脂质体在肿瘤内部的异质性蓄积与异常的肿瘤微环境相关。本文介绍了通过灌注成像和基于影像引导的机器人系统测量肿瘤微循环及升高的间质液压力（IFP）的方法。这些测量结果与利用容积微计算机断层扫描（micro-CT）成像确定的脂质体在肿瘤内部的蓄积情况进行比较。
需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用
本文内容
摘要
摘要
肿瘤内脂质体分布不均是决定其疗效的关键因素。肿瘤微循环紊乱和间质液压（IFP）升高均与基于纳米技术的药物递送系统（如脂质体）在肿瘤内的分布不均密切相关。本研究通过探究肿瘤微循环、升高的IFP与纳米颗粒蓄积之间的关系 体内 实验通过动态对比增强计算机断层扫描（DCE-CT）评估肿瘤微循环，并利用一种新型图像引导的机器人穿刺针定位系统连接微CT扫描仪来测量肿瘤间质液压力（IFP）。通过基于CT图像评估一种稳定包封造影剂碘海醇的纳米脂质体制剂（CT-脂质体），确定脂质体在肿瘤内的积聚情况。CT成像实现了在单个乳腺癌皮下异种移植小鼠模型中，肿瘤血流动力学、IFP及CT-脂质体积聚空间分布的共定位分析。测量结果揭示灌注和血浆容积分数是脂质体在肿瘤内分布的重要调控因素。此外，结果提示IFP通过调节血流在脂质体分布中起间接调控作用。
引言
测量纳米颗粒药物递送系统在肿瘤内部的蓄积情况，可能为判断肿瘤内是否已达到足够的细胞毒性药物浓度提供一种重要工具。该领域的研究发展推动了 "可成像的" 脂质体系统可实现无创且定量的 体内 使用正电子发射断层扫描（PET）等成像方式检测药物递送载体1光学荧光2和计算机断层扫描（CT）3,4 和磁共振成像（MRI）5成像技术已被用于确定脂质体递送系统的药代动力学和生物分布，并揭示纳米颗粒在个体间及肿瘤内蓄积的异质性程度。6,7然而，仅对纳米颗粒进行成像并不能识别导致其在肿瘤内蓄积和分布不佳的生物学屏障。这一知识对于合理设计更有效的制剂以及改善瘤内蓄积的策略至关重要。8已证明，可以通过应用治疗策略来调节特定的生物屏障，从而改善纳米颗粒的转运。9此外，已开发出纳米颗粒制剂，以专门克服特定的生物转运屏障。10在这两种情况下，生物屏障的测量可用于指导选择合适的纳米颗粒药物递送策略。
肿瘤微循环和升高的IFP被认为是决定纳米颗粒（如脂质体）在实体瘤内蓄积的两个关键因素9,11。然而，其他影响脂质体蓄积不良的因素还包括致密的细胞外基质、不通透的脉管系统以及固体组织压力12。这些屏障在时空上相互关联，其中异常的血流和升高的间质液压力是驱动纳米颗粒初始递送和血管外渗的两个重要因素。如前所述，明确肿瘤微循环、升高的IFP与脂质体在肿瘤内蓄积之间的关系，对于正确解读脂质体成像数据至关重要。本文介绍了定量测定实体瘤中肿瘤微循环、升高的IFP与纳米颗粒蓄积之间关系的方法。该方法通过联合定位测量实现：利用容积CT成像检测肿瘤内CT脂质体对比剂的分布，利用动态对比增强CT成像评估肿瘤微循环，以及利用图像引导的机器人针头定位系统（称为CT-IFP机器人）测量肿瘤IFP13。
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
方案
所有体内实验均在经大学健康网络机构动物护理与使用委员会批准的方案下进行。
1. 动物模型
- 培养5至7天 x 106 DMEM 培养基中加入 10% 胎牛血清（FBS）和 100 倍稀释的青霉素-链霉素，培养 MDA-MB-231 乳腺腺癌肿瘤细胞。
