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使用操作性口面部疼痛评估装置（OPAD）测量伤害性行为的变化

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DOI：

10.3791/50336

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2013年6月10日

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1Department of Oral and Maxillofacial Surgery, University of Florida College of Dentistry, 2Department of Neuroscience, McKnight Brain Institute, University of Florida College of Medicine , 3Stoelting Co., 4Department of Orthodontics, University of Florida

本文内容

摘要

我们介绍一种用户友好的高通量操作式系统，用于评估清醒、有意识啮齿类动物的疼痛行为。口面部疼痛评估装置（Orofacial Pain Assessment Device, OPAD）可通过奖赏/冲突范式评估疼痛，从而提供一种更为人道的检测方法。该方案将从啮齿类动物中获得更具临床相关性和可转化性的数据。

摘要

我们介绍一种用于检测清醒、有意识啮齿类动物疼痛的自主操作行为系统。口面部疼痛评估装置（Orofacial Pain Assessment Device, OPAD）通过不依赖基于反射的伤害性感受测量方式，以更具临床相关性的方法评估疼痛行为。将禁食后、无毛（或剃毛）的啮齿类动物放入一个聚甲基丙烯酸甲酯（Plexiglas）制成的实验舱内，舱内设有两个基于帕尔帖元件（Peltier-based）的热刺激探头，可编程设定为7 °C至60 °C之间的任意温度。训练啮齿类动物接触这些探头以获取奖励瓶中的食物奖励。在实验过程中，多种与疼痛相关的行为学指标将被自动记录并保存。这些指标包括奖励瓶激活次数（舔舐次数）和面部接触刺激次数（面部接触次数），也可自定义其他指标，例如舔舐/接触比值（每轮实验总舔舐次数/总接触次数）。刺激温度可在单次实验中设定为单一温度或多个不同温度。OPAD是一种高通量、易于使用的自主操作行为检测方法，由于其检测过程包含皮层输入，而非依赖脊髓反射性的伤害性感受检测，有望在未来推动疼痛研究向临床更有效地转化。

引言

慢性、难以控制的疼痛仍是重大的公共卫生问题，而新型镇痛治疗方法往往难以从实验室成功转化至临床应用。这一转化失败的部分原因在于，目前常用的基于疼痛反射的行为学检测方法效率较低，且未必能充分或完整地模拟人类的疼痛状况。 1,2，特别是缺乏一种可靠、高通量、可商业获得的 体内 用于大鼠和小鼠的疼痛评估检测方法。本文介绍一种高通量、易于使用的基于操作性行为的伤害感受检测方法。该新系统基于我们先前已建立的操作性口面部疼痛检测方法，后者已被证实可灵敏地检测多种疼痛类型，包括热痛、冷痛和机械痛。 3,4,5从这些测量方法中，已研究了多种领域，包括镇痛药 6,3,4,5,7炎症、痛觉过敏和异常性疼痛等疼痛症状 3,8三叉神经痛 9以及外周伤害性感受调制 通过 TRP 通道与辣椒素、树脂毒素、薄荷醇及 icillin 8,10,5,11焦虑引起疼痛调节的心理效应 12 以及安慰剂效应 13通过口面部操作性测试也已得到证实，表明该方法可能适用于测量疼痛的完整体验，而不仅仅是伤害性感受。

口面部疼痛评估装置（Orofacial Pain Assessment Device, OPAD）采用一种奖励/冲突检测方法，使啮齿类动物能够在获取强化奖励与逃避厌恶刺激之间进行选择，从而控制其在单次实验过程中所感受到的疼痛程度14,15。首先训练啮齿类动物将其面部压入温度可控的热探头，以获得含有液体奖励的食物瓶。训练完成后，可升高或降低刺激温度，动物反应的差异可反映其感知的伤害感受或镇痛水平。OPAD 还具备快速改变温度的能力，可在单次测试过程中完成基线检测以及对高温和低温条件下疼痛的评估。本文介绍了一种简便的实验方案，突出展示 OPAD 检测由热、冷以及 TRPV1 激动剂辣椒素16引起疼痛变化的能力。下文使用辣椒素作为热致敏剂，因其在该检测中具有多项优势：不会造成组织损伤，且已有研究证实其可在啮齿类动物模型中诱导面部异常性疼痛和痛觉过敏8。我们将演示 OPAD 软件如何快速获取、分析、绘制图表并对啮齿类动物行为数据进行统计学分析。

