, med mätningar, av ett modifierat lock med inlopps- och utloppsrör tillverkade av 5 ml serologiska pipetter. C) Sammansatt SAA (återgivet från Olufs et al.5) D) Uppgifter om ett modifierat 50 ml koniskt lock som visar inlopps- och utloppsrör. E) Utflöde nedströms (position 10) med flödesindikatorn. (F) Uppströms (position 1) vattenfyllt rör för befuktning av bärgasen. Den röda pilen anger vattennivån. (G) Modifierad 10 ml doseringsspruta för det provisoriska grenröret. Den röda cirkeln markerar det utskurna skåran mellan 8 ml och 10 ml (eller 1/2 tum x 1/4 tum). (H) Bakifrån av Tec7-förångaren som visar införandet och orienteringen av de modifierade sprutorna. Endast en spruta är på plats i denna vy för att till vänster visa hålet (röd pil) som måste justeras med skåran på den modifierade sprutan. Obs: Felinriktning av detta utskurna hack och utflödesöppningen kommer att störa anestesiadministreringen. Denna del är en potentiell svag punkt i detta skräddarsydda system. Om medel finns tillgängliga bör ett kommersiellt grenrör användas. Förkortning: SAA = seriell anestesimatris. Klicka här för att se en större version av denna figur.
2. Före exponering för bedövning
- Tjugofyra timmar eller mer före anestesiexponeringen, sortera flugkohorterna efter behov för experimentet med den föredragna metoden (t.ex. CO2 eller eter).
3. Stabiliserings- och associeringsavtalets funktion
- Överför flugor från livsmedelsflaskor till tomma 50 ml koniska rör (utan CO2).
- Räkna och registrera alla döda flugor före exponering.
- Ta bort locket och skruva fast 50 ml koniska rör med flugor på SAA.
- Slå på bärgasen och ställ in önskad flödeshastighet.
OBS: Vi använder vanligtvis 1-2 L/min. - Ställ in bedövningsförångaren på önskad koncentration.
OBS: Vi använder vanligtvis 2 % för isofluran och 3,5 % för sevofluran, som är ekvipotenta doser hos däggdjur10. - Exponera flugorna under önskad varaktighet (min: 15 min).
OBS: En minsta exponeringstid på 15 minuter rekommenderas för att undvika eventuella variationer i jämvikt mellan SAA: s positioner. I detta system tar det 2-3 minuter för anestetika att balansera över alla positioner. - Vid slutet av exponeringen, spola systemet med färskgasflöde (förångare inställd på 0%) vid 1,5 l / min i 5 minuter vilket motsvarar cirka 10x volymerna av den totala SAA-volymen.
4. Checklista innan du startar ett experiment
- Öppna högtrycksregulatorn (ovanpå lufttanken) helt och stäng den sedan ett halvt varv för att säkerställa bärgasflödet.
- Följ slangarna för varje linje till i) flödesmätare och ii) vaporizer (se till att inflödet / utflödet är korrekt anslutet), och iii) kontrollera anestesinivån i vaporizersna.
- När kamrarna har fyllts med försökspersoner, kontrollera att luften/gasen flödar med bubbeltestet eller flödesindikatorn.
OBS: Vissa vaporizers tillåter inte luftflöde när ratten är i avstängt läge. - När gas flödar, bekräfta att både flödesmätaren och flödesindikatorn nedströms indikerar flöde.
- I slutet av experimentet, tillåt 4-5 minuters luftflöde för att tvätta ut bedövningsmedlet.
Representative Results
En SAA-videolänk finns här: Perouansky Research Methods - Institutionen för anestesiologi - UW-Madison (wisc.edu) (https://anesthesia.wisc.edu/research/researchers/perouansky-laboratory/perouansky-research-methods/) Vårt laboratorium har använt SAA för att (i) studera effekten av genotyp på beteendekänslighet för anestetika5; ii) screena mitokondriella mutanter för anestetikas sidoeffekter11, och (iii) undersöka farmakodynamiken för isofluran och sevofluran på utfall vid traumatisk hjärnskada (TBI)12,13,14,15,16,17. De publicerade resultaten visar tydligt att den genetiska bakgrunden påverkar farmakodynamiken hos kliniskt använda VGA med avseende på både den konventionella fenotypen av anestesi och de laterala effekterna av anestesitoxicitet, samt vävnadsskydd 5,11,13,14,15.