- 当细胞融合度达到80%时，使用0.05%胰蛋白酶-EDTA溶液消化收集细胞。消化3–5分钟后，加入3倍体积的DMEM中和胰蛋白酶-EDTA。取15 µl细胞悬液，用血细胞计数板进行细胞计数。将细胞在200 × g离心5分钟形成细胞沉淀，然后重悬于HBS中，调整细胞浓度为10 × 10⁶ cells/ml。6 每毫升细胞数
- 通过皮下注射1至2个肿瘤组织，植入皮下（SC）肿瘤 x 106 每只8至12周龄雌性SCID小鼠（n = 5）的后肢注射细胞。使用标准的25 G针头进行注射。
- 使用游标卡尺监测肿瘤生长（体积 = 0.5 x 长度 x 宽度2）并在皮下肿瘤体积达到预定大小后开始测量 >200 mm3 （大约7到9天）。
2. CT脂质体的制备与表征
- 脂质体的制备
- 将用于CT脂质体的脂质组分（200 mmol/L），包括1,2-二棕榈酰-sn-甘油-3-磷酰胆碱（DPPC）、胆固醇（CH）和1,2-二硬脂酰-sn-甘油-3-磷酰乙醇胺-N-聚（乙二醇）2000（DSPE-PEG2000），以55:40:5的摩尔比溶于无水乙醇中，在70 °C条件下溶解。
- 在70 °C下加热以蒸发乙醇，然后向溶液中加入CT对比剂碘海醇（含碘300 mg/ml），使终浓度的脂质为100 mM。
- 在70 °C下孵育溶液4小时，期间频繁涡旋振荡。
- 为获得单层囊泡，使用10 ml脂质挤出器，先在250 psi压力下将样品通过两个堆叠的200 nm孔径膜挤出5次，随后在400 psi压力下通过两个堆叠的80 nm孔径膜再挤出5次。每次挤出循环开始时，用移液器将10 ml脂质体加入挤出器中，每次挤出循环后收集至无菌锥形管或玻璃小瓶中。
- 使用截留分子量为100 kDa的透析袋，将未包封的碘海醇在0.02 mM HEPES缓冲盐水溶液（HBS，pH 7.4）中透析16小时，外部溶液体积为内部体积的250倍。例如，将1 ml脂质体溶液置于透析袋内，袋外加入250 ml HBS溶液于烧杯中。
- 使用750,000 截留分子量（nominal MWC）的商业化切向流过滤系统，按照制造商说明书浓缩CT脂质体，浓缩至终浓度碘浓度约为55 mg/ml。-1.
- 脂质体表征
- 通过加入10倍体积过量的乙醇裂解CT-脂质体以释放ioxehol，随后用100倍体积过量的去离子水稀释，测定包封率即 10 μl 脂质体经100 μl 乙醇破裂后，稀释至终体积10 ml。
- 使用紫外分光光度计在245 nm波长处检测碘海醇浓度。通过计算释放的碘海醇量与制备过程中加入的药物量之比，求得包封率。
- 使用动态光散射粒径分析系统，按照制造商说明书测定流体动力学直径和泽塔电位。将CT-脂质体溶液稀释200倍（即 5 μl 脂质体溶于1 ml去离子水中，终体积为1 ml，以方便测量。
3. 肿瘤微循环及CT脂质体分布的CT成像
注意：若使用不同的软件版本或设备，请遵循制造商的说明进行容积扫描。
- 使用2%异氟烷与医用空气或氧气混合麻醉每只小鼠，并通过捏脚趾观察无反应以确认麻醉效果。在小鼠眼睛上涂抹眼膏以防止麻醉期间眼睛干燥。将动物俯卧位固定，用胶带将其四肢固定于一块薄塑料板上。
- 将连接在20 cm PE10管上的定制27 G导管插入小鼠尾侧静脉，并用数片胶带固定。