方案

本文以辣椒素为例，简要描述了OPAD（Stoelting Co.，Wood Dale，IL）的一般使用方法。操作者可自由编程，利用多种选项和疼痛模型开展大量实验。例如，给予镇痛药物可降低伤害性感受指标6,3,4,5,7，而诸如慢性缩窄性损伤等其他疼痛模型则会引起炎症并增加伤害性行为3,9。这些模型均可轻松适配于以下实验方案。

所有实验均使用雄性Sprague-Dawley大鼠（250–300 g，Charles River，Raleigh，NC）。大鼠成对饲养于温度22 °C、湿度31%、光照周期为12小时明/12小时暗（光照时间：上午6点至下午6点）的环境中，除禁食情况外，均可自由获取食物和饮水。行为学实验在光照阶段进行。实验设施通过AAALAC认证，所有操作程序均经佛罗里达大学IACUC批准。

1. 训练与基线阶段

  1. 每次进行OPAD实验前夜，需对啮齿类动物实施禁食（例如，本实验中禁食时间为15±1小时）。
  2. 啮齿类动物必须首先接受训练，直至其在非厌恶性温度（例如33–37 °C）下表现出稳定的行为反应。通常情况下，经过约六次训练（每周三次，持续两周），小鼠或大鼠即可分别达到每 session 舔舐600–1,000次或2,000次左右的稳定水平。

2. 预实验准备与辣椒素处理

  1. 对于所有操作程序，最好使用无毛啮齿类动物；如果无法实现，则必须在测试前1-2天去除啮齿类动物的面部毛发（仅去除颊部毛发，不得去除触须垫/胡须，因为这会影响啮齿类动物的导航能力），以确保行为记录的准确性。
  2. 颊部毛发具有隔热作用，可减弱热刺激和冷刺激的伤害性感受。去除毛发时，先将大鼠麻醉，涂抹眼膏，用电动剃刀剃除面颊毛发，涂抹脱毛膏，等待2-4分钟，然后用水清洗。完整方法参见Neubert et al. 3。
  3. 测试当天，对动物进行麻醉（例如：吸入1-2.5%异氟烷），并在双眼上涂抹兽用眼膏，以防止眼睛干涩，并避免局部用药进入眼内。
  4. 使用无菌棉签在暴露的双侧面颊上涂抹0.1%辣椒素乳膏。等待5分钟，用浸有温水（约40 °C）的纱布垫擦去乳膏，再用酒精棉签擦拭面颊，并设置30分钟计时器。
  5. 在将啮齿类动物放回笼子前，应给予足够时间使其从麻醉中恢复。需等待其能够以胸骨姿势抬头，以防止吸入笼内垫料。

