分离方法 离体 大鼠模型中的肺灌注：建立大鼠离体肺灌注（EVLP）项目的经验总结

摘要

离体肺灌注（EVLP）通过实现对器官的评估并扩大供体来源，使人类肺移植变得更加可行。本文中，我们描述了大鼠EVLP模型的建立过程以及相关优化，这些改进为未来的进一步拓展提供了可重复的实验模型。

摘要

可用于肺移植的合格供体肺因质量不佳而严重短缺。 离体 肺灌注（EVLP）技术通过实现对供体器官的评估并扩大供体来源，使人类肺移植变得更加可行。随着该技术的不断发展与完善，在移植前对质量欠佳的肺脏进行潜在评估和质量改善的能力成为迫切需求。为了更严格地评估这些方法，有必要建立一种可重复的动物模型，以用于测试改进的技术和优化供体肺的管理策略，同时研究对肺移植受者的影响。此外，还需建立与相关病理状态相关的EVLP动物模型， 例如， 呼吸机相关性肺损伤（VILI）将为这些疾病的治疗评估提供一种新颖的方法。本文描述了大鼠离体肺灌注（EVLP）肺程序的建立过程，以及对该方法的优化，从而实现可重复的模型，为未来研究的拓展奠定基础。我们还介绍了该EVLP系统在大鼠肺脏中模拟VILI的应用。本研究旨在向科研界提供关键信息以及在反复试验中积累的重要技术要点和经验，这些对于建立稳定且可重复的EVLP系统至关重要。

引言

临床相关性

目前可用于移植的合适肺源严重匮乏，全国范围内仅有19%的肺脏能够被利用，导致患者等待时间延长，部分患者在等待移植期间死亡¹短缺可能源于供体年龄较大、创伤、感染、多系统器官衰竭，以及有时在获取时供体肺脏已受到损伤²此外，肺脏在胸腔外是一种脆弱的器官，标准的运输和保存技术可能导致其功能退化甚至无法使用。因此，维持并改善肺脏的可移植性 离体 最近已成为肺移植医学的主要关注点。

离体 肺灌注 (EVLP)

离体肺灌注（ex-vivo lung perfusion, EVLP）技术已发展为可对拟用于移植的器官进行持续灌注，并提供一段评估时间，从而具备对肺脏进行复苏或再 conditioning 的潜力。EVLP 可延长器官离体后的总缺血时间，并使供体肺脏能够运输至更远的距离³。通常，肺脏以总肺容量的 50% 或气道峰压 20 cmH₂O 进行通气，吸入氧浓度（FiO₂）维持在 30% 至 50%⁴。在人类和大型动物中，灌注液以 40–60 ml/kg（约相当于预测心输出量 100 ml/kg 的 40%）的速率进行灌注^5,6，而在大鼠中则以约相当于心输出量 20% 的速率灌注⁷。STEEN 溶液的应用使得人类肺脏可在常温（RT） 环境下运输而不会发生肺水肿⁹。多伦多大学肺移植项目已对此项开创性工作进行了优化^10–13，目前正评估其在改善边缘供体肺移植评估中的应用价值^14,15。然而，为实现边缘性或低于标准肺脏的再生，所需的最优通气与灌注条件尚不明确，这也是当前研究的活跃领域。

离体肺灌注系统已用于小型动物，以诱导肺损伤、重建呼吸系统疾病，或用不同溶液灌注肺脏以防止缺血性损害。研究人员已利用离体肺灌注系统建立小型动物肺移植模型，模拟可在人类和大型动物中应用的体外肺灌注（EVLP）方案^16-18。然而，该实验模型在模拟人体生理状态所采用的各种技术和参数方面仍面临诸多挑战。特别是，在EVLP过程中维持肺脏活性存在诸多细微要点，这些要点可能源于肺脏获取技术、正压通气参数设置、灌注液成分与流动条件以及肺血管插管方法的差异。因此，本研究旨在为科研界提供一系列我们在实践中总结的故障排查与实施建议，以建立一种在啮齿类动物模型中稳定实施EVLP的可靠方法。

方案

注意：所有操作均按照机构动物护理指南和美国国家研究委员会《实验动物人道护理与使用指南》（IACUC）的规定进行，并已获得俄亥俄州立大学 IACUC 委员会的批准。