- 准备一支1 ml注射器，内含至少200 µl的CT脂质体。另准备一支1 ml注射器，装入生理盐水，用于冲洗导管。最后，准备一支1 ml注射器，内含至少150 µl游离碘海醇与生理盐水按体积比9:1混合的溶液。
- 将小鼠俯卧于微型CT扫描仪的载物床上。使用激光定位系统，使每次扫描时肿瘤处于大致相同的方向。
- 将CT-脂质体注射器放入注射泵中，并将导管连接到注射器上。设置泵速为每秒10 µl。
- 使用CT扫描仪控制台软件执行明场-暗场校准扫描，以初始化系统。针对每个感兴趣的成像协议，选择明场-暗场扫描选项，从下拉菜单中选择“明场-暗场”，然后按下扫描按钮以启动校准。
- 在注射任何对比剂之前，对肿瘤进行容积解剖显微CT扫描。观察CT扫描仪控制台软件指示器，确保CT扫描仪的安全联锁已解除。在CT扫描仪控制台上选择扫描程序，设置X射线能量为80 kV，管电流为70 mA，并在16秒内采集1,000幅图像投影。按下扫描按钮以启动扫描。
- 使用注射泵以每公斤体重400 mg碘的浓度注射CT脂质体团注液-1将泵设置为注入约150 µl的体积（假设为25 g小鼠）。按下泵上的“启动”按钮进行注射。用50 µl生理盐水手动冲洗导管（为导管体积的两倍），以确保完全注入全部试剂并保持导管通畅。
- 注射CT脂质体后等待10分钟，然后使用3.5中所述的相同方法和设置进行第二次解剖扫描。
- 使用与3.3节所述相同的注射速率设置，通过注射泵注入100 µl自由碘海醇与生理盐水按体积比9:1混合的溶液，进行DCE-CT扫描。
- 在CT扫描仪控制台上选择5分钟动态扫描程序，该程序使用80 kV的X射线能量设置和90 mA的管电流，在前30秒内每秒采集416幅图像投影，随后每10秒采集一次。先采集5秒的DCE-CT数据，然后按下注射泵的启动按钮。
- DCE-CT扫描后，进行容积解剖显微CT扫描。
- 在注射CT脂质体后48至72小时内，采用与步骤3.5中所述相同的容积CT设置，采集解剖学CT图像。
- 使用GPU重建软件对解剖CT和DCE-CT数据进行重建。
- 将图像载入重建软件中。使用鼠标在图像上绘制感兴趣区域（ROI）以选择需要重建的区域。设置重建图像的保存路径和文件名，并将输出文件类型选择为“.mat”。
注意：软件将自动将重建体素大小设置为 0.153 x 0.153 x 0.153 mm3 用于解剖扫描和 0.153 x 0.153 x 0.462 毫米3 用于DCE-CT扫描。点击“开始重建”按钮。
- 将图像载入重建软件中。使用鼠标在图像上绘制感兴趣区域（ROI）以选择需要重建的区域。设置重建图像的保存路径和文件名，并将输出文件类型选择为“.mat”。
- 使用CT脂质体注射前和注射后10分钟的扫描图像，按照先前所述方法计算血浆容积分数3此外，利用碘海醇注射前和注射后5分钟的扫描结果，按照先前所述方法计算间质容积分数7.
- 通过将DCE-CT数据导入具备在肿瘤体积内划定感兴趣区域（ROI）功能的软件，获取时间-强度曲线（TICs）。随后计算ROI内CT增强值随时间变化的平均值。本实验中，采用自主开发的软件识别ROI并计算TIC。
- 通过使用双室示踪剂动力学模型拟合测得的时间-密度曲线（TIC），获得灌注和血管通透性的定量估计值。拟合可借助DCE-CT分析软件完成，并将血浆容积分数和间质容积分数的先验估计值作为双室示踪剂动力学模型中的固定参数。采用既往报道的方法获取血浆和间质容积分数的先验估计值14.
