为了利用RIDL®（携带显性致死基因昆虫释放）系统实现对埃及伊蚊（Aedes aegypti）的种群压制，需要大量释放雄性蚊子。这要求采用大规模饲养技术和设备，以建立可靠的系统，获得最大数量的高质量雄性蚊子。
本文内容
摘要
摘要
为了战胜蚊虫，人们正在不断寻求新的技术和方法。近年来分子技术的进步催生了基于“昆虫不育技术”（SIT）的新型创新蚊虫控制方法1-3。其中一种名为RIDL （携带显性致死基因的昆虫释放技术）4的控制方法即以SIT为基础，但采用基因手段避免了辐射灭菌的需要5-8。携带RIDL 基因的埃及伊蚊（Ae. aegypti）菌株已在开曼群岛的大规模实地试验中取得成功9,10；目前全球多个国家正在计划或已开展进一步的实地应用。
昆虫的大规模饲养已在多个物种中建立，饲养规模可达每周数十亿只。然而，在蚊虫中，饲养通常在较小规模下进行，大多数大规模饲养工作是在20世纪70年代和80年代完成的。对于RIDL 项目，希望尽可能减少释放雌性蚊虫，因为它们会叮咬并传播疾病。在大规模饲养项目 中，生产待释放雄蚊包括多个阶段：产卵、将卵饲养至化蛹，然后在释放前将雄蚊与雌蚊分离开。这些雄蚊随后用于RIDL 防控项目 ，以蛹或成虫形式释放11,12。
使用 RIDL 技术抑制蚊子种群 需要饲养大量高质量的成年雄性个体13,14. 以下描述了OX513A（一种RIDL）大规模饲养的方法 菌株 埃及伊蚊 8, 用于释放及生产卵和大量饲养RIDL所需的技术 用于控制项目的雄性个体。
引言
蚊子可传播多种病原体，导致人类患上多种疾病，而控制这些蚊子数百年来一直是一场持续不断的斗争。基于化学和生物方法的昆虫控制策略虽已取得一些显著成效，但在许多情况下，长期控制效果并不可持续。例如，巴西曾在20世纪50年代成功根除Ae. aegypti，但过去40至50年间该蚊种再次入侵。造成这一现象的原因众多，包括杀虫剂抗性的产生、环境破坏、防控项目 实施不力15-20，以及缺乏充分监测或应对措施导致的快速再入侵。
人们正在寻求新的技术和方法，以期赢得这场对抗蚊虫的战斗。 分子技术的最新进展推动了基于昆虫不育技术（Sterile Insect Technique, SIT）的新型创新蚊虫防控方法的发展1-3。一种名为RIDL （携带显性致死基因的昆虫释放技术，Release of Insects carrying a Dominant Lethal）4 的防控方法即以SIT为基础，但采用基因手段避免了辐射不育的需要。目前已针对多种害虫物种构建了RIDL 品系，包括Ae. aegypti5-8。一种Ae. aegypti的RIDL 品系已在开曼群岛成功进行了田间试验9,10；目前全球多个国家正在计划或已开展进一步的田间应用。 利用RIDL 压制蚊虫种群需要大量高质量的雄性成虫进行人工繁育3,14。
对于一项SIT项目 通常只释放雄性个体被认为更为理想，因为雌性蚊子会叮咬并传播疾病。此外，释放的不育雄性可能会受到同时释放的雌性干扰，从而降低防控项目的成效 效果。在大规模田间试验中，释放仅含雄性的经辐照地中海实蝇，其效果被证明比雌雄混合释放高出3至5倍。21.