1. 初始设置

1. 建立EVLP回路，并在植入离体肺之前，使灌注液在系统中循环并保持温暖（37 °C）（图1）。
2. 将用于包裹灌注液储液罐、热交换器和人工胸腔的温水浴设置为37 °C并开始循环（图1）。
3. 通过气体过滤器向灌注液中反向通入去氧混合气体（例如，6% O_2, 8% CO₂, 84% N₂），以确保实验过程中灌注液的溶解氧浓度约为6%。
   注：这种去氧灌注液可通过测量器官后灌注液中引入的氧气量来评估肺功能。
4. 打开数据采集程序，并将肺动脉压力传感器、气管差压传感器、呼吸流量差压传感器、肺重量传感器和泵速传感器连接至EVLP回路及数据采集/模数转换器盒（图2）。
5. 在EVLP回路旁设置手术台和手术器械（图3）。
6. 若需采集样本，应在EVLP回路附近放置一个盛有液氮的小容器。
   注：作者的系统经过改进，可在不中断可能损伤肺组织的压力-流量动力学的情况下，采集器官前和器官后的灌注液样本。

2. 麻醉剂和肝素的配制及大鼠麻醉

1. 在接触大鼠及大鼠组织前，穿戴以下个人防护装备（PPE）：外科口罩、外科手套和一次性防护服。
2. 称量大鼠体重并记录数值。
3. 配制1,200 U/kg肝素。
4. 在同一注射器中配制60 mg/kg氯胺酮和5 mg/kg赛拉嗪，先加入氯胺酮。
5. 将氯胺酮和赛拉嗪的混合物腹腔注射至大鼠体内，等待5分钟使大鼠进入无意识状态。
6. 通过检查足趾夹捏反射确认麻醉效果。若大鼠无足趾回缩反应，则表明无疼痛感。
7. 将大鼠转移至手术台，固定于仰卧位，并用酒精喷洒进行消毒。

3. 大鼠肺脏的提取与初始通气

1. 准备4-20厘米长的丝线缝合线（3-0或4-0规格即可）。
2. 使用数据采集程序开始记录数据。
3. 检查麻醉深度是否合适，使用手术剪通过腹正中切口进入腹腔，并向下腔静脉注射肝素。
4. 将切口向头侧延伸，越过胸骨柄进入颈部，直至暴露气管。注意不要穿破胸腔。图 4A).
5. 在正中线处于气管后方进行分离，并将丝线从气管后方穿过 (图4B).
6. 抬起气管的前段，在气管软骨环之间高位做一横向切口。此时不要切穿气管后部的膜性部分。图4C).
7. 用气管插管插入气管，并用丝线缝合固定图 4D确保缝合线结固定在切迹处，以防止套管移位。
8. 将气管插管连接至通气回路。
9. 打开机械呼吸机，开始对肺部进行机械通气。
   注意：初始设置选择潮气量为 4 ml/kg，呼气末正压（PEEP）为 2 cmH₂O。₂O. 这些设置为初始设置，一旦器官置于系统中后，可根据实验条件进行调整 离体 灌注系统
10. 通过胸骨/剑突进入胸腔，并向头侧的胸骨上切迹方向继续推进。注意避免接触肺部。
    注意：由于大鼠肺组织较为脆弱，任何无意的操作都可能导致创伤和肺水肿图5A).
11. 使用2个拉钩，牵开胸腔以充分暴露解剖结构（图5A再次注意避免触碰肺部。
12. 轻轻抬起并钝性分离以摘除胸腺。
13. 将腹腔内容物移向一侧，以暴露下腔静脉（IVC）或肠系膜静脉（MV）。
14. 切开下腔静脉或门静脉以放血处死大鼠，实施安乐死。
15. 在肺动脉和主动脉后方放置一根丝线缝合，以备固定肺动脉插管 (图5B).
16. 在右心室流出道前表面做一个2-3 mm的切口，将导管插入切口并进入主肺动脉，用丝线缝合固定图5C).
17. 切开心脏心尖部，以进入左心室，并通过灌注约15 ml低钾溶液冲洗肺血管系统内的血凝块⁺ 电解质溶液经肺动脉流入，从心尖流出至胸腔内（图 5D).
18. 将肺动脉（PA）插管连接至体外肺灌注（EVLP）回路。确保从回路通向肺动脉插管的流入管路已用灌注液预充，以避免空气进入心脏和肺部。
19. 打开主蠕动泵，将其调至低速（约2 ml/min），使灌注液经肺动脉流过，并从左心室流出至胸腔。 **关键步骤** 确保肺动脉压力不会突然升高，因为这可能是阻塞或插管不良的征兆（图6).
20. 关闭蠕动泵。
21. 将丝线缝合线置于心脏后方，环绕心室（图7).
22. 通过心尖插入一把小型手术镊，穿过二尖瓣进入左心房，开始左心房插管操作。
    注意：这将扩张二尖瓣并便于插管。过度扩张或过深扩张可能意外撕裂左心房，导致器官获取失败。
23. 将镊子从心脏上移开。
24. 将左心房插管经二尖瓣从心尖插入左心房。
25. 用丝线在心脏后方固定左心房插管（图8).
    注意：可将此缝线预先打结，以方便插管。
26. 将肺动脉套管连接到 离体 肺灌注回路（图9A不要在心脏-肺组织块完全从体内取出之前将左心房插管连接到EVLP回路。
27. 用止血钳夹住食管，并在止血钳下方（止血钳与膈肌之间）切断，以便利用食管将心肺结构向上牵拉。
28. 钝性分离周围组织，切断降主动脉及辅助血管，同时通过食管提起，游离心肺组织块。图9B).
29. 在气管插管头侧横断气管，以完全游离心肺组织块。
30. 取出心肺组织块并放置于体外肺灌注（EVLP）回路的指定位置图 9C).
31. 将左心房套管连接至流出管路，并启动主蠕动泵（图9D).

