需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

小鼠异位与原位气管移植模型用于研究闭塞性气道疾病的形成

13.5K 次观看

⸱

DOI:

10.3791/1437

⸱

2010年1月20日

 ,  ,  ,  ,  , 

本文内容

摘要

本视频展示并比较了两种用于研究小鼠闭塞性气道疾病(OAD)发生发展的实验模型,即异位和原位气管移植模型。

摘要

闭塞性细支气管炎(OAD)是肺移植术后影响长期生存的主要并发症(1-7)。

为了研究气管狭窄(OAD)的病理生理学、治疗及预防方法,已开发出多种啮齿类动物气管移植的不同动物模型(1-7)。本文采用两种已建立的气管移植模型——异位移植模型和原位移植模型,并阐述它们的优势与局限性。

在异位模型中,供体气管被包裹于受体的大网膜内,而在原位模型中,供体气管则通过端对端吻合进行连接。

在两种模型中,均已证实出现组织学上类似于临床 OAD 的闭塞性病变(1-7)。

本视频展示了如何在小鼠中进行异位和原位气管移植技术,并通过组织学方法比较两种模型中闭塞性细支气管炎(OAD)发生的时间进程。

方案

  1. 雄性 Balb/C 小鼠(8-12 周龄)购自德国苏尔茨费尔德的 Charles River Laboratories。小鼠在常规条件下饲养,自由摄取标准小鼠饲料和饮水。
  2. 使用 2% 异氟烷进行麻醉。

供体准备

  1. 剃除腹部毛发,并使用贝塔碘伏消毒该区域。
  2. 在显微镜下,从喉部水平至胸骨做正中颈部切口。
  3. 清除皮下脂肪和带状肌,以清晰暴露气管。
  4. 将气管从周围组织(如食管、神经、动脉和结缔组织)中仔细分离。
  5. 完整切除整段气管(从喉部至气管分叉处)。
  6. 用冷生理盐水冲洗移植物,并将移植材料保存于4°C环境中。
  7. 气管获取后,通过颈椎脱位法对供体实施安乐死。

受体:异位移植

  1. 在切口部位周围较大范围内剃除腹部毛发,并使用贝塔碘(betadine)消毒三次,随后用酒精脱碘。应使用眼用软膏润滑眼睛,以防止角膜干燥。
  2. 行正中剖腹术,并将肠管置于无菌湿润手套内。
  3. 仔细铺开展大网膜。将移植物置于中央位置,并使用8-0缝线(Prolene, Ethicon, Germany)单针固定。
  4. 用大网膜完全覆盖移植组织,并使用一根8-0缝线(Prolene, Ethicon, Germany)将移植物固定。
  5. 将肠管复位回腹腔内,在关闭切口前用温热的无菌生理盐水冲洗。
  6. 分两层关闭切口——腹壁层和皮肤层,肌肉层使用7-0 Prolene连续缝合,皮肤层使用7-0 Vicryl连续缝合。

受体:原位移植

  1. 在切口周围较大范围内剃除腹部毛发,并使用碘伏(betadine)和酒精交替消毒三次。应使用眼用软膏润滑眼睛,以防止角膜干燥。
  2. 分离带状肌,以充分暴露喉气管复合体。
  3. 仔细从周围组织中解剖气管,注意保护喉返神经。
  4. 在环状软骨远端第3个气管环处切断气管。动物通过气管造口维持生理呼吸。
  5. 确保受体及移植物的气管切缘整齐。
  6. 将移植物置于受体气管缺损之间,并调整方向以保持解剖极性。
  7. 使用8-0 Prolene缝线(Ethicon,德国)将供体移植物与远端(纵隔侧)气管吻合。后壁采用连续缝合方式,前壁则采用间断缝合完成。
  8. 清除气道内的任何分泌物。
  9. 近端吻合以与远端相同的方式完成。
  10. 确认气道完整性及自主呼吸充分。
  11. 复位带状肌,并使用6-0 Vicryl缝线(Ethicon,德国)以连续缝合方式关闭皮下组织和皮肤层。
  12. 对受体动物采用注射麻醉,因此动物将通过气管维持生理呼吸。小鼠腹腔注射麻醉使用丙泊酚、美托咪定和芬太尼,剂量分别为75/1/0.2 mg/kg。

生物组织中的气管重建实验;显示气道植入过程的序列。
图1:供体气管。
1A:制备后原位的供体气管。
1B:切除的供体气管。
1C:离体后的供体气管。

显示内部结构的手术过程图像;标识组织和缝线。
图 2:异位移植模型。
2A:移植物置于大网膜中央。
2B:移植物两端各用单针缝线固定。
2C:将移植物包裹于大网膜内,并用单针缝线固定。

