酶联免疫吸附试验（ELISA）可轻松转化为Luminex xMAP检测，通过多重检测的优势，可同时筛选多种抗体以确定最佳抗体组合，从而提高检测灵敏度和动态范围，同时降低检测成本。
本文内容
摘要
摘要
酶联免疫吸附测定法（ELISA）长期以来一直是生命科学研究和临床诊断中检测生物样本中目标分析物的主要工具。然而，ELISA存在一些局限性。该方法通常在96孔微孔板中进行，每个孔需包被捕获抗体，因而需要相对大量的样本才能捕获目标抗原。孔的表面积较大，且捕获抗体以疏水方式结合，可能导致非特异性结合并增加背景信号。此外，大多数ELISA依赖酶介导的信号放大以达到可接受的灵敏度，但这种放大作用并不总是线性的，因此可能使结果产生偏差。
在过去的15年中，出现了一项新技术，它兼具ELISA的优点，同时实现了更高的通量、更强的灵活性、更少的样本用量和更低的成本，且实验流程相似1, 2。Luminex xMAP技术是一种基于微球（微珠）阵列的平台，可支持单重和多重检测，适用于蛋白质和核酸分析3-5。与ELISA相比，该技术将捕获抗体共价固定在更小的表面积上，因而所需捕获抗体更少，样本用量也更小，同时显著降低了非特异性结合。在处理脑脊液、滑膜液等样本量有限的样本时，较小的样本用量尤为重要6。通过检测的多重化，可进一步减少对样本量的需求，从而利用单一样本获得多个检测结果。
Luminex 近期推出了多项改进，包括：新型 MAGPIX 系统，这是一款体积更小、成本更低、更易于使用的分析仪；低浓度磁性 MagPlex 微球，无需昂贵的滤板，且其工作浓度更适用于检测方法开发和低通量应用；以及 xMAP 抗体偶联（AbC）试剂盒，该试剂盒包含将微球与目标捕获抗体偶联所需的方案、试剂和耗材。（详见材料部分中关于试剂盒内容的详细列表。）
在本实验中，我们将一种预优化的TNF-α细胞因子ELISA检测方法转换至xMAP平台，并比较两种方法的性能7-11。TNF-α是一种生物标志物，用于评估自身免疫性疾病患者体内的炎症反应。
首先，将四种候选捕获抗体分别偶联到四种不同的微球集合或区域。当这四组微球混合在一起时，可同时使用四种不同的检测抗体对全部四种候选抗体进行测试，从而确定最佳的抗体配对组合，节省试剂、样本和时间。随后，根据筛选出的两组最优抗体配对构建两个 xMAP 检测体系，并将其性能与原始 ELISA 检测在信号强度、动态范围和灵敏度方面进行比较。
方案
一、试剂准备
- 抗体选择与准备
- 确定实验中将使用的抗体。
- 四种捕获抗体：特异性识别人 TNF-α，可为单克隆或多克隆抗体；均来自同一宿主物种。
- 四种检测抗体：特异性识别人 TNF-α，可为未修饰、生物素化或 PE 偶联的抗体。
- 一种验证抗体：PE 偶联，特异性识别捕获抗体的宿主物种。
- 将所有抗体按照制造商推荐的工作浓度进行重悬。
- 选择四瓶低浓度 MagPlex 微球（微珠）集合或区域，例如 Luminex 货号 MC10012-ID、MC10013-ID、MC10014-ID 和 MC10015-ID。
- 确定实验中将使用的抗体。
- 使用 xMAP 抗体（AbC）偶联试剂盒将抗体偶联至 MagPlex 微球
有关完整的偶联操作流程，请参阅 AbC 试剂盒用户手册（货号 89-00002-00-319）。（注意：光敏性微球应尽可能避免光照。）- 将 AbC 试剂盒中的试剂恢复至室温，并用所选用于偶联反应的微球区域编号标记四个反应管。将四瓶 MagPlex 微球（每瓶 1 mL 或 2.5 × 106 个微球）的内容物分别转移至四个标记好的反应管中。
- 按照 AbC 试剂盒手册中的说明，用 500 μL 活化缓冲液对每种微球悬液清洗两次。