在一种 RIDL 中 大规模繁殖项目中，生产待释放雄性个体需经历多个阶段。 首先是生产释放代所需的卵图1）。接下来的步骤是将卵培育至蛹期或成虫期，期间需将幼虫与蛹分离，并将雄蛹挑出。 从雌性蛹中分离。大规模将雄性与雌性分开需要两性在某一特定生活史阶段存在可用于批量分选的差异22。在 埃及伊蚊 （以及其他蚊虫物种）雄性和雌性蛹之间存在显著的大小差异，这一特征可用于性别分离技术。经分选后的 RIDL 随后在控制项目中释放雄性个体 以蛹或成虫的形式11,12.
以下描述了OX513A品系（一种RIDL）大规模饲养的方法 菌株 埃及伊蚊， 用于释放。所述方法涵盖了生产卵和RIDL所需的技术 用于控制项目的雄性个体。
方案
昆虫饲养室要求
1. 概述
- 大规模饲养包含多个阶段，每个阶段均在大规模饲养单元的不同区域进行。图1展示了饲养的主要阶段及其在大规模饲养设施中的位置。
2. 昆虫饲养室的生物安全考虑
- 该项目已获得圣保罗大学动物伦理委员会的批准。 巴西及所有必要的许可和批准均已获得。
- The RIDL 系统采用条件性致死机制；膳食补充剂（四环素）可阻止RIDL的表达 系统可实现昆虫的大规模饲养；在无四环素的条件下，蚊子将死亡。四环素在蚊子的繁殖场所中并不存在。 埃及伊蚊 在野外，逃逸个体产生的任何后代都无法存活。 这比使用通过其他方法灭活的野生型（WT）昆虫提供了更高的安全性即 辐射）。
- 使用双门进出，并在昆虫饲养室设置“仅限授权人员进入”标识和防虫纱网。所有窗户应密封，以避免野生型昆虫污染种群，并防止饲养室内昆虫逃逸。
- 当地法规和主管部门可能有特定的附加或替代性要求。应在早期阶段联系相关主管部门以获取信息或指导，并在建立RIDL之前取得所有必要的许可和批准。 昆虫饲养室中的菌株
- 昆虫大规模饲养室应仅用于RIDL 饲养。不得存在其他品系或昆虫。这是为了避免对RIDL造成污染 菌株及病原体污染可能影响雄性个体的适应性和存活率，从而降低释放雄性个体的生产力和有效性。
3. 昆虫饲养室设计
- 图2展示了巴西Biofábrica Moscamed昆虫饲养室的平面布局。
- 所有房间的温度保持在26 °C ± 2 °C，相对湿度约为70–80%，并采用荧光灯管提供12:12小时的光暗循环。
- 该平面图可根据具体空间需求进行调整，例如，释放规模将决定整体面积。但卵的生产、幼虫饲养与分选、质量控制（QC）以及成虫释放应划分为四个独立区域：卵生产种群区、释放代饲养区、质量控制区和成虫释放储存区。
- 卵生产种群室（约20 m2）用于为释放代生产卵。
- 质量控制区用于开展实验，以检测操作流程及RIDL 品系的适合度，包括 孵化率、蛹数、蛹大小的测定，以及分选和去除雌性效果的评估。此外，还通过偏移测定法检测荧光标记和表型的存在，以评估野生型（WT）污染情况，并测量致死效应。
- 释放代饲养室（约36 m2）需具备足够空间用于放置饲养盘以及幼虫和蛹的分选操作。饲养盘置于专门设计的铝制架子上。室内需配备较大的工作台和水槽用于饲养与分选，另需一个大型水槽用于清洗饲养盘和笼具。水槽的废水排放口安装了过滤捕获装置，以防止活体蚊虫通过下水道逃逸。
- 所有用于饲养盘的水均通过排水管排出，排水管中设有带网筛的隔间，可防止任何发育阶段的昆虫逃逸。