3. 为OPAD系统编程以执行方案和实验

  1. OPAD 系统在行为测试中的关键创新在于 OroFacial 软件，这是一个由 ANY-maze（Stoelting Co., Wood Dale, IL）驱动的系统，允许用户编程并创建新的实验。
  2. 下文提供了一个如何编程简单实验的通用示例，但还支持更多温度梯度程序选项以及除辣椒素以外的其他疼痛模型。
  3. 实验可在任意时间进行设计和保存。打开 OPAD 设备并启动软件，开启白噪声以控制环境噪音。在“文件”下选择“新建实验”，在子标题“方案”中命名该方案，并选择是否启用盲法。
  4. 在“OPAD 笼具”下选择“新建 OPAD 笼具”，然后选择“添加所有已连接的 OPAD 笼具”。在“输出”下选择“温度控制器”，然后选择“热元件”。调节起始温度（例如，中性温度为 33–37 °C）。
  5. 如有需要，在“OPAD 温度循环”下调节温度梯度设置。若需将温度从中性变为高温再变为低温，需在此处进行调整。
  6. 对于“1”，设置“温度（°C）” = 45，“升温持续时间” = 30 秒，“保持该值时间” = 3 分钟；对于“2”，33、30 秒、3 分钟；对于“3”，7、60 秒、3 分钟；对于“4”，33、60 秒、3 分钟。勾选“经过以下时间段后：”复选框，并选择 3 分钟。
  7. 在“字段”下添加有关实验对象的额外备注。例如，通过选择“新建字段”创建一个用于动物编号的区域，并将名称更改为“动物 ID”，然后选择“动物”、“文本”以及“将此字段用作动物 ID”。
  8. 在“阶段”下，OPAD 将自动设置“第一阶段”。根据需要设定测试时长并命名该阶段。对于本次梯度实验，将其设为 18 分钟。
  9. 关于阶段的说明：大多数实验中，行为测试不应持续超过 10–20 分钟，否则啮齿类动物会产生饱足感。对于持续数天的实验，可为每一天添加额外阶段，以便简化数据分析。
  10. 在“计算”下选择“新建计算”，并将其命名为“L/F”（舔脸比）。在标有“在下方区域输入计算公式”的部分，调整为“舔：激活次数 / 接触：激活次数”。
  11. 为简化数据分析，可在“分析”下选择“新建时间段”并创建多个时间段。命名其一为“33 °C”，并勾选“此时间段在所有阶段中相同”。在“开始于：”输入 0，在“结束于：”输入 3 分钟。
  12. 对每个时间段重复上述步骤。命名：“Ramp 33-45 °C”，开始于：3 分钟，结束于：3.5 分钟；“45 °C”，3.5 分钟，6.5 分钟；“Ramp 45-33 °C”，6.5 分钟，7 分钟；“33 °C”，7 分钟，10 分钟；“Ramp 33-7 °C”，10 分钟，11 分钟；“7 °C”，11 分钟，14 分钟；“Ramp 7-33 °C”，14 分钟，15 分钟；“33 °C”，15 分钟，18 分钟。
  13. 保存并命名该方案。注意：已保存的方案可在新实验中重复使用。

4. 运行检测

  1. 准备室温下的奖励混合液，并放入 OPAD 瓶中。水与甜炼乳按 2:1 的比例混合效果良好，但也可使用蔗糖或糖精溶液。
  2. 将液体接盘、有机玻璃笼和金属底栅放置在 OPAD 仪器上。将电线连接至笼体。
  3. 将奖励瓶置于支架上并进行调整，使瓶嘴可被啮齿动物触及。初始时可将瓶子置于笼内较靠后的位置，随后逐渐前移，以获得更佳的面部接触。
  4. 在 OPAD 软件中加载实验程序。添加待测动物数量。在“实验”子标题下，添加“标题”，然后添加处理组别（辣椒素组和对照组），并填写每组的动物数量。
  5. 在“测试”子标题下，选择“动物处理与数据”。输入处理组字母（A、B、C 等）及动物编号。此时屏幕上各区域应显示对应的动物编号。
  6. 按下 OPAD 箱体上的按钮，使热刺激探头调节至设定温度。当指示灯变为橙色时，将啮齿动物放入箱内，再次按下按钮。本实验中，大鼠在擦去辣椒素乳膏后 30 分钟开始测试。
  7. 绿色指示灯将亮起。调整奖励瓶与箱体之间的距离，使大鼠必须用颊部（而非触须区域）接触热刺激探头才能舔舐。正确调节后，舔舐将显示为实心红色方框，接触则显示为轮廓橙色方框。
  8. 奖励瓶的正确放置对检测至关重要。若瓶子过近，大鼠可能在未接触探头的情况下直接舔舐，或用鼻部触碰奖励瓶，导致多次舔舐被记录为单次（表现为轮廓红色方框而非实心方框）。
  9. 测试结束后，OPAD 将通过声音提示实验人员。将啮齿动物放回其笼中。若需继续测试下一只动物，箱体将显示其对应的动物编号。根据需要重复步骤 4.5–4.7，直至实验完成。