4. 离体 肺灌注

1. 迅速将通气管路从EVLP装置顶部移开，安装带有压力传感器的外壳，然后将通气管路重新连接至EVLP装置顶部的外壳上方。
   注意：这将允许记录通风数据并监测压力。
2. 确保灌注液充满气泡捕集器，且无气泡残留（即，空气栓子）被引入肺部。
3. 在最初的15分钟内，缓慢调整通气和灌注参数至目标实验水平。此外，在此初始上升阶段，将灌注流速逐步增加至目标流速和/或压力。
   注意：建议将呼吸机设置为产生间歇性深呼吸（sigh breaths），以促进液体从肺部排出，从而延缓肺水肿的发生。具有深呼吸功能的呼吸机可实现此类通气模式。
4. 将“时间0”定义为通气参数处于潮气量4 ml/kg、PEEP为2 cm H₂O的时刻₂O₂，且灌注参数处于预期水平并保持稳定。
5. 必要时，从取样口采集灌注液样本，用液氮速冻，并记录样本采集时间。
6. 实验结束后，分离出所需解剖组织样本，立即在液氮中速冻，或置于固定液中，以备后续研究。

结果

通过数据采集程序获取的实时力学数据可轻松用于检验多种假设。例如，图10A展示了来自10次大鼠实验的平均肺脏重量在60分钟内的变化，这些实验中动物采用低潮气量/低呼气末正压（PEEP）通气，分别为4 ml/kg和2 cmH₂O。尽管在整个实验过程中肺脏重量略有增加，但该变化在统计学上并不显著（ANOVA，p = 0.92）。图10B展示了来自12次大鼠实验的平均肺动脉压（PAP）在60分钟内的变化。0分钟时间点较低的PAP是由于所有实验开始时采用较低的灌注流速和通气参数所致，此后PAP保持稳定，在t=10 min后无统计学显著变化（秩次ANOVA，p = 0.89）。图10C展示了来自12次大鼠实验的肺血管阻力（PVR）在60分钟内的变化；尽管在t=20 min后PVR略有下降，但在本实验过程中PVR无统计学显著差异（秩次ANOVA，p = 0.65）。与本研究中所示PVR数据相比，Noda et al. 报道PVR在4小时内随时间略有上升。然而，这些作者报告的PVR数据起始于实验开始后1小时，而非实验起始点，且未提供标准差值⁷。此外，Noda et al. 未展示4小时实验中的肺水肿数据，因此无法与本研究中图10A所示数据进行比较。Noda et al. 的实验方法与本文所述方法的主要差异包括：在EVLP前将肺脏在含脂多糖（LPS）溶液中低温保存1小时；大鼠最初使用含异氟烷的气体混合物进行通气以实现麻醉；灌注液中添加了50 mg甲基泼尼松龙和50 mg头孢菌素；总灌注流量定义为计算心输出量的20%；灌注液样本仅在肺脏以100% O₂通气5分钟后采集；实验持续4小时。