- 根据 AbC 试剂盒手册中的操作步骤，用 480 μL 活化缓冲液、10 μL Sulfo-NHS 和 10 μL EDC 试剂活化每种微球，混匀后孵育 20 分钟。（注意：EDC 试剂必须在使用前立即用 250 μL 活化缓冲液重悬。）
- 按照 AbC 试剂盒手册中的说明，对现已“活化”的微球重复上述清洗步骤，共用 500 μL 活化缓冲液清洗三次。
- 分别配制四种溶液，每种溶液含 7.5 μg 捕获抗体（即 3 μg/百万微球），溶于活化缓冲液中。
- 将上述四种捕获抗体溶液分别加入对应的反应管中，立即涡旋混匀，并在旋转仪上孵育 2 小时。
- 对现已“偶联”的微球重复上述清洗步骤，共用 AbC 试剂盒提供的洗涤缓冲液（Wash Buffer）清洗三次，每次 500 μL。
- 最后一次清洗后，向每个反应管中加入 500 μL 洗涤缓冲液，使最终储存浓度为每毫升含 500 万个抗体偶联微球。涡旋并进行超声处理以充分分散微球。
注意：将密闭的微球管部分浸入装有去离子水的超声清洗器中，可有效完成所有清洗步骤中的超声处理。（设备详情见 材料 表。） - 将偶联后的微球储存于 2–8 °C，避光保存，待用时取出。
- 偶联微球的数量测定
- 使用细胞计数器或血细胞计数板对偶联反应后回收的微球数量进行计数。具体操作请参考计数仪器的用户手册。偶联反应的回收率通常超过 90%。
- 偶联效果验证
- 通过制备各微球批次的测试溶液来验证偶联是否成功，每种测试液在检测缓冲液（含 1% BSA 的 PBS）中的最终浓度为 100 个微球/μL。同时在检测缓冲液中配制藻红蛋白（PE）标记的抗物种 IgG 验证抗体，稀释至 4 μg/mL。
- 将每种测试溶液各取 50 μL 加入 96 孔圆底板的四个孔中，共 16 个孔。然后向其中 8 个孔加入 50 μL 检测缓冲液以测定背景信号，向其余 8 个孔加入 50 μL 稀释后的验证抗体。
- 使用多通道移液器轻轻吹打数次以混匀反应液。盖上板盖，在板式振荡器上室温孵育 30 分钟。
- 将板置于磁力板架上 1–2 分钟，使微球沉降。然后将板迅速倒置于废液容器上方，强力甩去上清液。
- 使用磁力板架，每次向各孔加入 100 μL 检测缓冲液并移除上清液，重复此清洗步骤两次。
- 使用多通道移液器轻轻吹打 5 次，将微球重悬于 100 μL 检测缓冲液中。
- 在 Luminex xMAP 仪器（如 MAGPIX 仪器）上进行分析。该反应的荧光信号强度与微球表面蛋白含量成正比，从而可快速评估偶联至微球上的蛋白相对量。
- 将生物素偶联至未修饰抗体以用于检测
- 若使用未修饰的检测抗体，需使用 Thermo Fisher EZ-Link Sulfo-NHS-LC-Biotin 试剂（目录号 PI-21335）并按照产品说明书中的方法对其进行生物素化。生物素化后的检测抗体可在后续检测步骤（步骤 III.6）中与链霉亲和素-藻红蛋白（SA-PE）结合，从而可在 xMAP 分析仪中被检测。
II. 检测设置
- 为确定哪种微球在xMAP检测中效果最佳，将每种微球各取10 μL加入到含1% BSA的0.96 mL PBS中（检测缓冲液，见材料表），制备四种微球的初始混合液。
- 用检测缓冲液将每种检测抗体稀释至1 μg/mL，制备检测抗体溶液。
- 用检测缓冲液将R&D Systems TNF-α蛋白标准品配制成2000 pg/mL。
- 将链霉亲和素-藻红蛋白（SA-PE）（提供浓度为1 mg/mL）用检测缓冲液稀释至8 μg/mL。
三、抗体筛选
- 在96孔Costar圆底板的16个孔中，每孔加入50 μL抗体偶联微球混合物，用于筛选实验。
- 在16个孔中的8个孔中加入50 μL检测缓冲液，用于测定背景信号。
- 在其余8个孔中加入50 μL R&D Systems TNF-α标准品（浓度为2,000 pg/mL），用于测定反应信号。