5. 使用 OPAD 软件进行数据分析、绘图与统计分析

  1. 在“结果”小标题下，选择查看文本、图表或统计分析报告。
  2. 在“图表报告设置”框中，选择要分析的变量。例如，在“计算结果”下勾选“L/F”选项。
  3. 将“横轴显示”设为“时间段”，将“不同系列显示”设为“处理方式”，然后选择“查看报告”。此时可进行保存、打印、复制或发送邮件操作。如有需要，可在分组步骤下方的框中排除某些数据点。
  4. 在“数据”小标题下，如有需要，可查看以电子表格形式呈现的实验原始数据列表，该列表可进行调整。注意：所有数据现已保存，可于后续进行操作与分析。

6. 清理

  1. 关闭机器并取下笼架导线。清洗并消毒格栅、箱体、瓶子和液体托盘。这些部件可手洗或使用洗碗机清洗。

结果

典型结果如图1A-D所示，展示了一只啮齿类动物在OPAD上的行为表现。在中性温度33 °C条件下，实验每个阶段的舔舐次数均较高；而在厌恶性温度（45 °C和7 °C）下，舔舐次数则较低，如图1A所示。图1B显示，在33 °C时动物会产生较长时间的接触，这在非伤害性刺激温度下是典型表现。当温度具有疼痛性时，接触持续时间减少，而接触次数增加。图1C为OPAD在所有测试阶段中所采用的升温程序示意图。图1D显示了随时间推移摄入的奖励物总量（单位：克）。与舔舐次数类似，动物更偏好中性温度而非疼痛性温度。基础阶段的舔舐/面部接触比值（L/F）由OPAD计算得出，如图1E所示。该比值在三个非疼痛性的33 °C阶段明显更高（每次面部接触对应20–46次舔舐），而在疼痛性阶段45 °C（每次面部接触对应3次舔舐）和7 °C（每次面部接触对应1次舔舐）则显著降低。重复测量单因素方差分析显示，温度对L/F比值具有显著影响（F(4,52)=6.2182，p<0.001）。Bonferroni检验结果显示，33 °C与7 °C比较（p<0.05）、45 °C与33 °C（2）比较（p<0.01），以及33 °C（2）与7 °C比较（p<0.01）均具有显著差异。所有温度条件下的样本量N=16。图1F显示，在各个中性33 °C温度下，辣椒素处理组啮齿类动物（N=8）与未处理对照组大鼠（N=8）之间无显著差异。但在45 °C时，辣椒素处理组的L/F比值显著更低（t检验，t(13)=2.9350，p=0.012）。在7 °C时，辣椒素处理组的L/F比值较高，但差异无统计学意义。

Lick/contact behavior graph; temperature change; drink weight; bar charts compare treatments.
图1. 使用OPAD测量伤害感受。 单只啮齿动物在OPAD上的行为被绘制成图 A) 舔舐次数， B) 接触点， C) 实验过程中热刺激器的温度，以及 D) 以克为单位的奖励摄入量。 E) 舔舐/面部接触比率在三个非疼痛性 33 °C 疗程和疼痛明显的疗程中显著降低 45 °C 和 7 °C （重复测量单因素方差分析，F(4,52)=6.2182，p<0.001）<0.001，Bonferroni 检验 33 °C 与 7 °C (p<0.05, #), 45 °C 与 33 °C (2) (p<0.01，**），以及 33 °C （2）与 7 °C (p<0.01, ##). F) 辣椒素处理的啮齿类动物在 45 °C (t检验，t(13)=2.9350，p=0.012，*)，但在所有中性温度下均无显著差异。1E组n=16，辣椒素组n=8， naive组n=8 1F. 单击此处查看大图.