实验过程中从灌注液中采集的样本也可用于多种分析目的。例如，在 图11 我们演示了高潮气量/高呼气末正压通气如何在60分钟内诱发促炎反应。在这些实验中，灌注液来自4只在损伤性通气条件下进行机械通气的大鼠。 即， 10 ml/kg 的高潮气量和 8 cmH₂O 的高呼气末正压₂O 组通过标准 ELISA 技术检测了促炎和抗炎细胞因子 IL1β、TNFα 和 IL4。如图所示 图11与通气前（0分钟）的细胞因子水平相比，60分钟的损伤性通气导致促炎性细胞因子IL-1β和TNFα水平出现具有统计学意义的升高，而抗炎性细胞因子IL-4的浓度无明显变化。因此，该EVLP系统能够产生在机械通气过程中常见的肺损伤特征。

图1. 小动物的示意图与照片 离体 肺灌注（EVLP）回路。 图中的字母与照片中的字母相对应。 请点击此处以查看此图的放大版本。

图 2. 所有传感器均已牢固连接至控制箱。 请点击此处查看该图的放大版本。

图3. 大鼠手术台已牢固地安置在临近位置 离体 肺灌注（EVLP）回路 请点击此处以查看此图的放大版本。

图 4. （A）在颅侧做一切口以暴露气管，但不暴露胸腔。（B）将丝线缝合线置于气管后方。（C）部分切断气管以准备插管。（D）将气管插管置入适当位置，并用丝线缝合线固定。请点击此处查看此图的放大版本。

图 5. （A）牵开胸腔以暴露心脏和肺。（B）准备在肺动脉后方放置缝线。（C）对肺动脉进行插管，并用预先放置的丝线结扎。（D）通过肺动脉灌注低 K⁺ 电解质溶液，并从左心房流出，以清除任何血凝块。请点击此处查看该图的放大版本。

图6. 灌注肺脏时增加肺动脉血流可能导致肺动脉压力急剧升高。 如果插管操作正确且无明显阻塞，压力应下降。 请点击此处查看此图的放大版本。

图7. 将丝线缝合于整个心脏周围，为左心房插管做准备。 请点击此处查看此图的放大版本。

图8. 左心房插管用丝线缝合固定。 请点击此处查看该图的放大版本。

图9. (A肺动脉插管连接至 离体 肺灌注回路。 (B) 钳夹食管，并钝性分离结缔组织以取出心肺组织块。C心脏-肺组织块从胸腔中取出并放入 离体 肺灌注回路。D左心房与 离体 肺灌注回路 请点击此处查看此图的放大版本。

图10. （A）雄性Sprague Dawley大鼠在60分钟ex vivo肺灌注期间的肺重量（n=10）。（B）雄性Sprague Dawley大鼠在60分钟ex vivo肺灌注期间的肺动脉压（n=12）。（C）雄性Sprague Dawley大鼠在60分钟ex vivo肺灌注期间的肺血管阻力（n=12），N.S. 表示无统计学显著差异。请点击此处查看此图的放大版本。

图11. 高潮气量（10 ml/kg）和高PEEP（8 cmH₂O）通气1小时对灌注液中促炎性和抗炎性细胞因子浓度的影响。 n=4，*表示与0小时样本相比具有统计学显著差异（p < 0.05）。请点击此处查看该图的放大版本。

图12. (A) 连接到体外肺灌注（EVLP）回路的肺，通气和灌注正常。(B) 高水平的呼气末正压（PEEP）导致气管分叉处撕裂，使气泡在损伤处形成并充满人工胸腔。请点击此处查看该图的放大版本。

图13. （A）肺动脉插管。该插管比左心房插管更小。（B）左心房插管。该插管明显大于肺动脉插管。（C）气管插管。该插管带有肋状结构，有助于用丝线缝合固定气管。插入气管的一端略呈尖形，以方便将插管插入气管。请点击此处查看该图的放大版本。

图14. （A）用镊子夹住心脏心尖，准备切开右心室，以便插管进入肺动脉。（B）使用一对小型钝头镊子扩张二尖瓣环，有助于更清晰地观察通向左心房的路径。请点击此处查看该图的放大版本。