- 在室温下避光震荡孵育1小时，使用酶标板振荡器进行震荡。
- 向四个孔（两个背景孔和两个反应孔）中各加入50 μL四种检测抗体中的一种，室温避光震荡孵育30分钟。
- 向所有孔中各加入50 μL SA-PE试剂，室温避光震荡孵育15分钟。
- 将板置于磁力板分离器上1分钟，然后用力倒置板以移除液体。
- 向16个孔中每孔加入100 μL检测缓冲液，将板置于磁力板分离器上1分钟，然后在分离器上保持倒置以彻底移除液体。
- 向16个孔中每孔加入100 μL检测缓冲液，使用Luminex MAGPIX仪器读取数据，并参考用户手册进行正确操作。
- 选择一对能够满足所需信号强度的抗体组合。
IV. xMAP 功能检测
- 选择最佳捕获抗体后，将100 μL该抗体偶联的磁珠储备液（来自步骤 I.B.8）用检测缓冲液（Assay Buffer）稀释至10 mL。
- 将50 μL稀释后的磁珠加入两个Costar圆底96孔板的78个孔中。（78孔 × 2板 = 156孔）每个板用于评估不同检测抗体的性能。
- 使用R&D Systems TNF-α标准品制备12点标准曲线，浓度范围从8000 pg/mL至4 pg/mL。将每种稀释液各取50 μL加入每个板中的6个复孔中，并在每个板中设置6个仅含50 μL检测缓冲液的背景孔，共计每板78孔。
- 将板在室温下避光孵育1小时，同时在检测板振荡器上振荡。
- 向第一块板的全部78个孔中各加入50 μL第一种检测抗体；在第二块板的所有孔中加入50 μL第二种检测抗体，重复相同操作。
- 将两块板在室温下避光孵育30分钟，同时在检测板振荡器上振荡。
- 向每块板的所有孔中各加入50 μL SA-PE试剂。
- 将两块板在室温下避光孵育15分钟，同时在检测板振荡器上振荡。
- 将板置于磁板分离器上1分钟，然后在分离器上用力倒置板以去除液体。
- 向每块板的78个孔中各加入100 μL检测缓冲液；将板置于磁板分离器上1分钟，然后用力倒置板去除液体。
- 向每块板的78个孔中各加入100 μL检测缓冲液，并按照仪器用户手册的操作说明，在MAGPIX仪器上进行分析。
V. ELISA 检测
- 按照 R 试剂盒附带的说明进行操作&D Systems 人 TNF-α/TNFSF1A DuoSet ELISA 试剂盒 (R&D 部件号 DY210），测量随 R 试剂盒提供的标准品所产生的反应&D 型试剂盒。用 R 替代后，重复 ELISA 检测三次&D系统使用不同供应商的捕获抗体和检测抗体进行检测。为简便起见，建议按供应商配对使用抗体（例如，Millipore捕获抗体配Millipore检测抗体，Abcam捕获抗体配Abcam检测抗体，以此类推）。
- 根据ELISA实验设计，使用三种TNF-α蛋白标准品分别独立评估每一对样本。
VI. 代表性结果
本方案展示了如何将典型的ELISA实验转换至xMAP平台，同时利用该技术的多重检测能力快速优化检测方法。本示例所使用的ELISA试剂盒为R&D Systems公司的人肿瘤坏死因子-α（TNF-α）DuoSet ELISA试剂盒（R&D 货号：DY210）。
除了试剂盒中提供的抗体对之外，还同时使用 xMAP 平台评估了来自不同来源的另外三对抗体（参见材料表）。其中四种抗体被指定为捕获抗体，并与 MagPlex 低浓度微球偶联。另外四种抗体被指定为检测抗体；其中三种购自商业化的生物素偶联形式，第四种则按照本方案所述方法进行生物素标记。
本研究中所选用的抗体基于可获得性及供应商情况。然而，在实际应用中，应根据使用者个人偏好以及该抗体既往使用效果来选择抗体。尽管本实验未验证某种抗体作为捕获抗体与检测抗体的适用性，但本方案可轻松修改以实现该目的。