- 需设置专门区域用于储存待释放的成虫（成虫释放储存区，图2），该区域应配备货架，用于放置释放装置，以便成虫在释放前完成成熟过程。
大规模饲养RIDL的生产方法：
卵生产种群用于产生释放代（图1）中成虫所需的卵。这两种饲养方法有许多相似之处，但也存在一些明显差异。两种流程中相同的部分仅在卵生产种群部分进行描述。
卵子生产群体
4. 幼虫生产
雄性不育（OX513A RIDL）品系繁殖群用于为释放代生产纯合的OX513A RIDL 卵8。严格的质量控制可确保所提供的卵具有良好的存活率、适应性以及品系完整性。
- 孵化的刺激因素是处于低溶解氧水平的水中。为降低水中的氧气含量，将水加热至沸腾，立即取400 ml注入500 ml玻璃瓶（瓶口周长74 mm）中，旋紧瓶盖，室温下静置数小时使其冷却。
- 加入1 g 将卵放入装有沸水的罐子中，重新密封并静置一小时。将内容物转移至含有2 L水的托盘中，在昆虫饲养条件下静置过夜。
- 将孵化出的幼虫放入已知体积的水中，使用磁力搅拌器和搅拌子充分搅拌，以便取样；但剧烈或长时间搅拌会损伤幼虫，应尽量减少。孵化幼虫的标准用水体积为1 L，但幼虫密度超过300个/mL时难以准确计数，且可能造成伤害。因此，每升水中孵化的虫卵数量不应超过约300,000个。 水。
- 通过取三份1 ml的样品，置于吸水海绵上方带有1 cm方格的吸水纸上，以吸收多余的水分，测定孵化率。 通过观察三个方格内孵化卵的缺失卵盖，统计孵化和未孵化卵的数量。预期孵化率约为80-90%。
- 取四份1 ml的等分试样，分别放入四个黑色称量皿中（幼虫为白色，在黑色背景下更易观察），用肉眼计数各皿中存活幼虫的数量；建议使用计数器进行计数。根据每毫升平均幼虫数量，计算每个培养皿所需添加的水量，以获得每皿所需的幼虫数量。
- 不同品系和物种的幼虫饲养密度可能存在显著差异。同时，比较RIDL也具有重要意义。 成年雄性体型与野生型雄性相当；理想情况下应接近或大于野生型雄性体型的 RIDL 能够与野生雄性成功竞争的雄性。因此，对于每种 RIDL 幼虫的理想密度需要确定，需在饲养空间限制和生产规模之间进行权衡。我们发现，幼虫密度在0.1–2.5条/毫升范围内较为适宜。 产量与质量的良好结合；Medici 也对此进行了讨论23.
- 将幼虫加入托盘中。在我们的设施中，使用的托盘尺寸约为 53 cm × 37 cm 8厘米（长×宽×高）以及达到生产所需幼虫密度的水量。
- 向培养皿中加入四环素储备液（3 mg/ml 水溶液），按1:100稀释，以获得所需的终浓度30 µg/ml
- 用薄片状鱼食喂养幼虫（www.sera.de每日一次，研磨成细粉。 表1 显示了在上述昆虫饲养条件下，按每只幼虫每天毫克数计算的典型饲喂方案。在适宜的分选日前，持续饲喂幼虫。
5. 幼虫与蛹以及雌/雄蛹的分选
- 孵化8天后，将幼虫与蛹分离，以区分幼虫和蛹。随后对蛹进行雄性性别筛选。使用一种称为平板分离器的装置24,25 能够区分幼虫、雄性蛹和雌性蛹。 图3 展示了使用该板式分离器将幼虫与雄性和雌性蛹分离的方法。
- 使用底部带网筛的量匙，用500只或更多的蛹进行校准，然后用其设置饲养笼，并估算所产生的雄性和雌性蛹的总数。
- 分选的第一天（第8天），大多数蛹为雄性，因此将已分选的幼虫放回托盘，继续饲养至第二天，此时大多数蛹为雌性（图4).
