使用荧光显微镜和流式细胞术对 Bacillus subtilis 生物膜进行单细胞分析

摘要

微生物生物膜通常由不同类型的特化细胞亚群构成。对这些亚群进行单细胞分析需要使用荧光报告系统。本文中，我们描述了一种利用荧光显微镜和流式细胞术对B. subtilis生物膜中的多个亚群进行可视化和监测的实验方案。

摘要

生物膜的形成几乎是所有细菌的普遍特性 ^1-6。当细菌形成生物膜时，细胞被包裹在主要由蛋白质和胞外多糖以及其他因子组成的胞外基质中^7-10。包裹在生物膜内的微生物群落通常会分化出具有特定功能的不同亚群细胞^11-17。这些亚群在生物膜内共存，并通常表现出空间和时间上的有序结构 ^18-21。

模式生物Bacillus subtilis中的生物膜形成需要分化出具有特定功能的细胞亚群。其中，基质产生亚群负责产生并分泌生物膜的胞外基质，对生物膜的形成至关重要^11,19。因此，基质产生细胞的分化是B. subtilis生物膜形成的一个标志性特征。

我们利用荧光报告基因来观察并量化B. subtilis生物膜中基质产生细胞的亚群^15,19,22-24。具体而言，我们发现基质产生亚群会响应自身产生的胞外信号分子表面活性素而发生分化²⁵。有趣的是，表面活性素由一类特化的细胞亚群产生，该亚群不同于基质产生细胞亚群¹⁵。

本报告详细阐述了在生物膜中可视化和量化基质产生亚群及表面活性素产生亚群所需的技术方法 B. subtilis将用于基质生成和表面活性素生成的基因的荧光报告系统插入染色体中 B. subtilis报告基因仅在特定细胞的亚群中表达。随后，可利用荧光显微镜和流式细胞术对这些亚群进行监测（见图1）。

在细菌多细胞群体中，不同特化细胞亚群共存的现象，使我们对原核生物基因表达调控有了新的认识。本实验方案针对这一现象进行研究，可轻松适配于其他任何研究模型，以阐明微生物群落内表型异质性的分子机制。

方案

1. 标记B. subtilis及生物膜形成实验

1. 通过PCR扩增目的基因的启动子区域。我们以P_tapA的克隆为例，该启动子调控负责产生TasA基质蛋白的基因²⁶。将P_tapA克隆至pkm008载体中（由美国波士顿哈佛医学院Rudner实验室构建）（图2）。
2. 通过酶切消化线性化质粒（推荐使用XhoI酶）。
3. 按照Harwood和Cutting先前描述的一步法协议，诱导枯草芽孢杆菌（B. subtilis）168菌株的自然感受态²⁷。
4. 将线性化质粒加入感受态细胞培养物中，孵育2小时后筛选壮观霉素抗性菌株。
5. 获得的菌株通过双交换重组将构建体插入到枯草芽孢杆菌（B. subtilis）的中性amyE 位点（图4）。为构建双标记菌株，使用图3所示的质粒pDR183，将第二个报告基因整合至中性位点lacA。采用上述用于pKM008克隆报告基因插入的相同技术进行该报告基因的插入。
6. 通过SPP1噬菌体转导协议^28,29，将报告基因从168菌株转移至能够形成生物膜的NCIB3610菌株。在TY培养基（LB+10 mM MgSO₄+10 μM MnSO₄）中培养供体菌株。取200 μl培养物与100 μl噬菌体储存液稀释液混合。孵育30分钟后加入3 ml软琼脂，于37 °C培养使噬菌斑形成。
7. 收集软琼脂，离心后将上清液经0.22 μm滤膜过滤。用此上清液感染在TY培养基中培养的受体菌株培养物（取30 μl加入10 ml、1:10稀释的培养物中）。孵育30分钟，24小时后筛选抗生素抗性菌株。
8. 挑取单菌落，在LB培养基中37 °C过夜培养。
9. 取3 μL过夜培养物点种于含1.5%琼脂的固体生物膜诱导培养基MSgg上³⁰。于30 °C培养72小时（图3）。培养三天后，MSgg琼脂表面形成的生物膜在琼脂表面展现出复杂的形态结构。