Representativt exempel 1 (figur 2):Genetisk drift i motståndskraft mot isoflurantoxicitet detekterad genom tillförlitligt reproducerbara försöksbetingelser
Upptäckten av en gradvis kvantitativ förändring av VGA-inducerad dödlighet bland separat odlade ND2360114-flugor är ett exempel på användbarheten av tillförlitliga jämförelser av anestesifarmakodynamik mellan experimentella grupper som använder SAA. ND23 är en gen som kodar för en underenhet i kärnan av komplex I av mETC (analogt med Ndufs8 hos däggdjur)18. Mutationer i denna underenhet är en orsak till Leighs syndrom, en dödlig mitokondriell sjukdom. Vi observerade en gradvis försvagning av den isofluraninducerade mortalitetsfenotypen över tid i olika homozygota ND2360114-bestånd odlade samtidigt under standardlaboratorieförhållanden (dvs. utan exponering för VGA). Denna evolutionära anpassning till isoflurantoxicitet inträffade i avsaknad av exponering för VGA och är förmodligen en sidoeffekt av "survival of the fittest" inom mutantbestånden. Denna gradvisa förändring av isoflurankänsligheten skulle ha förblivit okänd utan vår tillförsikt om att de experimentella betingelserna var identiska över analyserna och över tid. Vi drar slutsatsen att selektion gynnar modifierare av effekterna av ND2360114, med samtidig ökad motståndskraft mot isoflurantoxicitet. Eftersom inflammation i centrala nervsystemet spelar en viktig roll i patogenesen av Leighs syndrom, kan den bevittnade utvecklingen av resistens bero på adaptiva förändringar i det medfödda immuninflammatoriska svaret, med resistens mot isoflurantoxicitet som en oavsiktlig biprodukt.
Figur 2: Variation i isoflurantoxicitetsinducerad mortalitet till följd av evolutionärt tryck hos ND2360114-flugor. Sju linjer (A-G) isolerade från en enda population genom parningar med ett par, expanderade och testade för 24 timmars mortalitet (PM24) efter en 2 timmars exponering för 2% isofluran (vid 10-13 dagars ålder) visar variabilitet i fenotypen som härrör från en enda population. Data visas som låd- och morrhårsdiagram. Rutorna representerar den andra och tredje kvartilen av data, med morrhåren som sträcker sig till minsta och maximala datapunkter. Medelvärdet och medianen indikeras med "+" respektive horisontella linjer. Den procentuella dödligheten för de enskilda replikaten (N) visas som cirklar. N = 3-4 injektionsflaskor med 20-50 flugor/injektionsflaska. P-värde för en vanlig enkelriktad ANOVA; p = 0, 012 indikerar en signifikant skillnad mellan medlen. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Representativt exempel 2 (figur 3): Illustration av en tillämpning av SAA med hög kapacitet för att avslöja genetiska bakgrundseffekter på isofluranfarmakodynamik
Som ett exempel på systemets höga genomströmning illustrerar figur 3 effekterna av identisk exponering för isofluran (15 min av 2% isofluran) före traumatisk hjärnskada (TBI)16, ett protokoll som testar anestesiförkonditionering (AP) i denna flugmodell13,15,19. Avläsningen är mortalitet 24 timmar efter TBI korrigerad för naturlig avgång (MI24). I denna modell återfick alla flugor rörlighet (dvs levde) inom 30 minuter efter TBI, och dödligheten som registrerades i MI24 var ett resultat av sekundär hjärnskada (sBI). I de fyra flyglinorna reducerade AP med isofluran MI24 i olika grad, vilket indikerar att lyhördhet för AP är en kvantitativ egenskap. Eftersom det inflammatoriska svaret är en viktig faktor för sjuklighet från sBI kan AP innebära modulering av immunsystemet20.