4. 肿瘤间质液压力的空间测量
- 为测量IFP，将25 G脊髓针通过50 cm的PE20聚乙烯管连接至压力传感器和IFP采集系统。用肝素硫酸盐/生理盐水溶液（1:10）冲洗整个系统。 使用前用70%异丙醇对针头进行消毒。
- 打开采集系统，启动IFP采集软件，并加载设置文件以校准系统，使其以mmHg为单位采集IFP数据。点击“采集”按钮以持续收集IFP数据。
- 在注射CT脂质体后48至72小时之间进行IFP测量（此时间对应CT脂质体在肿瘤中积累的峰值时间），采用4.8节所述方法。将IFP针头连接至CT-IFP机器人。
- 执行校准扫描，以对齐CT-IFP机器人与CT扫描仪的坐标系。将定位标记附件安装到CT-IFP机器人上，并在定位标记处于四个不同位置时进行四次容积CT扫描。
- 启动CT-IFP机器人控制器软件，初始化机器人，并通过输入x、y、z靶向位置并点击“go”按钮，将机器人移动至三个位置。
- 在以下x、y、z坐标处进行CT扫描：(1) 0,0,0；(2) -10,0,0；(3) 0,7,0；(4) 0,0,10。使用CT扫描仪软件选择90 kV、10 mA、16秒的扫描参数，点击“Start”开始扫描。按照3.10节所述方法重建扫描图像。
- 启动CT-IFP机器人对准软件。点击“Registration Data”区域中加载的“add”按钮，选择在4.3节中获得的四幅重建注册扫描图像，然后点击“open”。
注意：定位标记的像素位置将自动输入软件中。- 点击“Calculate Transform”按钮，然后点击“Apply Transform”按钮。此操作生成对准数据，用于将CT-IFP机器人的坐标系转换为CT扫描仪的坐标系。校准完成后，将动物平台安装到CT-IFP机器人上。
- 使用2%异氟烷与医用空气或氧气混合对每只小鼠进行麻醉，并通过轻捏脚趾观察无反应以确认麻醉效果。将动物固定在CT-IFP机器人平台上，并调整小鼠位置，使肿瘤可被CT-IFP机器人系统接触。使用胶带固定肿瘤，防止在插入IFP针头时移动。
- 在插入IFP针头前，进行一次解剖学微型CT扫描。使用3.10节所述步骤重建CT数据。
- 将针头插入前的CT数据载入CT-IFP机器人对准软件。调整窗宽和窗位以清晰显示肿瘤。在任意图像中点击肿瘤边缘的一点，再点击另一边缘位置。
注意：软件将自动计算两点之间线性路径上的一系列位置。记录从列表中选出的5至8个等间距位置的x、y和z坐标。 - 在插入针头前，用肝素生理盐水溶液冲洗针头，以准备IFP系统。
- 将预先确定的第一个针头位置的x、y、z坐标输入CT-IFP机器人控制软件，点击“go”按钮使机器人移动至目标位置。点击“Insert Needle”按钮将针头插入组织。
- 插入针头后，通过捏压并释放PE20管路，确认IFP针头与组织之间具有良好的液体连通性，观察IFP采集软件上IFP测量值是否升高并恢复至捏压前水平。若测量值未恢复至基线，则舍弃该次测量。