讨论

OPAD 系统是一种易于使用、高通量的检测方法，能够检测啮齿类动物痛觉感知的变化。该系统的高通量特性意味着单人可在一天内测试大量动物。这得益于 OPAD 软件系统，它允许在一台计算机上同时运行多达 16 个测试箱。因此，在完成初始设置后，每小时可进行约 48 次操作性测试（每次运行 18 分钟），若将每阶段的实验时间设置得更短，则测试数量还可进一步增加。这使得每天可对数百只动物进行疼痛测试。如此大规模的测试在大多数传统疼痛检测方法中是难以实现的。

与我们之前的研究一致，在疼痛条件下，啮齿类动物的行为会发生改变。在无伤害性刺激期间，啮齿类动物通常会持续较长时间的饮水行为，并在此期间持续接触热探头。而在令人厌恶的 45 °C 或 7 °C 条件下，由于无法长时间维持接触，啮齿类动物的饮水行为持续时间显著缩短。因此，舔舐/面部接触比率（单次实验中舔舐次数除以面部接触次数）会随疼痛状态而变化。辣椒素可增加对热痛的敏感性，表现为在 45 °C 条件下，经处理组啮齿类动物的舔舐/面部接触比率低于未处理组。镇痛药物可使该舔舐/面部接触比率恢复至接近无痛状态的水平3。尽管在皮肤上易于诱导的疼痛条件（如涂抹辣椒素乳膏）是本检测方法中最简单的疼痛检测方式，但一些更具临床相关性的深部神经组织疼痛动物模型（如三叉神经痛）同样可在操作性口面部检测中引起行为改变9。综上所述，这些数据支持以下结论：OPAD 对热痛和冷痛的变化、痛阈改变以及辣椒素等有害化学物质具有敏感性，同时进一步证实操作性口面部疼痛检测能够识别多种其他类型的疼痛与镇痛状态6,3,8,17,10,5,12,18,11,9。

OPAD 系统的疼痛测量方法比基于反射的测量更具临床相关性、更有意义且更人道，是一种检测疼痛的更好手段。传统的伤害感受测量方法，如使用 von Frey 纤维丝检测足爪回缩反应19和甩尾实验20，已使用了一个多世纪，但这些方法仅测量动物对实验者施加刺激的反应。动物几乎无法自主控制，且这种“伤害感受”主要局限于脊髓水平。对于人类而言，主观的疼痛体验同样重要，通常只需让受试者报告其主观疼痛程度即可。若能通过操作性行为范式使动物实现自我报告其疼痛状态，将是基础疼痛研究的一项重大突破1。在 OPAD 实验中，动物可自主选择是否在疼痛刺激期间作出反应。如果疼痛过于强烈，动物会自然减少获取奖励的尝试，从而限制自身暴露于疼痛的时间。与许多限制动物活动、使其无法控制所受疼痛刺激强度的反射性检测方法相比，该方法更加人道且造成的应激更小。逃避疼痛是所有动物固有的行为驱动力，而 OPAD 正是将这一行为纳入检测体系，而非像其他伤害感受实验那样试图抵消其影响。目前，疼痛研究领域正越来越多地从反射性测量转向操作性任务。其他研究团队已采用非反射性测量方法，例如分析进食持续时间21,22,23以及热痛逃避范式24（有关其他疼痛测量方法的综述，我们建议参考第一篇文献 1）。OPAD 能够整合上述方法的优点，形成一个统一的指标——舔食/触碰比率（Lick/Face ratio），用于同时评估摄食行为和逃避疼痛刺激的需求。另一项优势在于，该实验可在长时间内（1–2 个月）持续测量疼痛，且不会丧失敏感性7,9。由于相较于反射性检测具有诸多优势，这种更少应激、更人道的实验方法非常适合用于检测啮齿类动物伤害感受行为的长期变化。