Figur 3: Inverkan av genetisk bakgrund på hämning av mortalitet (MI24) genom förkonditionering med isofluran. Prekonditioneringsflugor med 15 min 2% isofluran (lila) minskade mortalitetsindex vid 24 timmar (MI24) i w 1118 och y1w1118 stammar (p < 0,0001 respektive p = 0,036). MI24 var inte signifikant lägre i de förkonditionerade Oregon R (OR) och Canton S (CS) linjerna (p = 0,16 respektive p = 0,27). Data visas som låd- och morrhårsdiagram. Rutorna representerar den andra och tredje kvartilen av data, med morrhåren som sträcker sig till minsta och maximala datapunkter. Medelvärdet och medianen indikeras med "+" respektive horisontella linjer. MI24-värdena för de enskilda replikaten (N) visas som cirklar. N = 15-33 injektionsflaskor med 30-40 flugor/injektionsflaska för TBI-behandlade flugor. N = 2-15 injektionsflaskor med 30-40 flugor/injektionsflaska för obehandlade kontroller. P-värden från ett oparat, tvåsidigt studentens t-test. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Discussion
Kritiska steg i konstruktionen av SAA inkluderar att säkerställa täta beslag för att undvika läckage av anestesiblandningen av gaser. SAA måste vara inrymd i en dragskåp för att undvika kontaminering av laboratorieutrymmet. Alla element från bärgasflaskorna till flödesindikatorn nedströms SAA bör kontrolleras enligt beskrivningen i checklistan.
Andra metoder för att administrera VGA till flugor är komplicerade att använda (inebriometern)21, har låg genomströmning 22, tillåter inte samtidig exponering av flera populationer 23, tillåter inte exakt kontroll av anestesikoncentrationen 21 eller har en avläsning som är svår att översätta till kliniskt accepterade termer 24.
Den nuvarande versionen av SAA bygger på en kommersiell vaporizer, och därför är toxikologiska studier begränsade till flyktiga anestetika. Om den används med andra flyktiga ämnen kan en förångare användas "off label" efter kalibrering av utgången. Alternativt kan en annan metod för förångning av de flyktiga ämnena tillämpas, vilket skulle kräva dedikerade mätningar för att titrera läkemedelskoncentrationerna, som beskrivits tidigare25.
Förutom flödesindikatorerna finns det inga larm (dvs. om tankarna är tomma kommer flödet genom SAA att avbrytas). Beroende på användningsintensiteten kan SAA behöva rengöras, dras åt och eventuellt bytas ut Tygon-slangen. Vi har utfört "underhåll" på vår ursprungliga SAA två gånger under 7 års användning.
Denna metod för att bedöva bananflugor möjliggör användning av den genetiska verktygslådan som finns tillgänglig för Drosophila-forskare i ett system med hög genomströmning. Flera kohorter av flugor från olika populationer (t.ex. genotyp, ålder, kön) kan samtidigt exponeras för identiska anestesikoncentrationer och den önskade kombinationen av bärargas (luft,O2,N2O, ädelgaser) som är lämplig för den aktuella forskningsfrågan.
Vi visar här att SAA har varit användbart för att avslöja oväntade förändringar i motståndskraft mot isoflurantoxicitet i ND2360114 fluglina och att vanliga laboratoriefluglinor skiljer sig åt i deras respons på AP. Att identifiera dessa fynd var möjligt på grund av den strikta kontrollen av experimentella förhållanden och SAA: s höga genomströmning.
SAA kan anpassas för att studera effekterna av andra flyktiga organiska föreningar (VOC) på insekter (t.ex. honungsbin). För VOC med ångtryck nära flyktiga anestetika (isofluran: 240 mmHg vid 20 °C) kan konventionella förångare användas, men utgången måste kalibreras. Den kommersiella vaporizern för desfluran värms upp, vilket potentiellt ger ytterligare flexibilitet.
