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方法文章

通过荧光显微镜在活体哺乳动物细胞中监测质粒在多个世代中的复制

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DOI：

10.3791/4305

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2012年12月13日

 ,  , 
1Department of Oncology, University of Wisconsin - Madison

本文内容

摘要

本文描述了一种在活细胞中观察单个DNA分子的方法。该技术基于荧光标记的lac阻遏蛋白与已构建到目的DNA上的结合位点之间的结合。此方法可被用于在活细胞中随时间追踪多种重组DNA。

摘要

在哺乳动物细胞中能够稳定存在的天然质粒很少。其中一种是γ-疱疹病毒的基因组，包括爱泼斯坦-巴尔病毒（Epstein-Barr virus, EBV）和卡波西肉瘤相关疱疹病毒（Kaposi's Sarcoma-associated herpesvirus, KSHV），这些病毒可导致多种人类恶性肿瘤1-3。这两种病毒基因组均以受控方式复制，各自仅依赖一种病毒蛋白和宿主细胞的复制机制，并且尽管缺乏传统的着丝粒，仍可在细胞分裂时传递给子代细胞4-8。

已有大量工作采用Southern印迹和荧光in situ杂交（FISH）等方法对这些质粒基因组的复制进行表征。然而，这些方法存在局限性。定量PCR和Southern印迹可提供细胞群体中每个细胞所含质粒的平均数量信息。FISH是一种单细胞检测方法，能够揭示细胞群体中每个细胞的质粒平均数量及其分布情况，但该方法是静态的，无法提供被检测细胞的亲代或子代相关信息。

本文介绍了一种在活细胞中可视化质粒的方法。该方法基于荧光标记的乳糖阻遏蛋白与目标质粒中多个位点的结合9。目标DNA经过改造，包含约250个串联重复的乳糖操纵子（LacO）序列。LacO可被乳糖阻遏蛋白（LacI）特异性结合，该蛋白可与荧光蛋白融合。这种融合蛋白可由改造后的质粒表达，也可通过逆转录病毒载体导入细胞。通过这种方式，DNA分子被荧光标记，因而可通过荧光显微镜观察。在需要观察质粒之前，可通过在培养基中添加IPTG来阻止融合蛋白与质粒DNA结合。

该系统可对活细胞中质粒的多代行为进行监测，揭示其合成及向子代细胞分配的特性。理想的细胞应具有贴壁生长特性、易于转染，并拥有较大的细胞核。该技术已被用于确定，在每一代中，84%的EBV来源质粒被合成，其中88%新合成的质粒能够准确分配至HeLa细胞的子代细胞。在S期合成后，成对的EBV质粒被观察到与姐妹染色单体相连或相关联，直至在后期（Anaphase）姐妹染色单体分离时，这些质粒也随之分离10。目前，该方法正被用于研究KSHV基因组在HeLa细胞和SLK细胞中的复制。HeLa细胞是永生化的人上皮细胞，SLK细胞是永生化的人内皮细胞。尽管SLK细胞最初来源于KSHV病变组织，但HeLa和SLK细胞系均不天然携带KSHV基因组11。除了用于研究病毒复制外，该可视化技术还可用于探究各种DNA序列元件的添加、删除或突变对其他重组质粒DNA的合成、定位及分配的影响。

方案

1. 具有可见质粒的细胞的构建

  1. 采用标准的限制性酶切或同源重组技术，将包含约250个乳糖操纵子序列（LacO）拷贝的DNA片段插入待观察的质粒中。我们的质粒为一个约170 kbp的BAC质粒，包含卡波西肉瘤相关疱疹病毒（KSHV）的完整基因组，并编码潮霉素抗性12。
  2. 使用Lipofectamine 2000将含LacO的质粒DNA转染至哺乳动物细胞中。我们使用10 μg纯化的质粒DNA、25 μl Lipofectamine 2000、0.5 ml OptiMEM和3.5 ml DMEM，在60 mm培养皿中对HeLa和SLK细胞进行4小时的转染。
  3. 更换培养基为5 ml含10%胎牛血清的DMEM，继续培养细胞48小时。
  4. 将细胞以低密度接种于大培养皿中，并在含有抗生素选择压力的培养基中培养，以筛选成功导入质粒的细胞；我们使用含10%胎牛血清和300 μg/ml潮霉素的DMEM培养基筛选3周。
  5. 使用无菌的胰蛋白酶浸泡滤纸片，将具有潮霉素抗性的菌落转移至新的培养皿中。
  6. 当转染的克隆生长至铺满培养皿时，提取DNA进行限制性酶切和Southern印迹分析，以确认LacO质粒聚合物均一且大小符合预期。
  7. 若质粒未设计表达LacI融合蛋白，则用编码乳糖阻遏蛋白（LacI）与红色荧光蛋白（如LacI-tdTomato）融合的逆转录病毒感染合适的克隆。我们选择tdTomato而非更接近绿色荧光的蛋白，以尽量减少长时间多次曝光所引起的光毒性13。
  8. 一旦引入LacI融合蛋白，需在含200 μg/ml异丙基-β-D-硫代半乳糖苷（IPTG）的培养基中继续培养细胞，以阻止融合蛋白与DNA结合。
  9. 继续培养细胞至少3天，以确保LacI-tdTomato蛋白充分表达。
  10. 通过洗去IPTG并按如下所述观察细胞，筛选出LacI-tdTomato表达水平最佳的克隆，即能产生清晰信号且游离融合蛋白背景信号最低的克隆。