讨论

系统监测

实验顺利进行时的现象：

当导管已接入回路且肺脏开始通气后，可通过多种方式确认系统运行正常。灌注液在管路中应无任何泄漏。肺血管阻力（PVR）应保持相对稳定（假设流量恒定）。当呼吸机正常工作并扩张肺脏以募集更多肺泡进行气体交换后，氧交换能力应有所提升。图12A展示了在人工胸腔内连接至EVLP回路、通气和灌注均正常的肺脏。

实验进行不顺利时的表现：

在EVLP实验的初期阶段，有一些常见问题的发生率较高。第一个也是最容易解决的问题是肺部流出管道出现泄漏。这种泄漏可通过观察到部分管路下方有灌注液积聚，以及储液器中的液位持续下降而被发现。应检查并拧紧泄漏区域附近的任何管路连接处，并检查管路本身是否存在泄漏。如果泄漏发生在进入肺部之前，还可能将气泡引入肺内。这种情况应尽快处理，因为灌注液中的气泡会导致组织损伤，并显著增加肺血管阻力（PVR）。此外，泄漏也可能来自肺组织本身或其中一根插管。这可能是由于插管滑脱，或流出管路发生阻塞导致压力积聚所致。应检查两根插管的位置，确保其均未发生滑脱或扭曲。在此过程中还应监测肺动脉（PA）压力，因为PA压力的瞬时升高是管路发生某种阻塞的明显征象。图12B展示了一个因压力过高而破裂的肺。肺组织本身的泄漏也可能是由于组织撕裂所致。此问题可能可以修复，也可能无法修复，但在这种情况下，最佳处理方式是重新调整并再次固定插管。

关键学习要点/机会：

通过反复试验对离体肺灌注系统（ex-vivo lung perfusion, EVLP）的优化，我们已确定若干关键问题，现概述如下，以促进 EVLP 系统的高效实施。首先，在器官获取方面，必须遵循标准麻醉技术，确保动物得到充分麻醉（使用足量麻醉剂，并注入腹腔），同时须严格遵守 IACUC 的所有规定。导管（如图 13 A、B 和 C 所示）应反复冲洗，以清除肺血管系统内的任何血块或碎片。在动物选择方面，我们建议使用体重为 250–350 g 的 Sprague Dawley 或 Lewis 大鼠。对于体重接近 250 g 的大鼠，插管时需格外小心，因其血管较细，插管操作更困难，容易损伤血管系统。若使用更小的大鼠或小鼠模型，则可能需要选用更小的导管。

气管插管通常并不困难，关键在于插管前先分离周围筋膜，将丝线从气管后方穿过并妥善固定。随后，在结扎线以上1-2个气管环处做一前侧切口，以便插入导管。为确保导管稳固，应将方结打在气管环之间的沟槽内，以增强固定效果图4C）。与气管插管相比，肺动脉（PA）插管更具挑战性。本研究采用以下步骤进行该操作：首先，用一对镊子夹住心尖；将另一对镊子经由横窦插入，并穿过缝线以固定插管于近端肺动脉。在右心室流出道（RVOT）前方立即切开右心室图14A）。在切开右心室流出道后，将导管引导至肺动脉流出道。在右心室切开前，先将缝线置于肺动脉/主动脉后方，可提高操作效率（图5C）。应使用缝线将导管固定在位，以防移位。若肺动脉（PA）导管未处于正确的解剖方位，可能会发生严重并发症。导管插入过深可能导致仅灌注单一分支，或在取出心肺标本时因扭转而造成导管位置不当。此时可轻易将其重新调整至原始位置，以维持正确的解剖角度。最后，左心房（LA）插管是该操作中最困难的部分。左心房导管必须准确置入左心房内。由于组织极为脆弱，操作时需格外注意，避免施加过大外力或扭转动作，以防肺静脉撕裂 &左心房，否则将导致实验无法挽救。肺动脉插管应优先于左心房插管放置。研究表明，通过左心室切口切除心尖，可破坏腱索，从而更易经二尖瓣叶进入。此外，心室切口还有助于扩张和观察二尖瓣，并便于将插管经二尖瓣送入。使用一对小型钝头镊子扩张二尖瓣环，有助于观察通往左心房的路径（图14B缝合线应在插管前置于心脏后方。操作时可使用一对小型钝头镊子轻轻抬起心脏，将缝合线置于心脏下方并横穿通过。此时左心房已准备就绪，可进行插管。将左心房插管经由镊子之间送入，以便清晰观察插管进入左心房的位置。需特别注意避免插管滑入左心室。随后应将缝合线紧密固定于左心室心肌上。若将缝合线固定在左心房，可能造成插管全部或部分阻塞。