- 在针头插入状态下获取一次解剖学CT扫描，然后在CT-IFP机器人控制软件中点击“Retract Needle”按钮，将针头从组织中撤出。若针头拔出后IFP值未恢复至插入前水平，则舍弃该次IFP测量结果。这表明针头在测量过程中可能被堵塞。对每个针头位置重复执行步骤4.8至4.10。
- 通过计算针头端口相对于肿瘤体积质心的x、y、z位置，确定针头在肿瘤体积内的具体位置，该位置由针头插入后的容积CT扫描图像确定。
- 完成所有测量后，将动物放回笼中。不得使其无人看管，并需密切观察直至其恢复意识并能维持胸卧位。
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
结果
上述方案应获得包载碘海醇浓度、平均脂质体直径和ζ电位分别为55 mg ml-1分别为 91.8 ± 0.3 nm 和 -45.5 ± 2.5 mV。 图1a 包含具有代表性的DCE-CT成像结果，生成显示肿瘤内碘海醇蓄积随时间变化的容积数据时间序列。在肿瘤内选择感兴趣区域（ROI）可获得时间-密度曲线（TIC），该曲线可通过示踪剂动力学建模方法进行量化，以估算血流量、血管通透性、血浆容积分数和间质容积分数。图1b）。在本研究中，采用了一个双室示踪剂动力学模型，并利用Matlab中实现的非线性曲线拟合程序对测得的时间-强度曲线（TIC）进行拟合14将肿瘤体积分割为多个大小相等的兴趣区域，可实现对肿瘤体积内血流动力学参数空间分布的定量分析。图1c分割可手动进行，但耗时且困难，也可采用此处使用的算法自动完成，该算法利用球面坐标系将肿瘤划分为多个等尺寸的感兴趣区域（ROI）。动态对比增强CT（DCE-CT）方法可定量评估灌注、血管通透性...
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
讨论
本文介绍的基于成像的测量方法可用于确定肿瘤微循环特性、组织间液压力（IFP）以及CT脂质体积累的空间分布。以往尝试关联这些特性的研究依赖于对多只荷瘤动物进行整体测量，因此难以灵敏地揭示纳米级药物递送系统在肿瘤内积累异质性现象背后的机制15。动态对比增强CT（DCE-CT）提供了一种测量肿瘤内微循环特性差异的工具，容积CT可准确描绘CT脂质体沉积的动力学过程，而CT-IFP机器人系统则可在同一只动物体内实现IFP的空间定位图谱绘制。此外，DCE-CT成像是一种已在临床环境中获批用于评估肿瘤血流动力学的方法，这使得本研究的结果具有潜在的临床转化价值。
鉴于测量的复杂性，为确保获得可靠的数据集，有几个关键因素需要注意。基于DCE-CT的肿瘤微循环定量分析在准确评估肿瘤血流动力学方面可能是最具挑战性的。该方法需要获取具有高信噪比（SNR）的时间-密度曲线（TICs），并采用稳健的拟合算法对TICs进行定量分析16,17。通过目视检查TICs，可将低信噪比的数据从分析中剔除。此外，若操作不当，即使对高信噪比的TICs进行拟合，也可能导致肿瘤灌注、血...