2. 生物膜分散与细胞固定

1. 使用牙签或镊子从MSgg琼脂表面去除生物膜。生物膜的质地应能使其以完整的一片从琼脂表面剥离。
2. 将生物膜置于3 ml PBS缓冲液中，通过反复吹打移液管或针头使其分散。或者，可采用温和超声处理进行生物膜分散。温和超声处理需设置为12次脉冲，输出功率为3，振幅持续0.7秒。
3. 在进行单细胞分析前固定样品。将300 μL细胞悬液重悬于1 ml 4%多聚甲醛溶液中，并在室温下孵育恰好七分钟。
   4%多聚甲醛溶液的配制成分：
   2 g 多聚甲醛
   50 ml PBS缓冲液
   4 μl 10 N NaOH
   通过0.22 μm滤膜过滤溶液并分装
4. 固定后用PBS缓冲液洗涤细胞三次，然后将其重悬于300 μL PBS缓冲液中。

3. 荧光显微镜

1. 倒入 200 μL 在载玻片上铺一层0.8%琼脂糖，然后轻轻盖上另一张载玻片。2分钟后轻柔地移除上层载玻片，以获得附着在底部载玻片上的一层琼脂糖。
2. 斑点 2 μL 在琼脂糖层表面固定细胞，并用显微镜盖玻片覆盖。
3. 将样品置于荧光显微镜下观察。我们使用配备 Leica CRT6000 照明系统的 Leica DMI6000B 荧光显微镜。YFP 的滤光片参数为：激发光 Ex: BP500/20，发射光 Em: BP535/30；CFP 的滤光片参数为：激发光 Ex: BP426/20，发射光 Em: 480/40
4. 暴露您的样品 将激发荧光时间设定在50-200毫秒之间。根据阴性对照设置激发时段，阴性对照在实验所选条件下应无荧光信号。
5. 将荧光图像与明场下获得的同一图像进行对照。将两幅图像合并为一张图片。通过流式荧光显微镜使用携带报告基因P的单标记菌株获得的结果_tapA-YFP 在图6中展示。

4. 使用流式细胞术对单细胞进行定量分析

1. 使用轻度超声处理分散固定后的细胞样品。对样品进行两轮、每轮12次脉冲的超声处理，输出功率设为5，振幅持续0.7秒，以将细胞团块分散为单个细胞，同时避免细胞裂解。通过光学显微镜观察确认细胞分散效果。
2. 在进行流式细胞术分析前，用PBS缓冲液将样品按1:100稀释。我们使用的流式细胞仪为BD FACS Canto II。对于YFP荧光检测，采用488 nm激光激发，搭配530/30滤光片；对于CFP荧光检测，采用405 nm激光激发，搭配408/40滤光片。
3. 使用两个阴性对照对流式细胞仪进行校准。不含悬浮细胞的PBS缓冲液样品应作为流式细胞仪检测颗粒大小的阴性对照；未标记荧光报告分子的样品应作为流式细胞仪荧光灵敏度的阴性对照。
4. 将标记有荧光报告分子的样品放入流式细胞仪中。对每个样品，至少分析50,000个事件，流速控制在每秒300至3000个事件之间。
5. 使用FACS Diva软件（BD Biosciences）采集数据，并用FlowJo 8.5.2软件进行分析。将荧光信号相对于无荧光表达的对照样品进行归一化参考。
6. 以双轴图形式展示单标记菌株的荧光信号数据。横轴（X轴）表示检测到的荧光信号强度，纵轴（Y轴）表示表达不同荧光水平的细胞数量。使用携带报告基因P_tapA-YFP的单标记菌株进行流式细胞术分析所得结果如图8所示。
7. 以三轴图形式展示双标记菌株的荧光信号数据。将所监测的两个通道的荧光信号分别绘制在X轴和Y轴上（例如，GFP信号在X轴，CFP信号在Y轴），Z轴表示表达各报告分子的细胞数量，并以垂直于纸平面的等高线形式呈现（图9和图10）。

4. 典型结果

当 B. subtilis 在生物膜诱导培养基 MSgg 平板上于 30 °C 培养 3 天后，可观察到生物膜的形成³⁰。该生物膜结构致密，能够以完整的一片从琼脂表面剥离。此外，生物膜呈现出复杂的形态结构，表明其中存在不同的细胞亚群（图 5）。例如，生物膜中胞外基质的产生会导致菌落表面形成皱褶，这一特征可与基质产生亚群细胞的分化相关联¹⁹。同样，生物膜表面形成气生结构提示存在孢子形成亚群细胞，因为孢子定位于这些结构的顶端区域³⁰。