在操作过程中，必须确保装置的流入部分无任何空气残留。若存在较大量的空气，可能引发空气栓塞，增加肺血管阻力（PVR）（相当于形成“气锁”），从而导致在给定压力下灌注液的流量显著降低。可通过系统中的多个位点排除空气。流出部分存在空气属于正常现象，不会对肺组织产生有害影响。已有研究表明，通过持续向猪模型中注入少量空气，可在8周内成功复制肺动脉高压的病理状态。增加的空气量会减少灌注量，同时引起周围组织的炎症反应¹⁹。

在完成插管后但来自左心房（LA）的导管尚未连接到体外肺灌注（EVLP）管路之前，即可开始灌注。应让灌注液流经管路以清除任何血凝块，此过程中的灌注液可无碍地排入胸壁内。将灌注泵切换至手动模式，并缓慢增加流速至约 2 ml/min，以便密切监测肺动脉（PA）压力。当压力超过 20–30 cmH₂O 时，可能提示存在阻塞；同时观察是否有灌注液从左心房流出也可作为判断依据，但该现象通常难以察觉。若压力确实升至 20–30 cmH₂O 以上，应立即停止灌注泵并重新检查两处插管情况。待压力稳定在 10–20 cmH₂O 左右后，让灌注液持续流经并进入胸腔约 2 分钟。此时可将来自左心房的导管连接至 EVLP 循环系统。随后可将灌注泵速度提高至 5–10 ml/min。随着液柱在管路中推进，由于液柱高度增加，静压随之上升，肺动脉压力也会相应升高。如果液体无法越过管路中的最高点，可能需要在管路另一端施加负压吸引，或尝试降低管路最高部分的位置。一旦克服该问题，灌注液应能顺利循环，无任何障碍。

使用呼吸机时需注意几个问题。首先，随着肺部水肿加重、重量增加，可能发生支气管/气管扭曲以及心肺位置改变。保持插管处于相对正常的解剖位置非常重要，因此可能需要调整一根或两根插管的位置。该体外肺灌注（EVLP）系统可兼容压力控制或容量控制呼吸机，以及正压或负压通气模式。在大鼠模型中，我们发现采用正压、容量控制通气模式，潮气量设置在4–10 ml/kg、呼气末正压（PEEP）设置在2–8 cmH₂O时效果良好。然而，当PEEP达到8 cmH₂O时，可能导致气管分叉处发生破裂。每次实验（或连续进行的多组实验）结束后，应清除通向气管的通气管路中可能沿气管上行的支气管肺泡灌洗（BAL）液体。若不及时清理，该液体会逐渐硬化，完全堵塞通气管路。

灌注液的成分对于成功的离体肺灌注（EVLP）实验至关重要。5%的右旋糖酐混合液可实现接近生理状态的肺灌注，维持稳定的胶体渗透压以促使液体回流入血管系统，从而防止水肿，并预防肺血管内血栓形成。需要注意的是，某些品系的大鼠可能对右旋糖酐过敏，从而引发肺水肿²⁰。本研究中所有实验组的灌注液成分保持一致，因此右旋糖酐含量不应成为混杂因素。胶体渗透压是一个关键变量，可能改善或导致组织水肿。已有研究在该系统中使用 commercially available 灌注液，这些溶液针对冷静态保存或常温灌注进行了优化，可延长肺脏的存活时间。我们注意到，其中一些溶液含有白蛋白，而一个潜在担忧是牛源白蛋白可能在啮齿类动物肺组织中引发炎症反应。尽管最佳灌注液成分仍在持续研究中，但灌注液的设计必须综合考虑胶体渗透压、渗透压以及缓冲能力。我们建议采用改良的Krebs–Henseleit溶液或细胞培养基作为基础溶液。胶体渗透压应根据具体应用选择由右旋糖酐或白蛋白来维持。灌注压力和流速会影响器官状态，超生理范围的灌注参数可能使器官易于发生机械性损伤。