喉部解剖过程;手术方法;声带检查的实验装置。
图3:原位模型。
3A:移植物置于受体气管缺损之间,后壁以连续缝合方式吻合。
3B:前壁通过单根缝线完成缝合。

组织切片,染色组织;显微镜图像;A和B的比较分析
图4:组织学分析。
4A:异位移植气管术后28天的H&E染色结果(15倍放大)。注意管腔完全闭塞(100%)。
4B:原位移植气管术后60天的H&E染色结果(15倍放大)。最大管腔闭塞程度约为45%。

异位气管移植模型原位气管移植模型
优势+ 易于操作
+ 28天后管腔闭塞伴完全气道阻塞
+ 操作者不对动物进行身体接触
+ 移植物的物理通气
+ 可进行吸入给药
+ 强烈的免疫学反应,例如异源反应性 IgM 抗体的产生
+ 生理性的胸腔环境
+ 气管-气管吻合术模拟临床情境
缺点- 移植气管无通气
- 无法评估吸入性病原体
- 黏液纤毛清除功能抑制及分泌物滞留
- 腹膜微环境而非胸腔环境
- 需要外科培训
- 管腔闭塞,60天后管腔阻塞率约45%
- 动物可能出现阻塞性气道疾病(OAD)症状

表1:异位与原位气管移植的优缺点。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

小鼠具有多种转基因和基因敲除模型,因此适用于研究与OAD相关的机制性问题(4)。
本视频展示的两种气管移植模型均可作为研究OAD发展的可靠模型。
然而,每种模型都有其优势和局限性。

异位气管移植操作简便,无需特殊的外科手术培训(3, 5)。异位移植后,管腔闭塞进展迅速,通常在28天后出现完全性气道阻塞(3, 4, 6)。由于动物机体不依赖于异位移植的气管,因此气道闭塞(OAD)的发展不会对其身体功能造成影响。

一个缺点是移植气管缺乏通气功能(7, 6),因此无法评估吸入性病原体的影响(3, 7)。由于黏膜纤毛清除功能受到抑制且分泌物滞留,实验结果可能与临床闭塞性细支气管炎(OAD)中观察到的生理反应不同(7)。腹腔微环境与胸腔环境不同,这也可能导致结果出现差异(3)。

进行原位气管移植需要接受手术培训,且移植气管的管腔闭塞在60天后出现,而异位模型中则在28天后出现(3, 7...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

Sonja Schrepfer 已获得德国研究基金会(Deutsche Forschungsgemeinschaft,DFG)的研究资助(SCHR992/3–1)。

所有动物均按照《实验室动物护理原则》接受人道护理,动物实验严格遵循国家医学研究学会制定的指南和规定,以及美国国立卫生研究院出版的《实验室动物护理与使用指南》(美国国立卫生研究院出版物85-23,1985年修订版)。

所有动物均购自查尔斯河实验室公司(德国苏尔茨费尔德),并在汉堡埃彭多夫大学医院的动物饲养设施中进行饲养。动物可自由摄取标准饲料和水。

致谢

作者感谢 Christiane Pahrmann(实验室管理员)。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

参考文献

  1. Adams, B., Berry, G., Huang, X., Shorthouse, R., Brazelton, T., Morris, R. Immunosuppressive therapies for the prevention and treatment of obliterative airway disease in heterotopic rat trachea allografts. Transplantation. 69, 2260-2266 Forthcoming.
  2. Adams, B., Brazelton, T., Berry, G., Morris, R. The role of respiratory epithelium in a rat model of obliterative airway disease. Transplantation. 69, 661-665 Forthcoming.
  3. Deuse, T., Schrepfer, S., Reichenspurner, H., Hoyt, G., Fischbein, M., Robbins, R., Pelletier, M. Techniques for experimental heterotopic and orthotopic tracheal transplantations – when to use which model; Transplant Immunology 17. , 255-261 (2007).
  4. Hele, D., Yacoub, M., Belvisi, M. The heterotopic tracheal allograft as an animal model of obliterative bronchiolitis. Respiratory Research. 2, 169-183 Forthcoming.
  5. Hertz, M., Jessurun, J., King, M., Savic, S., Murray, J. Reproduction of the obliterative bronchiolitis lesion after heterotopic transplantation of mouse airways. American Journal of Pathology. 142, (1993).
  6. McDyer, J. Human and murine obliterative bronchiolitis in transplant. Proceedings of the American Thoracic Society. 4, 37-43 Forthcoming.
  7. Schrepfer, S., Deuse, T., Hoyt, G., Sheikh, A., Hoffmann, J., Reichenspurner, H., Robbins, R., Pelletier, M. Experimental orthotopic tracheal transplantation: the stanford technique. Microsurgery. 27, 187-189 (2007).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

探索更多文章

异位模型原位模型小鼠气管手术技术组织学分析管腔闭塞大网膜端-端吻合