- 每天重复上述2.1-2.3步骤中的分选过程，直至所有幼虫化蛹或至工作周结束。
- 将1,000只雄性蛹（使用量匙）放入笼中，第9天时向同一笼中加入3,000只雌性蛹（我们使用高30 cm、直径30 cm的PVC管，顶部加装网筛并设有网状开口以便操作；也可使用BugDorm提供的30 cm × 30 cm × 30 cm塑料饲养笼）。
- 让成虫交配至少2天，并在湿润的棉球上提供蔗糖溶液（10%） 随意 在吸血前收集卵，持续两周（约两个 gonotrophic 周期），每周进行两次血液饲喂。每笼 3,000 只雌蚊可平均获得约 143,000 枚卵（平均每只雌蚊产卵 48 枚）。若每周需生产 400 万枚卵，则每周需设置约 28 个蚊笼。
6. 血液喂养
- 一种铝板饲喂系统每周为笼具提供两次血液。在铝板（10 cm × 10 cm × 3 mm）的一侧，使用帕拉膜（Parafilm）在表面形成一个血液储存袋图5）。为促进取食，将加热后的豆袋置于饲血板上方以加热血液。豆袋由约250克小麦粒装入布袋制成，在微波炉中加热约10秒。我们用于饲喂的血液取自当地屠宰场；由于这些动物（主要是山羊和绵羊）供人类食用，均经过病原体检测以确保安全。
- 雌蚊吸血后第三天，为其提供产卵场所供其产卵。产卵场所为一个圆形塑料容器，内装约 ¼ 用清水浸湿的滤纸覆盖容器内壁。两天后移除产卵位点。为获得最大产卵量，需确保滤纸覆盖容器内所有可用表面，并始终保持湿润。
- 移除卵纸并将其置于吸水纸上，在昆虫饲养条件下干燥；卵需要在高湿度（超过70%）环境中至少进行48小时的预处理。 卵产下后，只要保持高湿度，可在昆虫饲养室中存放长达3个月，孵化率仅略有下降。25.
- 产卵种群需要具备足够规模，以满足每周释放计划所需的卵量。上述设施在每周设置28个笼具的情况下，可生产约400万枚卵。建议储备足够的卵，以确保至少可维持4周的释放代及产卵种群的供应。
释放生成
7. 幼虫生产
释放代的孵化、饲养和分选过程与之前所述的卵产量群体方法相同。然而，生产规模要大得多，因此需要更多的托盘和更多的人力投入。
8. 分选幼虫、雄性蛹和雌性蛹
- 幼虫、雄性蛹和雌性蛹的分选方法与卵产量实验中所述方法相同。
- 在分选出雄性蛹后，释放前必须检查是否存在雌性污染；雌性比例不应超过1%。取三份各500个蛹的样品（三个随机取样的蛹量勺），统计其中雌性蛹的数量。雌性蛹通常体型大于雄性，且可通过生殖瓣形态的差异进行鉴别（图6）27。若发现雌性比例超过1%，应重新分选并再次检查。
- 仅使用第8天和第9天的雄性蛹用于释放；其余幼虫和蛹均需进行高压灭菌处理。在巴西，此类废弃物必须按照医疗废物的方式处理，但其他国家的规定可能有所不同。由于质量控制、饲养条件以及大规模操作带来的污染风险较高、质量控制较低等原因，不得将释放代次中的雌性蛹和幼虫用于卵产量种群的维持。
释放前成虫储存：将雄虫放入释放装置中，使其羽化并成熟后再进行释放。本方法未涵盖释放装置的具体细节，但我们使用的释放装置容量约为1000只雄虫。释放方法的详细信息（释放装置和释放系统）不在本方法的讨论范围内。
结果
预期的生产期化蛹结果如图4所示。雄性首先化蛹，化蛹高峰出现在孵化后第8天，雌性化蛹高峰则出现在第9天。测量该化蛹曲线对于确定雄性和雌性分选的最佳时间至关重要。
超过6个月对雌雄蛹进行分选的结果显示，雌性污染率平均为0.02%（图5；标准误SEM = 0.004%）。该污染率意味着在一个月的释放过程中仅释放了约400只雌蚊（共释放约两百万只雄蚊）。目前每周产卵量为400万枚，其中350万枚用于孵化以维持种群繁殖和生产，其余保存作为备用。约11%的卵用于建立产卵种群，其余用于释放代的生产。卵的平均孵化率为87.3%（SEM = 0.5%），从L1幼虫到雄蛹的平均产出率为29.5%（SEM = 1.2）。每周培育两百万只幼虫用于释放代种群，可产生约57.1万只雄蛹（SEM = 1.4万）。蛹期及成虫在羽化和释放过程中的平均死亡率为5%，因此每周可释放约54.3万只成年雄蚊（SEM = 1.3万）。预计通过进一步优化以减少浪费和储存损失，当前每周400万枚卵的生产能力可降低至约300万枚/周。整个生产过程共需6名工作人员，其中4人负责释放代的生产，另外2人负责卵种群的维护。