2. 成像系统的开发

我们的成像系统由配备电动载物台和 Plan-Apochromat 63x/1.4 油镜的蔡司 Axiovert 200M 显微镜组成。荧光激发光源来自 Colibri 系统的“中性白光”LED。发射光信号由 CascadeII:1024 EMCCD 相机检测。该相机为制冷型背照式相机，带有用于信号放大的增益寄存器；其暗电流为每像素每秒 0.061 个电子，量子效率大于 0.90。系统由 Axiovision 4.8 软件控制，包含 SmartExperiments 模块。在检测 tdTomato 时，我们使用蔡司滤光片组 75HE，该滤光片组可使 85% 的透射光激发荧光分子，并让 95% 的发射光通过发射滤光片。

  1. 组装一个成像系统，该系统包括倒置显微镜和EMCCD相机，用于信号的高灵敏度检测；配备LED光源，用于特定激发和快速快门控制；配备电动载物台和电动调焦臂；并通过软件控制实现长时间内多z层图像的自动采集。该系统应置于气浮台上，以隔绝振动干扰。
  2. 装配载物台顶部培养箱，以在加湿环境中维持细胞培养条件为37 °C、5–10% CO2。实验前应留出足够时间使系统达到稳定的温度，以最大限度减少实验过程中因温度变化引起的运动伪影。
  3. 使用物镜加热套，防止物镜从样品中吸走热量。

3. 标记DNA的可视化

  1. 将细胞以低于10%汇合度接种于35 mm玻璃底培养皿中，以便细胞对分裂形成的8-16个细胞的克隆之间不发生重叠。成像前至少24-48小时进行此操作，使活细胞有足够时间完成分裂。
  2. 成像开始前1至3小时，用不含选择性药物和IPTG的培养基清洗培养皿3次。该步骤可去除非活细胞，并使LacI融合蛋白结合质粒中的LacO位点。
  3. 将培养基更换为2 ml含10%胎牛血清和25 mM HEPES的DMEM培养基。
  4. 将培养皿盖替换为固定在35 mm培养皿用安装环中的CultFoil膜。该覆盖物可抑制培养基蒸发，避免因盐浓度随时间升高而导致细胞死亡。
  5. 使用微分干涉差（DIC）成像观察细胞，并在多个视野中确定细胞顶部和底部的焦平面。在每个视野中，将焦平面移至距细胞顶部约1/3深度处。将x、y、z坐标保存至已保存的载物台位置列表中。
    注意：当使用适合LacI融合蛋白的波长LED照射细胞时，质粒信号可能无法通过目镜观察到。弱信号可能仅在使用EMCCD相机时可见，该相机可通过时间积分有效放大弱信号。
  6. 在显微镜控制软件中，为每个已保存的载物台位置定义一个z轴层扫图像采集程序。选择0.35-0.50 μm的z轴步进尺寸，以实现z维度的奈奎斯特采样近似14。在细胞所在平面的上下方包含“额外”切片；这些切片有助于检测细胞周期中细胞移动后的信号，并可用于图像堆栈采集后的处理（去卷积）。根据细胞厚度不同，最终将获得包含40-60张图像的堆栈。
  7. 在显微镜控制软件中，设置时间序列实验，以30分钟间隔采集z轴层扫的明场图像（用于长期追踪细胞分裂和迁移），并以10-60分钟间隔采集荧光图像（用于观察细胞内质粒）。实验过程中避免使用DIC成像，因其所需光照强度高于标准明场成像，可能在长时间实验中导致细胞光毒性暴露。
  8. 启动软件控制的实验。确保实验过程中系统不受干扰（如碰撞、暴露于过强环境光等）。
  9. 如有必要，在实验过程中补充加湿系统的水。