采用Luminex xMAP多重检测方法，通过混合四组偶联了TNF-α抗体的MagPlex微球，同时评估全部四种捕获抗体。每种生物素标记的检测抗体分别与四种捕获抗体逐一组合进行测试，从而可同时确定一种检测抗体与四种捕获抗体之间的相互作用。通过平行进行的四组此类检测，全面确定了四种检测抗体与四种捕获抗体之间的所有相互作用。图1展示了这些筛选检测的比较数据。
结果表明，R&D Systems DuoSet 的抗体对表现最佳，其响应值达到 6183 中位荧光强度（MFI）单位。同时观察到，Millipore 的检测抗体（为 R&D 抗体对响应值的 86%）和 Abcam 的检测抗体（67%）与 R&D Systems 的捕获抗体联用时，在 xMAP 检测中也能产生较为理想的响应。而 Abcam、Millipore 和 Novus 的捕获抗体在 xMAP 检测中的响应效果则不理想。
需要注意的是，本研究的目的并不一定是为了突出特定抗体或供应商之间的差异，而仅仅是为了说明在相似条件下使用时，它们的性能存在可观察到的差异，并且xMAP平台可以提供一种高效的方法来评估这些差异。
采用R&D Systems DuoSet方案，以ELISA形式比较了四种抗体组合。所有抗体组合均使用R&D Systems方案，因其反映了当前广泛使用的典型ELISA方案，且与xMAP技术所用方案类似。ELISA检测结果显示，R&D Systems的抗体组合再次表现出最佳效果（图2）。Abcam的抗体组合未产生任何信号，而Millipore和Novus的抗体组合仅产生微弱信号。
为了评估抗体与标准品反应性的任何差异，使用来自三家不同供应商的三种重组TNF-α蛋白标准品对全部四对抗体进行了测试（参见材料表）。图2中的数据显示，三家供应商提供的重组TNF-α蛋白标准品结果相当。
使用 R&D Systems 的 TNF-α 蛋白生成 ELISA（表 1）和 xMAP 检测（表 2 和表 3）的标准曲线。ELISA 检测使用 R&D Systems 的抗体对进行，而 xMAP 检测则使用 R&D Systems 的捕获抗体，以及来自 R&D Systems 或 Millipore 的检测抗体。将 R&D Systems 的 TNF-α 蛋白稀释，以产生 8000 至 4 pg/mL 范围内的不同浓度。在 xMAP 检测中，只有使用 R&D Systems 抗体对时获得了预期结果，其反应信号 >20,000 MFI，如 表 2 和 图 3 所示。当使用 Millipore 的检测抗体替代 R&D Systems 的检测抗体进行 xMAP 检测时（表 3），其反应信号（6,000 MFI）约为使用 R&D Systems 检测抗体时的 30%，如 图 3 所示。
表1中的数据代表ELISA的标准曲线，其制造商推荐的TNF-α检测范围为16至1000 pg/mL。该范围非常有限，因为在1000 pg/mL浓度下，光密度（OD）略高于2个OD单位，而分光光度计无法测量超过3 OD的值。由于分光光度计的这一限制，无法进一步扩大ELISA检测的检测范围。此外，表1中的数据表明，R&D Systems DuoSet ELISA无法检测远低于16 pg/mL浓度的TNF-α。相比之下，xMAP检测方法结合R&D Systems的捕获抗体以及来自R&D Systems或Millipore的检测抗体，能够检测浓度低于7.8 pg/mL的TNF-α。
当以对数-对数坐标绘图时，两种方法的动态范围和灵敏度差异更为明显（图4）。ELISA反应曲线的斜率与xMAP检测反应曲线的斜率之间存在明显差异，进一步表明ELISA在高浓度和低浓度下检测TNF-α的能力均更为受限。