质量控制
质量控制对于维持成虫质量、提高饲养效率、节约人力和降低成本至关重要。
转基因表型调控
为了验证RIDL基因的表达，需进行两个对照实验：首先检测荧光标记的表达，其次检测在无四环素条件下RIDL致死性状的表达。所有幼虫均应表达荧光标记。为检查荧光标记是否按预期表达，使用配备DsRed2滤光片（Texas Red）的Leica MZFLIII体视显微镜检查2,000头一龄幼虫，以确定是否存在不发荧光的个体。在无四环素的情况下，RIDL基因会表达，预期有3-4%的个体可存活至成虫8。为验证此结果，每个释放批次额外设置一个不含四环素的饲养盘。与常规饲养的唯一区别是在第6天起将食物量减少2/3，因为死亡幼虫导致的食物残留积累可能引起过度的细菌生长。
饲养对照
从释放代中随机选取四个托盘，分别进行分拣和计数。每天记录每个托盘中雄性和雌性蛹的数量（图4）。若雄性和雌性数量与预期值存在偏差，则表明可能存在影响生产效率和/或适应性的潜在问题，可通过与卵群数据进行比较，以帮助确定问题来源。
蛹的测量
蛹的大小已被证明与成虫大小相关28。作为成虫大小的质量控制指标，需从释放代中每批分选当日至少测量30只雄性蛹的头胸部宽度；对于产卵种群，则还需测量雌性蛹。释放雄虫的平均头胸部宽度为1.05 mm（标准误SEM 0.005），产卵种群的雄性和雌性平均头胸部宽度分别为1.04 mm（SEM = 0.006）和1.29 mm（SEM = 0.006）；在白纹伊蚊（Ae. albopictus）的大规模饲养中也获得了类似结果24。
图1. 用于RIDL/SIT项目的蚊子大规模饲养各阶段。 卵生产种群具有高度的质量控制，以确保提供给释放代的卵的质量。卵在释放种群中培育至蛹阶段，随后将雄性与雌性分离。成年雄性个体则用于RIDL防控项目。
图 2. 用于生产释放计划中 RIDL 雄性蚊虫的饲养设施示意图。 高质量的卵在卵生产种群室中持续产生，随后在释放代次室中培育至蛹阶段。幼虫和蛹被分离后，蛹通过性别分选获得雄性个体。雄性个体随后被放入释放装置中，并在成虫储存与释放室中发育为成虫，以备释放。
图3. 使用平板分离器分离幼虫、雄性蛹和雌性蛹26。 平板分离器利用幼虫、雄性蛹和雌性蛹之间的大小差异，对这三种不同的发育阶段进行分选；通常幼虫体型小于雄性蛹，而雄性蛹又小于雌性蛹。该装置由两块玻璃板组成；其中一块固定在倾斜的金属框架上，另一块置于第一块玻璃板之上，并可通过四个调节螺钉相对于下层板移动（A）。通过调节这四个螺钉，可使外层玻璃板与后板形成一定角度，从而在两板之间形成一个向下逐渐变窄的楔形空间。将幼虫和蛹倒入两块玻璃板之间（B），并用软管轻轻冲洗（C）。通过调节玻璃板的角度，可实现幼虫、雄性蛹和雌性蛹的分离（D）。在持续冲洗的同时逐步增大玻璃板的倾斜角度，可使幼虫首先被冲出（进入筛网），随后是雄性蛹，最后是雌性蛹。
图 4. 大规模饲养的RIDL Ae. aegypti 的化蛹曲线。 该图表显示了在23周的观察期内，大规模饲养的RIDL雄性和雌性蛹的平均化蛹百分比，每周回收约135,000个蛹。误差线 = 平均值的标准误，n = 23。在首次收集（第8天）时，我们在5天内从托盘中回收的全部蛹中，平均获得59%的雄性和30%的雌性蛹。
图5. 分选雄性蛹的平均雌性污染情况。 该图表显示了在孵化后第8天进行雄性分选过程中，连续六个月每月平均雌性污染百分比的变化情况。
图6. 铝板式血液饲喂系统。 该铝板（B）表面覆盖一层帕拉膜（Parafilm）（A），将血液用移液器注入膜下形成的小袋中，然后密封（D）。将铝板置于笼具上方，并在其顶部放置加热过的豆袋（C）进行加热（E）。
图7. 区分雄性和雌性 埃及伊蚊 蛹 埃及伊蚊 蛹的性别可根据生殖突形状的差异进行可靠区分（位于蛹腹部末端桨状结构下方的腹节处）。此外，雄性个体通常比雌性个体小。
表 1. Ae. aegypti RIDL 幼虫的一般饲喂方案（每只幼虫每日摄食量，单位：mg）。 实际所需食物总量可通过将本表数值乘以每盘幼虫总数计算得出。