4. 图像采集后的处理

  1. 检查每个z轴层叠图像和时间点的图像。裁剪掉图像中任何不需要的区域，以减少下一步的计算机处理时间。
  2. 使用去卷积算法将每个z轴层叠图像中的信号强度重新分配至其原始像素位置15。虽然该去卷积过程可基于成像系统的理论点扩散函数进行，但更优的方法是通过成像荧光微球来测量特定系统的点扩散函数，并将此实测值用于去卷积算法中。我们测量了成像系统的点扩散函数，并在AxioVision软件（AxioVision软件描述，Zeiss）中应用了约束迭代最大似然算法。
  3. 观察图像，追踪质粒在细胞周期中的强度变化和运动情况，以及质粒向子细胞的分配过程。

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结果

在代表性实验中获取的z轴层扫图像的最大强度投影如图3所示。质粒信号通常出现在z轴层扫的3-8个切片中，具体数量取决于信号代表的是单个质粒还是质粒簇。对于EBV和KSHV来源的质粒，其信号在细胞内缓慢移动，直至细胞进入有丝分裂阶段。在整个实验过程中，细胞本身会发生迁移，并在有丝分裂期间变圆并从培养皿上脱落。健康HeLa和SLK细胞的细胞周期约为24小时；完成细胞周期所需时间超过30小时的此类细胞应被视为不健康。子代细胞通常彼此靠近贴附，并在下一个细胞周期中同时进行分裂。仅应对能够明确完成一个完整细胞周期的细胞进行分析。

LacO 质粒示意图、融合蛋白显微图像、DNA 可视化实验结果。
图 1. 使质粒可见的示意图。（A）乳糖操纵...

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讨论

本文所述方法可用于在跨越多个世代的时间范围内追踪活体哺乳动物细胞中的质粒。通过限制对激发光的暴露，我们已利用这些技术将细胞从新分裂的成对细胞追踪至包含16-32个细胞的克隆群体，代表至少72小时和3次细胞分裂过程。这些实验提供了无法通过静态检测方法（如定量PCR、Southern印迹和FISH）获得的信息。

筛选具有均一结构质粒的细胞克隆至关重要，因为在使用含有重复序列（如串联的LacO重复序列）的质粒时可能发生重排。此外，优化逆转录病毒感染并筛选感染后细胞克隆以获得最佳信号强度也是必要的。表达LacI蛋白过多的细胞其细胞核内荧光背景会过高，而表达过少的细胞则信号微弱。最后，在标记视野区域以用于后续观察时，应注意细胞形态，并选择状态健康的细胞。

该技术可用于可视化几乎任何DNA分子，前提是能够通过基因工程使其包含LacO序列的串联重复。示例包括细胞染色体、天然存在的和人工的质粒，以及病毒颗粒中包装的病毒基因组。在类似于图3所示的实验中，我们发现来源于KSHV的质粒在细胞分裂过程中似乎随机分配。...

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披露

未声明任何利益冲突。

致谢

本工作由美国国立卫生研究院（NIH）和美国癌症协会（ACS）的资助支持，包括项目编号T32CA009135、CA133027、CA070723和CA022443。Bill Sugden 是美国癌症协会研究教授。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
DMEMGIBCO11965
OptiMEMGIBCO31985
胎牛血清HycloneSH30910.03
青霉素SigmaP3032
硫酸链霉素SigmaS9137
潮霉素Calbiochem400050SLK细胞使用400 μg/ml；HeLa细胞使用300 μg/ml
异丙基-β-D-硫代半乳糖苷（IPTG）Roche10 724 815 001终浓度为200 μg/ml
Lipofectamine 2000Invitrogen11668-027
HEPESGIBCO15630
玻璃底培养皿MatTekP35G-1.5-10-C
CultFoilPecon000000-1116-08
Axiovert 200MZeiss
ColibriZeiss423052-9500-000
中性白光LEDZeiss423052-9120-000
滤光片组 75 HEZeiss489075-0000-000
Plan-Apochromat 63x/1.4 物镜Zeiss440762-9904-000
CascadeII:1024 EMCCD相机PhotometricsB10C892007
Tempcontrol miniZeiss/Pecon000000-1116-070
Tempcontrol 37-2 数字型Zeiss/Pecon000000-1052-320
CTI Controller 3700 数字控制器Zeiss/Pecon411856-9903
物镜加热器Zeiss/Pecon440760-0000-000
载物台加热插入件 PZeiss/Pecon411861-9901-000
台式培养箱 SZeiss/Pecon411860-9902-000
加湿系统Zeiss/Pecon000000-1116-065

参考文献

  1. Cesarman, E., Chang, Y., Moore, P. S., Said, J. W., Knowles, D. M. Kaposi's sarcoma-associated herpesvirus-like DNA sequences in AIDS-related body-cavity-based lymphomas. N. Engl. J. Med. 332, 1186-1191 (1995).
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