在阿片类药物剂量效应和疼痛阈值方面，操作性疼痛测量方法的结果通常与基于反射的测量方法不同。尽管高剂量阿片类药物通常用于基于反射的测量25，但多项研究表明，操作性检测需要更低的药物剂量才能产生反应26,27,28。高剂量药物也可能干扰操作性测量，但这些干扰可通过OPAD检测到6。其他研究还表明，动物对疼痛刺激产生逃避反应的阈值在操作性测量与基于反射的测量之间存在差异29,2,30，这提示动物对疼痛的感知与其脊髓反射速度之间存在显著区别。OPAD的一个优势在于，实验啮齿动物可以选择是否执行任务，从而能够表现出逃避或回避行为。这种复杂行为需要皮层参与决策，以调控动物所感受到的伤害性刺激程度14,29,15,30。虽然逃避和回避行为可能干扰基于反射的测量，但这些疼痛相关行为却是OPAD的重要组成部分。疼痛阈值的差异以及操作性检测所需较低的阿片类药物剂量表明，操作性测量方法对疼痛和镇痛效应的敏感性高于传统的基于反射的测量方法。

尽管OPAD能够比传统检测方法更直接地测量疼痛，但多种实验条件和药物可能对该检测产生不利影响，必须加以控制。摄食动机的改变会影响本检测中的行为表现。这可能体现在奖赏物本身的变化31，或动物对奖赏的动机变化6。必须谨慎确保动物对奖赏的动机保持恒定，因为许多药物会干扰动机。例如，高剂量的吗啡和其他阿片类药物可引起对甜味、高脂物质的多食症32，从而改变操作性口面部检测中的反应6。虽然这表明基于操作性奖赏冲突的范式在焦虑和成瘾等领域具有更广泛的应用前景（i.e. 在特定疼痛刺激存在下改变奖赏性），但在疼痛测试过程中仍需控制摄食动机的改变。这些动机变化在临床相关较低剂量下并未出现，但镇痛效果仍然存在3。控制这一潜在混杂因素的一种方法是确保所用药物剂量在中性温度（33–37 °C）下不会增加行为反应。在引入疼痛成分之前，应首先在中性温度下将药物组与非药物组进行比较测试。此外，由于使用OPAD可在一次测试会话中进行多次基线测试，因此这些问题可在单次行为测试中被发现并加以控制。由于禁食方案可能影响本检测中的动机，因此保持禁食方案的一致性至关重要。我们通常采用过夜禁食，但其他方案也是可行的。例如，我们曾尝试在测试前每日进行6小时的短期禁食（未发表结果），这使得可以每天测试而非隔日测试。此外，未禁食的大鼠在该检测中也表现出良好的反应9。无论采用何种禁食技术，最重要的是在整个测试过程中保持一致性，以控制动机相关因素。

综上所述，OPAD 是一种易于使用的操作性检测方法，其测量疼痛的水平比传统疼痛检测方法更接近人类的疼痛状况。该系统的关键特征在于通过软件控制的系统整合了实验参数与方案、数据采集以及分析/结果评估。这将提供大量用户可控的选项和参数，以高通量的方式收集和分析多种结果指标。这与常用的传统疼痛测试系统（例如 尾甩试验、von Frey 纤维丝试验）形成鲜明对比，后者既非软件驱动，也不具备高通量特性。这种软件驱动的系统在行为学研究的设计、数据采集与分析方式上实现了显著进步，随着该检测方法的广泛应用，将有助于基础疼痛研究在未来更具临床可转化性。该系统有望对未来的疼痛相关研究产生重大影响，因为这类操作性行为学研究能够为理解高级神经结构对整体疼痛行为的影响提供必要的桥梁。

披露

Richard Mills 和 Chris Lloyd 是 Stoelting 公司的员工。

本文的制作和免费访问由 Stoelting 公司赞助。

致谢

美国国立药物滥用研究所，NIH 资助编号 5R44DA026220-03

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
甜炼乳Borden5272910108
0.1% 辣椒素外用制剂（Capzasin-HP 0.1%）Chattem, Inc.0032648-02
异丙醇CVS5042826245
异氟烷Piramal Healthcare66794-013-25
兽用眼科软膏Dechra17033-211-38
脱毛乳液Church and Dwight Co., IncNRLBB-22339-04
OPAD 系统figure-materials-1 Stoelting67500
额外 OPAD 笼具figure-materials-2 Stoelting67501
颗粒量筒Cole-ParmerEW-34512-11
纸巾ANYANY
棉签Fisher23-400-101
Fluotec 4 麻醉蒸发器Ohmeda39711
毛发修剪器Oster78005-010