讨论
RIDL 是一种有效且环境安全的蚊虫控制方法3,29-31。该技术可纳入综合害虫管理计划 ，且与大多数现有的控制方法兼容，包括幼虫杀灭剂、孳生地减少和成虫杀灭剂。本方法描述了如何每周生产多达570,000只RIDL 雄性蛹，用于埃及伊蚊（Ae. aegypti）的防控；据我们所知，这是首次报道在此规模上生产转基因蚊子。20世纪60年代和70年代曾为野生型埃及伊蚊（Ae. aegypti）开发过一些可比的生产系统25，但此后尚未有同等规模的生产报道。在巴西，从2011年2月至2012年2月期间共释放了约1100万只雄蚊。所需释放雄蚊的数量取决于多种因素，包括野生种群的规模、释放雄蚊的扩散能力、释放后雄蚊的存活率及其交配竞争力，以及环境条件。 以往研究表明，RIDL 可使蚊子种群数量减少至少80%9。
在大规模生产中，需要在生产规模和成本与雄蚊质量之间取得平衡。例如，增加幼虫密度可以通过减少所需空间、降低劳动力投入和缩短化蛹时间来提高生产能力32。然而，过高的幼虫密度可能导致雄蚊体型变小、寿命缩短以及交配能力下降32,33。在昆虫不育技术（SIT）项目中，释放雄蚊的质量最终将通过其在野外与雌蚊交配的能力来评估。必须进行广泛的田间评价，以评估其相对于野生型雄蚊的交配竞争能力9,10。这通常使得准确判断哪些因素构成“高质量”雄蚊变得不切实际。然而，在大规模批量饲养过程中，保持生产过程的一致性和质量（在可常规评估的范围内）至关重要。这要求对所有操作流程保持高度警惕和标准化，因为微小的波动也可能产生显著影响。L1幼虫的分装是一个关键步骤，充分说明了这一点。将正确数量的幼虫分配到饲养盘中，对于生产高质量蚊虫至关重要。饲喂方案是针对特定数量的幼虫精确设计的。幼虫数量过少或过多将导致饲喂过度或不足，从而影响幼虫存活率、蛹的大小以及化蛹时间。如果说批量饲养技术存在秘诀，那就是确保生产周期中的每一个微小步骤都能持续、精确地执行，并实施严格的质量控制，正如本文所述。
披露
作者与Oxitec存在雇佣关系和/或持有Oxitec Ltd.的股权。Oxitec Ltd.与牛津大学拥有与本文主题相关的知识产权。
致谢
我们感谢巴西莫什梅德生物工厂、圣保罗州研究支持基金会（FAPESP）以及国家科学技术发展委员会（CNPq）提供的资金支持。 我们还要感谢以下人员提供的帮助：Miriam dos Santos、Gildeane Silva、Gessilane dos Santos、Fabio Gonçalves、John Paul Oliveira、Luiza Garziera、José Carlos Valença。
材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| Vipan Premium | Sera GmbH | 190 | http://www.sera.de/uk/pages/products/product/sera-vipan-3.html |
| 四环素 | Sigma Aldrich | T7660 | |
| 平板分离器 | J.W. Hock | 5412 | http://www.johnwhock.com/download/manuals/instr_5412_separator.pdf |
| Parafilm M | 佩基尼塑料包装 | PM-996 | |
| 用于释放代饲养的托盘（53 cm x 38 cm x 8 cm） | Pleion | 0757 | |
| 荧光显微镜 | 徕卡显微系统 | MZ FLIII | http://www.leica-microsystems.com/fileadmin/downloads/Leica%20MZ%20FLIII/Brochures/M1-160-0de.pdf |
| 成虫饲养笼 | BugDorm | DP1000 | http://bugdorm.megaview.com.tw/bugdorm-1-昆虫饲养笼-30x30x30-厘米-单个装-p-29.html |