两种功能型 TNF-α xMAP 检测方法的检测下限（LOD）通过确定产生高于背景值且大于背景值加三倍标准差（SD）的最低 TNF-α 浓度来估算。为达到统计学显著性，xMAP 和 ELISA 方法均采用六个重复样本以确定 SD。这些 LOD 估算值较为理想化，旨在提供一种“最佳情况”的参考，需注意在常规操作条件下通常仅使用两到三个重复样本。在表 2中可以看出，使用 R&D Systems 配对抗体时，3.91 pg/mL 的最低 TNF-α 浓度产生了 66 MFI 的信号响应，高于背景值加 3SD，满足该标准。当 Millipore 检测抗体与 R&D Systems 捕获抗体配对使用时（表 3），检测下限低于 7.81 pg/mL。在此情况下，第二低的 TNF-α 浓度产生了 17 MFI 的可接受响应值，高于最低 TNF-α 浓度响应值加三倍其标准差（10 MFI + 3(2.4) = 16.29 MFI）。类似地，R&D Systems DuoSet ELISA 的检测下限估计介于 63 pg/mL 至 31 pg/mL 之间（表 1）。
图1. R&D Systems标准品（浓度为2,000 pg/mL）在四种捕获抗体（偶联至四种不同的微球区域）与四种检测抗体所有可能组合下的中位荧光强度（MFI）。 点击此处查看大图。
图 2. 四种捕获抗体与检测抗体组合对三种不同重组标准品（浓度为 1,000 pg/mL）的光密度（O.D.）检测结果。为简化实验设计，捕获抗体与检测抗体由供应商任意配对。 点击此处查看高清大图。
| R&D Systems DuoSet | |||
| pg/mL | 光密度值 (O.D.) | 标准差 (Std Dev) | +3 SD |
| 1000 | 2.084 | 0.035 | 2.187 |
| 500 | 1.328 | 0.038 | 1.441 |
| 250 | 0.787 | 0.025 | 0.863 |
| 125 | 0.476 | 0.026 | 0.554 |
| 63 | 0.304 | 0.023 | 0.374 |
| 31.3 | 0.212 | 0.025 | 0.287 |
| 15.6 | 0.167 | 0.026 | 0.244 |
| 0 | 0.118 | 0.021 | 0.182 |
表1. R&D Systems DuoSet 试剂盒说明书中指定的2倍稀释系列的光密度（O.D.）值，用于绘制标准曲线；包括标准差（SD）以及检测限（L.O.D.）的估计值，检测限范围为31.3 pg/mL至63 pg/mL。
| R&D Systems 捕获抗体与检测抗体 | |||
| pg/mL | MFI | 标准差 | +3 SD |
| 8000 | 20,320 | 463 | 21,707 |
| 4000 | 15,594 | 223 | 16,263 |
| 2000 | 11,098 | 79 | 11,336 |
| 1000 | 6,985 | 160 | 7,465 |
| 500 | 4,149 | 80 | 4,390 |
| 250 | 2,233 | 30.0 | 2,323 |
| 125 | 1,199 | 43.8 | 1,330 |
| 63 | 636 | 14.0 | 678 |
| 31.3 | 340 | 12.9 | 379 |
| 15.6 | 183 | 5.9 | 201 |
| 7.8 | 103 | 2.2 | 109 |
| 3.9 | 66 | 2.4 | 73 |
| 0 | 11 | 0.8 | 13.8 |
表2. 使用R&D Systems DuoSet中包含的抗体对，通过xMAP技术测量的标准品稀释系列的中位荧光强度（MFI），包括标准差（SD）以及估计的检测限（L.O.D.），低于3.91 pg/mL。