参考文献

  1. Mogil, J. S. Animal models of pain: progress and challenges. Nat. Rev. Neurosci. 10, 283-294 (2009).
  2. Vierck, C. J., Hansson, P. T., Yezierski, R. P. Clinical and pre-clinical pain assessment: are we measuring the same thing. Pain. , 135-137 (2008).
  3. Neubert, J. K., Widmer, C. G., Malphurs, W., Rossi, H. L., Vierck, C. J., Caudle, R. M. Use of a novel thermal operant behavioral assay for characterization of orofacial pain sensitivity. Pain. 116, 386-395 (2005).
  4. Nolan, T. A., Hester, J., Bokrand-Donatelli, Y., Caudle, R. M., Neubert, J. K. Adaptation of a novel operant orofacial testing system to characterize both mechanical and thermal pain. Behav. Brain Res. 217, 477-480 (2011).
  5. Rossi, H. L., Vierck, C. J., Caudle, R. M., Neubert, J. K. Characterization of cold sensitivity and thermal preference using an operant orofacial assay. Mol. Pain. 2, 37(2006).
  6. Anderson, E. M., Valle-Pinero, A. Y., Suckow, S. K., Nolan, T. A., Neubert, J. K., Caudle, R. M. Morphine and MK-801 administration leads to alternative N-methyl-d-aspartate receptor 1 splicing and associated changes in reward seeking behavior and nociception on an operant orofacial assay. Neuroscience. 214, 14-27 (2012).
  7. Anderson, E. M., Neubert, J. K., Caudle, R. M. Long-term changes in reward-seeking following morphine withdrawal are associated with altered N-methyl-d-aspartate receptor 1 splice variants in the amygdala. Neuroscience. 223, 45-55 (2012).
  8. Neubert, J. K., Rossi, H. L., Malphurs, W., Vierck, C. J., Caudle, R. M. Differentiation between capsaicin-induced allodynia and hyperalgesia using a thermal operant assay. Behav. Brain Res. 170, 308-315 (2006).
  9. Rossi, H. L., Jenkins, A. C., Kaufman, J., Bhattacharyya, I., Caudle, R. M., Neubert, J. K. Characterization of bilateral trigeminal constriction injury using an operant facial pain assay. Neuroscience. 224, 294-306 (2012).
  10. Neubert, J. K., King, C., Malphurs, W., Wong, F., Weaver, J. P., Jenkins, A. C., Rossi, H. L., Caudle, R. M. Characterization of mouse orofacial pain and the effects of lesioning TRPV1-expressing neurons on operant behavior. Mol. Pain. 4, 43(2008).
  11. Rossi, H. L., Vierck, C. J., Caudle, R. M., Yezierski, R. P., Neubert, J. K. Dose-dependent effects of icilin on thermal preference in the hindpaw and face of rats. J. Pain. 10, 646-653 (2009).
  12. Rossi, H. L., Neubert, J. K. Effects of environmental enrichment on thermal sensitivity in an operant orofacial pain assay. Behav. Brain Res. 187, 478-482 (2008).
  13. Nolan, T. A., Price, D. D., Caudle, R. M., Murphy, N. P., Neubert, J. K. Placebo-induced analgesia in an operant pain model in rats. Pain. , (2012).
  14. Dubner, R., Beitel, R. E., Brown, F. J. A behavioral animal model for the study of pain mechanisms in primates. Pain: New Perspectives in Therapy and Research. Weisenberg, M., Tursky, B. , Plenum Press. 155-170 (1976).
  15. Vierck, C. J., Hamilton, D. M., Thornby, J. I. Pain reactivity of monkeys after lesions to the dorsal and lateral columns of the spinal cord. Exp. Brain Res. 13, 140-158 (1971).