图6和图7分别展示了使用荧光显微镜观察单标记和双标记菌株中细胞分化的示例。单标记菌株携带荧光报告基因P_tapA-CFP，该报告基因在产生基质的细胞亚群中表达。该亚群负责产生并分泌构成生物膜的胞外基质（图6）。双标记菌株携带报告基因P_tapA-CFP²⁶以及额外的报告基因P_srfAA-YFP³¹。第二个报告基因可用于监测负责分泌信号分子表面活性素（surfactin）的细胞亚群，该信号分子可触发信号级联反应，从而诱导基质产生细胞的分化（图7）。基质产生细胞亚群以伪蓝色显示，而表面活性素产生细胞亚群以伪黄色显示。

图8展示了使用携带报告基因P_tapA-YFP的单标记菌株进行的流式细胞术分析。未携带任何荧光蛋白基因的未经处理对照菌株仅显示一个相对荧光强度较低的单一菌群。在非生物膜诱导条件下，携带P_tapA-YFP的细胞未分化出基质产生亚群，整个菌群均表现为较低的相对荧光强度。而在生物膜诱导条件下，出现了一个相对荧光强度较高的细胞亚群，表现为低相对荧光峰右侧的一个肩峰²³。

使用双标记菌株进行流式细胞术分析所得结果如图9和图10所示。图9利用双标记菌株P_tapA-CFP, P_srfAA-YFP监测了基质产生亚群和表面活性素产生亚群。以不含任何荧光蛋白基因的菌株作为空白荧光对照。接着，我们使用单标记菌株作为对照，在每个荧光通道中分别检测基质产生亚群和表面活性素产生亚群。双标记菌株P_tapA-CFP, P_srfAA-YFP显示出两个表达高水平荧光报告基因的细胞亚群。每个亚群均被框出，表明在两种特化细胞亚群之间，荧光报告基因的表达无重叠¹⁵。类似地，使用双标记菌株P_skf-YFP, P_tapA-YFP的流式细胞术分析结果如图10所示。skf基因的报告基因用于监测“食同类者”亚群的分化³²，该亚群已被报道与基质产生亚群协同分化²⁴。在此情况下，双标记菌株显示出单一的荧光细胞亚群，同时表达YFP和CFP，表明这两种细胞分化通路在同一亚群中被协同激活。

图1. 实验总体方案。 本实验方案分为三个主要步骤。第一步需用报告基因融合系统对枯草芽孢杆菌（B. subtilis）菌株进行标记，以监测目标亚群；第二步，在诱导生物膜形成的条件下培养标记后的菌株；第三步，将生物膜分散，并利用荧光显微镜和流式细胞术对菌群进行单细胞分析。

图2. 整合载体pKM008的示意图。 该载体通过双交换重组将目标报告基因融合片段整合到中性位点amyE。将目标启动子（P_tapA）利用限制性酶切位点EcoRI和HindIII克隆至载体中。随后，cfp基因的表达由启动子P_tapA调控。质粒中基因的方向以箭头表示。

图 3. 整合载体 pDR183 的示意图。 该载体通过双交换重组将目标报告基因融合片段整合到中性位点 lacA。目标融合片段（P_tapA-cfp）通过限制性酶切位点 EcoRI 和 BamHI 克隆至载体中。质粒中基因的方向以箭头表示。

图 4. 报告基因通过双交换重组整合至 B. subtilis 染色体的示意图。（A） B. subtilis 染色体含有两个中性位点 amyE 和 lacA，可用于整合报告基因融合片段，且不影响生物膜的发育。（B） pKM008 质粒的双交换重组过程。线性化质粒通过双交换重组整合至 B. subtilis 基因组中，报告基因融合片段以稳定方式整合至中性位点。

图5. 生物膜的形成 B. subtilis NCIB3610 菌株生物膜形成的进程 B. subtilis NCIB 3610 在 MSgg 生物膜诱导培养基中于 37°C 培养三天时 30 °C每隔12小时拍摄一次生物膜发育的连续图像。

图 6. 在荧光显微镜下观察基质产生亚群。 采集 B. subtilis P_tapA-cfp 生物膜的样品，固定后在荧光显微镜下观察。经 200 ms 荧光激发后，可见一部分细胞发出的荧光强于其他细胞。我们将该细胞亚群视为基质产生细胞亚群。比例尺为 3 μm。