Disclosures
Författarna har inga intressekonflikter att deklarera.
Acknowledgments
Vi tackar Mark G. Perkins, Pearce Laboratory, Department of Anesthesiology, University of Wisconsin-Madison, för konstruktionen av SAA-prototypen. Arbetet stöds av National Institute of General Medical Sciences (NIGMS) med R01GM134107 och av FoU-fonden vid Institutionen för anestesiologi, University of Wisconsin-Madison.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Serial Anesthesia Array: | |||
| 5 mL Serological Pipettes | Fisher Scientific | 13-676-10C | Polystyrene, 5mL serological pipette |
| 50 mL Conical Tubes | Fisher Scientific | 1495949A | Polypropylene, 50 mL |
| Cable Tie Mounting Pad | Grainger | 6EEE6 | 1.25 inch L x 1 inch W x 0.28 inch H |
| Dispensing Syringe | Grainger | 5FVE0 | 10 mL with Luer-Lock Connection |
| Fabric Mesh Netting | 1 mm mesh | ||
| Flow Indicator | Grainger | 8RH52 | 5/16 to 1/2 inch connection size, paddle wheel style |
| Tygon Tubing | Tygon | E-3603 | ID: 5/16, OD: 7/16, wall: 1/16 |
| Wood Frame | 10 feet of 2 inch x 3/4 inch | ||
| Zip Tie | >5inch | ||
| Vaporizer Interface (Budget Alternative to Manifold): | |||
| Dispensing Syringe | Grainger | 5FVE0 | 10 mL with Luer-Lock Connection |
| Commercial Manifold and Vaporizers: | |||
| 1/4 inch Equal Barbed Y Connector | Somni Scientific | BF-9000 | |
| 1/8 inch NPT to 1/4 inch Barbed Elbow (Plastic) | Somni Scientific | BF-9004 | |
| AIR 0-4 LPM Flowmeter w/ black knob | Somni Scientific | FP-4002 | |
| Flowmeter auxiliary mounting bracket | Somni Scientific | NonInvPart | |
| Medical Air, 1/8 inch NPT Male x DISS Male | Somni Scientific | GF-11012 | |
| TT-2 Table Top Anesthesia System, built in dual diverter valve system. Includes 6' color coded tubing X2. (Vaporizer not Included) | Somni Scientific | TT-17000 | |
| Tec 7 Isoflurane Vaporizer | GE Datex-Ohmeda | 1175-9101-000 | Agent-specific vaporizer (Isoflurane) |
| Tec 7 Sevoflurane Vaporizer | GE Datex-Ohmeda | 1175-9301-000 | Agent-specific vaporizer (Sevoflurane) |
References
- Jevtovic-Todorovic, V., et al. Early exposure to common anesthetic agents causes widespread neurodegeneration in the developing rat brain and persistent learning deficits. The Journal of Neuroscience. 23 (3), 876-882 (2003).
- Vutskits, L., Xie, Z. Lasting impact of general anaesthesia on the brain: Mechanisms and relevance. Nature Reviews Neuroscience. 17 (11), 705-717 (2016).
- McGurk, L., Berson, A., Bonini, N. M. Drosophila as an in vivo model for human neurodegenerative disease. Genetics. 201 (2), 377-402 (2015).
- Rand, M. D. Drosophotoxicology: The growing potential for Drosophila in neurotoxicology. Neurotoxicology and Teratology. 32 (1), 74-83 (2010).
- Olufs, Z. P. G., Loewen, C. A., Ganetzky, B., Wassarman, D. A., Perouansky, M. Genetic variability affects absolute and relative potencies and kinetics of the anesthetics isoflurane and sevoflurane in Drosophila melanogaster. Scientific Reports. 8, 2348 (2018).
- Stollings, L. M., et al. Immune modulation by volatile anesthetics. Anesthesiology. 125 (2), 399-411 (2016).
- Yamaguchi, M., Yoshida, H. Drosophila as a model organism. In Drosophila Models for Human Diseases., edited by. , Springer. Singapore. 1-10 (2018).
- Hoffmann, J. A.