| 滤纸 | CELAB |
参考文献
- Dyck, V., et al. Sterilizing Insects with Ionizing Radiation. Sterile Insect Technique. , Springer. Netherlands. 233-268 (2005).
- Dyck, V., Hendrichs, J., Robinson, A. S., Klassen, W., Curtis, C. History of the Sterile Insect Technique.. Sterile Insect Technique. , Springer. Netherlands. 3-36 (2005).
- Alphey, L., et al. Sterile-insect methods for control of mosquito-borne diseases – an analysis. Vector Borne Zoonotic Dis. 10, 295-311 (2010).
- Thomas, D. D., Donnelly, C. A., Wood, R. J., Alphey, L. S. Insect population control using a dominant, repressible, lethal genetic system. Science. 287, 2474-2476 (2000).
- Fu, G., et al. Female-specific insect lethality engineered using alternative splicing. Nat. Biotechnol. 25, 353-357 (2007).
- Fu, G., et al. Female-specific flightless phenotype for mosquito control. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 4550-4554 (2010).
- Gong, P., et al. A dominant lethal genetic system for autocidal control of the Mediterranean fruitfly. Nat. Biotechnol. 23, 453-456 (2005).
- Phuc, H. K., et al. Late-acting dominant lethal genetic systems and mosquito control. BMC Biol. 5 (11), (2007).
- Harris, A. F., et al. Successful suppression of a field mosquito population by sustained release of engineered male mosquitoes. Nat. Biotechnol. 30, 828-830 (2012).
- Harris, A. F., et al. Field performance of engineered male mosquitoes. Nat. Biotechnol. 29, 1034-1037 (2011).
- Bailey, D. L., Lowe, R. E., Dame, D. A., Seawright, J. A. Mass rearing the genetically altered MACHO strain of Anopheles albimanus Wiedemann. Am. J. Trop. Med. Hyg. 29, 141-149 (1980).
- Benedict, M. Q., et al. Colonisation and mass rearing: learning from others. Malar. J.. 8 Suppl 2 (S4), (2009).