图 7. 在荧光显微镜下观察基质产生亚群和表面活性素产生亚群。 对生物膜中双标记菌株 B. subtilis P _tapA-cfp、P_srfAA-yfp 的样品进行固定，并在荧光显微镜下观察。250 ms 的曝光时间显示出两个荧光强度高于其他细胞的亚群。其中一个亚群表达 YFP，仅通过 YFP 通道检测到（伪彩色显示为黄色），此为表面活性素产生亚群；另一亚群表达 CFP，仅通过 CFP 通道检测到，此为基质产生亚群。比例尺为 3 μm。

图 8. 利用二维流式细胞术定量分析基质产生亚群。 通过流式细胞术检测枯草芽孢杆菌 B. subtilis P_tapA-yfp 生物膜分散后的细胞。流式细胞仪记录了 50,000 个事件，每个事件的荧光信号均被监测。Y 轴表示计数的细胞数量，X 轴表示 YFP 信号强度。细胞在 LB 培养基中培养以获得非诱导生物膜形成的条件，在 MSgg 培养基中培养以获得诱导生物膜形成的条件。基质产生亚群仅在诱导生物膜形成的条件下发生分化。本图改编自 López et al., PNAS (2009) 106:280-285。

图9. 利用三维流式细胞术定量分析基质产生亚群和表面活性素产生亚群。 所监测通道的荧光信号显示在X轴（YFP）和Y轴（CFP）。Z轴表示表达各报告基因的细胞数量，以垂直于纸面的等高线形式量化。本实验监测的事件数为50,000个。左上图显示不含荧光蛋白基因的背景荧光对照。右上图使用单标记菌株P_srfAA-YFP，在YFP荧光通道中检测表面活性素产生亚群（黄色框内）。左下图使用单标记菌株P_tapA-CFP，在CFP荧光通道中检测基质产生亚群（蓝色框内）。右下图监测双标记菌株P_tapA-CFP, P_srfAA-YFP，显示出两个亚群，分别用黄色和蓝色框标出。本图改编自López et al., Genes and Development (2009) 23:1631-1638。

图10. 利用三维流式细胞术定量分析基质产生亚群与食同类细胞亚群。 监测的荧光通道信号显示在X轴（YFP）和Y轴（CFP）上。本实验监测的事件数量为50,000。右上图显示在单标记菌株P_skf-YFP中，YFP荧光通道检测到的食同类细胞亚群（黄色框内）。左下图显示在单标记菌株P_tapA-CFP中，CFP荧光通道检测到的基质产生细胞亚群（蓝色框内）。双标记菌株P_tapA-CFP, P_skf-YFP仅在X轴与Y轴对角线上显示一个细胞亚群（绿色框内）。该亚群因同时表达两种报告基因，故在YFP和CFP通道中均可检测到。López et al., Genes and Development (2009) 23:1631-1638。

讨论

细菌群落中存在表达特定基因组合的细胞亚群，这一事实表明了微生物群落的复杂性^33,34。本方案有助于确定任何目的基因的表达是否局限于微生物群落内特定的特化细胞亚群。由于传统基因表达监测方法或微阵列分析仅能评估整个微生物群落的基因表达水平，通常无法捕捉群落内部基因表达的波动，因此可视化这些亚群需要开发新技术。

荧光显微镜与流式细胞术在细胞类型分析中具有理想的互补性，可结合提供定性与定量信息，从而明确目标亚群的特征。两种技术各自的局限性使得它们在确保测量准确性方面需要相互参照。以荧光显微镜为例，荧光细胞信号的强度（有时还包括亚群的大小）会因激发样品所用曝光时间的不同而变化（通常在50至200毫秒之间）。而对于流式细胞术而言，细菌细胞体积较小限制了检测灵敏度，部分细菌无法被有效监测。由于细胞尺寸的限制，报告基因所发出的荧光信号必须足够强才能被检测到；正因如此，我们在检测低表达水平报告基因的细胞时曾遇到困难。然而，目前新型流式细胞仪具备更高的检测灵敏度，使我们能够更精确地监测细菌群体。此外，检测限的进一步提高还将使细胞分选分析成为可能，从而分离出我们感兴趣的目标细胞亚...