- Buchon, N., Silverman, N., Cherry, S. Immunity in Drosophila melanogaster-From microbial recognition to whole-organism physiology. Nature Reviews Immunology. 14 (12), 796-810 (2014).
- Shaughnessy, M. R., Hofmeister, E. H. A systematic review of sevoflurane and isoflurane minimum alveolar concentration in domestic cats. Veterinary Anaesthesia and Analgesia. 41 (1), 1-13 (2014).
- Olufs, Z. P. G., Ganetzky, B., Wassarman, D. A., Perouansky, M. Mitochondrial complex I mutations predispose Drosophila to isoflurane neurotoxicity. Anesthesiology. 133 (4), 839-851 (2020).
- Johnson-Schlitz, D., et al. Anesthetic preconditioning of traumatic brain injury is ineffective in a Drosophila model of obesity. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 381 (3), 229-235 (2022).
- Schiffman, H. J., Olufs, Z. P. G., Lasarev, M. R., Wassarman, D. A., Perouansky, M. Ageing and genetic background influence anaesthetic effects in a D. melanogaster model of blunt trauma with brain injury. British Journal of Anaesthesia. 125 (1), 77-86 (2020).
- Scharenbrock, A. R., Schiffman, H. J., Olufs, Z. P. G., Wassarman, D. A., Perouansky, M. Interactions among genetic background, anesthetic agent, and oxygen concentration shape blunt traumatic brain injury outcomes in Drosophila melanogaster. International Journal of Molecular Sciences. 21 (18), 6926 (2020).
- Fischer, J. A., Olufs, Z. P. G., Katzenberger, R. J., Wassarman, D. A., Perouansky, M. Anesthetics influence mortality in a Drosophila model of blunt trauma with traumatic brain injury. Anesthesia & Analgesia. 126 (6), 1979-1986 (2018).
- Katzenberger, R. J., et al. A Drosophila model of closed head traumatic brain injury. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (44), E4152-E4159 (2013).
- Katzenberger, R. J., et al. A method to inflict closed head traumatic brain injury in Drosophila. Journal of Visualized Experiments. (100), e52905 (2015).
- Loewen, C. A., Ganetzky, B. Mito-nuclear interactions affecting lifespan and neurodegeneration in a Drosophila model of Leigh syndrome. Genetics. 208 (4), 1535-1552 (2018).
- Johnson-Schlitz, D., et al. Anesthetic preconditioning of traumatic brain injury is ineffective in a Drosophila model of obesity. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 381 (3), 229-235 (2022).
- Li, H., et al. Isoflurane postconditioning reduces ischemia-induced nuclear factor-kappaB activation and interleukin 1beta production to provide neuroprotection in rats and mice. Neurobiology of Disease. 54, 216-224 (2013).
- Leibovitch, B. A., Campbell, D. B., Krishnan, K. S., Nash, H. A. Mutations that affect ion channels change the sensitivity of Drosophila melanogaster to volatile anesthetics. Journal of Neurogenetics. 10 (1), 1-13 (1995).
- Tinklenberg, J. A., Segal, I. S., Guo, T. Z., Maze, M. Analysis of anesthetic action on the potassium channels of the Shaker mutant of Drosophila. Annals of the New York Academy of Sciences. 625, 532-539 (1991).
- Gamo, S., Ogaki, M., Nakashima-Tanaka, E. Strain differences in minimum anesthetic concentrations in Drosophila melanogaster. Anesthesiology. 54 (4), 289-293 (1981).
- Campbell, J. L., Nash, H. A. The visually-induced jump response of Drosophila melanogaster is sensitive to volatile anesthetics. Journal of Neurogenetics. 12 (4), 241-251 (1998).
- Perouansky, M., Hentschke, H., Perkins, M., Pearce, R. A. Amnesic concentrations of the nonimmobilizer 1,2-dichlorohexafluorocyclobutane (F6, 2N) and isoflurane alter hippocampal theta oscillations in vivo. Anesthesiology. 106 (6), 1168-1176 (2007).