| R&D Systems 捕获抗体与 Millipore 检测抗体 | |||
| pg/mL | MFI | 标准差 | +3 标准差 |
| 8000 | 5,800 | 143 | 6,229 |
| 4000 | 3,881 | 120 | 4,242 |
| 2000 | 2,176 | 73 | 2,396 |
| 1000 | 1,138 | 32.1 | 1,234 |
| 500 | 578 | 31.3 | 671 |
| 250 | 289 | 6.2 | 307 |
| 125 | 142 | 3.1 | 151 |
| 63 | 75 | 5.3 | 91 |
| 31.3 | 44 | 3.3 | 54 |
| 15.6 | 28 | 2.6 | 35.5 |
| 7.8 | 17 | 1.5 | 21.2 |
| 3.9 | 10 | 2.0 | 16.3 |
| 0 | 7 | 1.4 | 11.4 |
表3. 使用R&D Systems捕获抗体和EMD Millipore检测抗体，通过xMAP技术测量的标准稀释系列的中位荧光强度（MFI）；包括标准差（SD）以及估计的检测限（L.O.D.），低于7.81 pg/mL。
图3. 两种xMAP检测方法与R&D Systems DuoSet ELISA的标准曲线。 点击此处查看大图。
图4. xMAP标准曲线与ELISA标准曲线在对数-对数尺度下的比较。 点击此处查看大图。
讨论
将ELISA检测转换为Luminex xMAP平台可以非常简单，只需将典型ELISA试剂盒中的链霉亲和素-辣根过氧化物酶（SA-HRP）替换为链霉亲和素-藻红蛋白（SA-PE），并进行性能优化即可。对于希望从头构建xMAP免疫检测方法的研究者，可通过一个简洁的实验方案实现，该方案还能快速、多重地评估抗体配对效果。xMAP检测所用试剂可通过xMAP抗体偶联试剂盒，将指定的捕获抗体偶联至MagPlex低浓度微球上而轻松制备。使用低浓度微球可在保持与高浓度微球相同检测性能的同时，降低检测开发成本。制备偶联型MagPlex微球所需时间约为3小时，远快于ELISA板孔包被所需的22至24小时，以及后续对包被孔的处理步骤。在检测灵敏度（<4 pg/mL 对比 >31 pg/mL）和动态范围（<4 pg/mL 至 >8000 pg/mL 对比 16 pg/mL 至 1000 pg/mL）方面，xMAP检测的性能也优于ELISA。酶标仪的光密度（OD）检测范围有限，通常为3或4个OD单位，这限制了检测方法动态范围的上限。
毫无疑问，并非所有抗体都适用于ELISA实验体系，也并非所有在ELISA中表现良好的抗体都能直接适用于xMAP检测体系。然而，由于xMAP检测具有多重检测能力（即可以同时进行），因此可同时评估多种捕获抗体与检测抗体的组合，以筛选出最适合用于检测的最佳配对。与只能逐对评估的ELISA开发流程相比，该方法可显著节省时间和试剂。若两种或多种抗体对的表现相当，则可进一步考虑检测的其他参数来确定其适用性（例如可获得性、成本等）。
除了 xMAP 检测在检测性能和灵活性方面有所提升外，该方法还能显著节约成本。包被一块 ELISA 板单个孔所需的推荐抗体用量为 400 ng，而用于 xMAP 检测一个孔的微球所需抗体用量仅约为 7.5 ng。因此，用于一个 ELISA 孔的抗体用量若用于 xMAP 检测，可提供超过 50 次的检测结果。对于涉及珍贵样本的应用，xMAP 同样具有显著优势。ELISA 推荐的样本体积为 100 μL，而 xMAP 检测所需的样本体积可减半，甚至更少。