  16. Caterina, M. J., Schumacher, M. A., Tominaga, M., Rosen, T. A., Levine, J. D., Julius, D. The capsaicin receptor: a heat-activated ion channel in the pain pathway. Nature. 389, 816-824 (1997).
  17. Neubert, J. K., Rossi, H. L., Pogar, J., Jenkins, A. C., Caudle, R. M. Effects of mu- and kappa-2 opioid receptor agonists on pain and rearing behaviors. Behav. Brain Funct. 3, 49(2007).
  18. Rossi, H. L., Neubert, J. K. Effects of hot and cold stimulus combinations on the thermal preference of rats. Behav. Brain Res. 203, 240-246 (2009).
  19. von Frey, M. Untersuchungen über die Sinnesfunctionen der menschlichen Haut. Abh. Sachs. Ges. Wiss. 23, 175-266 Forthcoming.
  20. D'Amour, F. E., Smith, D. L. A method for determining loss of pain sensation. J. Pharmacol. Exp. Ther. 75, 74-79 (1941).
  21. Kerins, C. A., Carlson, D. S., Hinton, R. J., Hutchins, B., Grogan, D. M., Marr, K., Kramer, P. R., Spears, R. D., Bellinger, L. L. Specificity of meal pattern analysis as an animal model of determining temporomandibular joint inflammation/pain. Int. J. Oral Maxillofac. Surg. 34, 425-431 (2005).
  22. Kramer, P. R., He, J., Puri, J., Bellinger, L. L. A non-invasive model for measuring nociception after tooth pulp exposure. J. Dent. Res. 91, 883-887 (2012).
  23. Thut, P. D., Hermanstyne, T. O., Flake, N. M., Gold, M. S. An operant conditioning model to assess changes in feeding behavior associated with temporomandibular joint inflammation in the rat. J. Orofac. Pain. 21, 7-18 (2007).
  24. Vierck, C. J., Acosta-Rua, A. J., Johnson, R. D. Bilateral chronic constriction of the sciatic nerve: a model of long-term cold hyperalgesia. J. Pain. 6, 507-517 (2005).
  25. Trujillo, K. A., Akil, H. Inhibition of morphine tolerance and dependence by the NMDA receptor antagonist MK-801. Science. 251, 85-87 (1991).
  26. King, C. D., Devine, D. P., Vierck, C. J., Mauderli, A., Yezierski, R. P. Opioid modulation of reflex versus operant responses following stress in the rat. Neuroscience. 147, 174-182 (2007).
  27. Morgan, D., Carter, C. S., DuPree, J. P., Yezierski, R. P., Vierck, C. J. Evaluation of prescription opioids using operant-based pain measures in rats. Exp. Clin. Psychopharmacol. 16, 367-375 (2008).
  28. Vincler, M., Maixner, W., Vierck, C. J., Light, A. R. Effects of systemic morphine on escape latency and a hindlimb reflex response in the rat. J. Pain. 2, 83-90 (2001).
  29. Mauderli, A. P., Acosta-Rua, A., Vierck, C. J. An operant assay of thermal pain in conscious, unrestrained rats. J. Neurosci. Methods. 97, 19-29 (2000).
  30. Vierck, C. J., Kline, R., Wiley, R. G. Comparison of operant escape and innate reflex responses to nociceptive skin temperatures produced by heat and cold stimulation of rats. Behav. Neurosci. 118, 627-635 (2004).
  31. Nolan, T. A., Caudle, R. M., Neubert, J. K. Effect of caloric and non-caloric sweet reward solutions on thermal facial operant conditioning. Behav. Brain Res. 216, 723-725 (2011).
  32. Taha, S. A., Katsuura, Y., Noorvash, D., Seroussi, A., Fields, H. L. Convergent, not serial, striatal and pallidal circuits regulate opioid-induced food intake. Neuroscience. 161, 718-733 (2009).

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