- Alphey, L. Re-engineering the sterile insect technique. Insect Biochem. Mol. Biol. 32, 1243-1247 (2002).
- Wise de Valdez,, R, M., et al. Genetic elimination of dengue vector mosquitoes. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 4772-4775 (2011).
- Macoris Mde,, L,, et al. Resistance of Aedes aegypti from the state of Sao Paulo, Brazil, to organophosphates insecticides. Mem. Inst. Oswaldo Cruz. 98, 703-708 (2003).
- Campos, J., Andrade, C. F. Larval susceptibility of Aedes aegypti and Culex quinquefasciatus populations to chemical insecticides. Rev. Saude Publica. 37, 523-527 (2003).
- Gubler, D. J. Resurgent vector-borne diseases as a global health problem. Emerg. Infect. Dis. 4, 442-450 (1998).
- Harris, A. F., Rajatileka, S., Ranson, H. Pyrethroid resistance in Aedes aegypti from Grand Cayman. Am. J. Trop. Med. Hyg. 83, 277-284 (2010).
- Lima, J. B., et al. Resistance of Aedes aegypti to organophosphates in several municipalities in the State of Rio de Janeiro and Espirito Santo. Am. J. Trop. Med. Hyg. 68, Brazil. 329-333 (2003).
- Paris, M., et al. Persistence of Bacillus thuringiensis israelensis (Bti) in the environment induces resistance to multiple Bti toxins in mosquitoes. Pest Manag. Sci. 67, 122-128 (2010).
- Rendon, P., McInnis, D., Lance, D., Stewart, J. Medfly (Diptera: Tephritidae) genetic sexing: large-scale field comparison of males-only and bisexual sterile fly releases in Guatemala. J. Econ. Entomol. 97, 1547-1553 (2004).
- Papathanos, P. A., et al. Sex separation strategies: past experience and new approaches. Malar. J.. 8 Suppl 2 (S5), (2009).
- Medici, A., et al. Studies on Aedes albopictus larval mass-rearing optimization. J. Econ. Entomol. 104, 266-273 (2011).
- Focks, D. A. An improved separator for the developmental stages, sexes and species of mosquito (Diptera Culicidae). J. Med. Entomol. 17, 567-568 (1980).
- Fay, R. W., McCray, E. M., Kilpatrick, J. W. Mass production of sterilized male Aedes aegypti. Mosquito News. 23, 210-214 (1963).
- Christophers, S. R. Aedes aegypti the yellow fever mosquito: Its life history, Bionomics and Structure. , Cambridge University Press. (2009).
- Jones, J. C. A simple method for sexing living Anopheles Larvae (diptera, culicidae). Ann. Entomol. Soc. Am. 50, 104-106 (1957).
- Koenraadt, C. J. M. Pupal Dimensions as Predictors of Adult Size in Fitness Studies of Aedes aegypti (Diptera Culicidae). J. Med. Entomol. 45, 331-336 (2008).
- Alphey, L., Nimmo, D., O'Connell, S., Alphey, N. Insect population suppression using engineered insects. Adv. Exp. Med. Biol. 627, 93-103 (2008).
- Alphey, N., Bonsall, M. B., Alphey, L. Modeling resistance to genetic control of insects. J. Theor. Biol. 270, 42-55 (2011).
- Atkinson, M. P., et al. Analyzing the control of mosquito-borne diseases by a dominant lethal genetic system. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 9540-9545 (2007).
- Bargielowski, I., Nimmo, D., Alphey, L., Koella, J. C. Comparison of life history characteristics of the genetically modified OX513A line and a wild type strain of Aedes aegypti. PLoS One. 6 (e20699), (2011).
- Bargielowski, I., Alphey, L., Koella, J. C. Cost of mating and insemination capacity of a genetically modified mosquito Aedes aegypti OX513A compared to its wild type counterpart. PLoS One. 6 (26086), (2011).
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