总之，将ELISA检测转换为Luminex xMAP平台操作简便、高效且节省成本，同时可获得动态范围更宽、灵敏度更高的检测方法。
披露
本工作在 Luminex Corporation 完成，所用设备由 Luminex Corporation 生产。
R&D Systems 与 EMD Millipore 是 Luminex Corporation 的战略合作伙伴，获授权开发和商业化基于多重 xMAP 技术的检测方法。
致谢
本工作由 Luminex Corporation 资助。
材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 人 TNF-αTNFSF1A DuoSet ELISA 试剂盒 | R&D Systems | DY210 | 包含单克隆抗体、生物素偶联的多克隆抗体以及重组TNF-α 蛋白标准品 |
| 抗肿瘤坏死因子单克隆抗体α | Abcam | Ab18696 | 捕获抗体，克隆 CH8820 |
| 抗肿瘤坏死因子单克隆抗体α | Abcam | Ab16166 | 生物素偶联检测抗体，克隆 AS1 |
| TNF-α 蛋白 | Abcam | Ab9642 | 重组 TNF-α 蛋白标准品 |
| 抗肿瘤坏死因子单克隆抗体α | Novus | NBP1-50115 | 捕获抗体，克隆 4H31 |
| 抗TNF单克隆抗体α | Novus | NB100-78162 | 生物素偶联检测抗体，克隆 MAb11 |
| TNF-α 蛋白 | Novus | NBC1-18460 | 重组 TNF-α 蛋白标准品 |
| 抗肿瘤坏死因子单克隆抗体α | EMD Millipore | MAB1141 | 捕获抗体，克隆 3C7.2 |
| 多克隆抗体抗TNF-α | EMD Millipore | 654250 | 兔多克隆检测抗体 |
| 链霉亲和素-藻红蛋白–rythrin | 苔藓 | SAPE-001 | Luminex xMAP 检测用荧光报告试剂 |
| MAGPIX 配 xPONENT 软件 | Luminex Corporation | MAGPIX-XPONENT | Luminex 仪器 |
| xMAP 抗体偶联（AbC）试剂盒 | Luminex Corporation | 40-50016 | 包含 EDC 试剂、Sulfo-NHS 试剂、活化缓冲液、洗涤缓冲液、1.5 mL 反应管和一次性移液管 |
| MagPlex 微球，低浓度 | Luminex Corporation | MC10012-ID, MC10013-ID, MC10014-ID, MC10015-ID | 低浓度磁珠（@ 2.5 x 106 珠/毫升 |
| EZ-Link Sulfo-NHS-LC-Biotin | 赛默飞世尔科技 | PI-21335 | 未修饰检测抗体生物素化试剂盒 |
| Tecan Infinite F200 读板仪 | Tecan | ELISA 酶标仪 | |
| 磷酸盐缓冲液 | Sigma-Aldrich | P-3688 | 1% PBS-BSA，检测缓冲液 |
| 一品脱小型超声波清洗机，115 VAC | Cole-Parmer | WU-08849-00 | 产生55 kHz的有效工作频率 |
| 磁力管分离器 | Luminex Corporation | CN-0288-01 | 用于偶联洗涤步骤中的单个1.5 mL离心管磁分离 |
| 磁力板分离器 | Luminex Corporation | CN-0269-01 | 用于检测洗涤步骤中96孔板的磁分离 |
参考文献
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