实验过程中的视觉指示：

有许多视觉提示以及实时数据指标可用于判断离体肺灌注（EVLP）实验是否顺利进行。肺脏体积应保持不变，每次呼吸后均能回缩至相同的容积。肺组织本身不应出现任何泄漏。肺血管阻力（PVR）、肺脏重量和顺应性应保持相对稳定。氧合能力应保持稳定或略有升高。

实验过程中肺组织受损时会出现多种视觉指征。肺组织会变得水肿，并在大小和重量上迅速增加。肺的颜色会发生改变（由浅粉褐色变为白色），并且可在组织中观察到液体积聚的区域。如果气管或肺因气压伤或过度扩张而破裂，损伤部位将出现气泡（图12B）。此外，氧气产量会下降，肺血管阻力（PVR）和顺应性也会显著升高。

在啮齿类等小型动物上使用离体肺灌注（EVLP）模型的潜力，为未来改善肺移植治疗的研究打开了大门。然而，该小型动物模型需要更深入的理解，以真正模拟肺移植过程。该模型未来可用于改进医学治疗，并为后续肺移植研究确定基线参数。

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
基本肺灌注系统 IPL-2	Harvard Apparatus
5号不锈钢镊子，弯曲，11 cm	Kent Scientific Corporation	IND500232
5号 Dumostar 镊子，11 cm	Kent Scientific Corporation	INS500085-A
7号钛合金镊子，12 cm，尖端弯曲	Kent Scientific Corporation	INS600187
McPherson-Vannas 剪刀，8 cm，直刃，5 mm	Kent Scientific Corporation	INS14124
Vannas 剪刀，8 cm，直刃，5 mm	Kent Scientific Corporation	INS14003
器械消毒托盘，5" × 7"	Kent Scientific Corporation	INS800101
肝素，每30 ml含30,000单位	APP Pharmaceuticals	由俄亥俄州立大学药房提供
氯胺酮，每5 ml含500 mg	JHP Pharmaceuticals	由俄亥俄州立大学药房提供
赛拉嗪，每1 ml含100 mg	Akorn	由俄亥俄州立大学药房提供
10 cc胰岛素注射器，29 G × 1/2"针头	B-D	309301
Hyflex NBR	Ansell	S-17310M	防咬手套
BL1500	Sartorius	Practum 1102-1S	天平
大号平底固定器	Braintree Scientific Inc	FB L 3.375 直径 × 8.5，适用于250–500克大鼠	大鼠注射用隧道
斯特林无粉丁腈检查手套，大号	Kimberly-Clark	50708
Rapidpoint 405	Siemens		血气分析仪
纤维氧合器 D150	Hugo Sachs Elektronik	PY2 73-3762
LabChart v7.3.7	ADInstruments
气管插管	Harvard Apparatus	733557
肺动脉插管	Harvard Apparatus	730710
左心房插管	Harvard Apparatus	730712
蠕动泵	Ismatec	ISM 827B
小型动物呼吸机，型号683	Harvard Apparatus	55-000
Ecoline Star Edition 003, E100	Lauda	LCK 1879	水浴加热器
管路盒	Cole-Parmer	IS 0649
D150连接套件	Cole-Parmer	VK 73-3763
PowerLab 8/35	ADInstruments	730045
TAM-A换能器放大模块，型号705/1	Hugo Sachs - Harvard Apparatus	73-0065
TAM-D换能器放大器，型号705/2	Hugo Sachs - Harvard Apparatus	73-1793
SCP灌注伺服控制器，型号704	Hugo Sachs - Harvard Apparatus	732806
CFBA载频桥式放大器，型号672	Hugo Sachs - Harvard Apparatus	731747
VCM呼吸机控制模块，型号681	Hugo Sachs - Harvard Apparatus	731741
TCM时间控制模块，型号686	Hugo Sachs - Harvard Apparatus	731750
IL2灌注液管路组件	Harvard Apparatus	733842
湿化室管路组件	Harvard Apparatus	73V83157
Tygon E-3603管路，内径2.4 mm	Harvard Apparatus	721017	进入肺部的灌注液管路
Tygon E-3603管路，内径3.2 mm	Harvard Apparatus	721019	离开肺部的灌注液管路
低钾右旋糖酐葡萄糖溶液			用于肺冲洗