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
披露
作者无任何利益冲突需要披露
致谢
作者谨此感谢 Javed Mahmood 博士在培养 MDA-MB-231 细胞及移植 MDA-MB-231 异种移植瘤方面提供的帮助，感谢 Linyu Fan 在制备 CT 脂质体方面的贡献。Shawn Stapleton 感谢加拿大自然科学与工程研究委员会研究生奖学金项目以及加拿大卫生研究院（CIHR）21 世纪放射治疗研究卓越战略计划（EIRR21）提供的经费支持。本研究得到了加拿大特里·福克斯基金会新前沿计划（020005）和加拿大卫生研究院（102569）资助项目的资助。
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| MDA-MB-231 转移性乳腺腺癌肿瘤细胞 | ATCC | HTB-26 | |
| 杜氏改良伊格尔培养基（DMEM） | Life Technologies | 11965-092 | |
| 胎牛血清（FBS） | Sigma-Aldrich | F1051 | |
| HyClone 青霉素-链霉素 100 倍溶液 | GE Healthcare Life Sciences | SV30010 | |
| 胰蛋白酶-EDTA（0.05%），含酚红 | ThermoFisher Scientific | 25300-054 | |
| 1,2-二棕榈酰-sn-甘油-3-磷酸胆碱（DPPC） | Avanti Lipids Inc., USA | 850355P | |
| 胆固醇（CH） | Avanti Lipids Inc., USA | 700000P | |
| 1,2-二硬脂酰-sn-甘油-3-磷酸乙醇胺-N-聚（乙二醇）2000（DSPE-PEG2000） | Avanti Lipids Inc., USA | 880128P | |
| Omnipaque（碘海醇）300 mg 碘/ml | GE Healthcare, CA | ||
| 80 nm 孔径 Track-Etch 聚碳酸酯膜 | Whatman Inc., USA | ||
| 200 nm 孔径 Track-Etch 聚碳酸酯膜 | Whatman Inc., USA | ||
| 10 m Lipex 挤出器 | Nothern Lipids Inc, CA | ||
| 截留分子量（MWCO）为 8 kDa 的透析袋 | Spectrum Labs, USA | ||
| 标称分子量截留值（NMWC）为 750,000 的切向流层析柱 | MidGee 超滤柱，GE Healthcare, CA | ||
| 蠕动泵 | Watson Marlow Inc., USA | ||
| 紫外分光光度计 | Helios γ, Spectronic Unicam, USA | ||
| 90Plus 粒径分析仪 | Brookhaven, Holtsville, USA | ||
| eXplore Locus Ultra 微型 CT 系统 | GE Healthcare, CA | 通过 CT-Console 软件操控 | |
| AxRecon 基于 GPU 的重建软件 | Acceleware Corp. CA | ||
| 27 G 带翼输液导管 SURFLO | Terumo Medical Products, USA | SV*27EL | |
| PE20 聚乙烯导管 | Becton Dickinson, USA | 427406 | |
| 笔尖式 25 G × 3.5′′ Whitacre 脊髓穿刺针 | Becton Dickinson, USA | 405140 | IFP 针 |
| P23XL 压力传感器 | Harvard Apparatus, CA | P23XL | |
| PowerLab 4/35，桥式放大器，配备 LabChart Pro 7.0 | ADInstruments Pty Ltd., USA | PL3504, FE221 | IFP 采集系统及采集软件 |
| CT-Sabre 小动物介入系统（CT-IFP 机器人） | Parallax Innovations, CA | 通过 CT-IFP 机器人控制软件操控 | |
| CT-IFP 机器人校准软件 | 定制 Matlab 软件 | ||
| DCE-CT 分析软件 | 定制 Matlab 软件 | ||
| Matlab 2013b | Mathworks, USA |
参考文献
- Seo, J. W., Zhang, H., Kukis, D. L., Meares, C. F., Ferrara, K. W. A novel method to label preformed liposomes with 64Cu for positron emission tomography (PET) imaging. Bioconjugate chemistry. 19 (12), 2577-2584 (2008).
- Huang, H., Dunne, M., Lo, J., Jaffray, D., Allen, C. Comparison of Computed Tomography- and Optical Image-Based Assessment of Liposome Distribution. Molecular Imaging. 12 (3), 148-160 (2013).
- Stapleton, S., et al. A mathematical model of the enhanced permeability and retention effect for liposome transport in solid tumors. PloS one. 8 (12), e81157(2013).
- Zheng, J., et al. A multimodal nano agent for image-guided cancer surgery. Biomaterials. 67, 160-168 (2015).
- Zheng, J., Liu, J., Dunne, M., Jaffray, D. A., Allen, C. In vivo performance of a liposomal vascular contrast agent for CT and MR-based image guidance applications. Pharmaceutical research. 24 (6), 1193-1201 (2007).
- Harrington, K. J., et al. Effective targeting of solid tumors in patients with locally advanced cancers by radiolabeled pegylated liposomes. Clinical Cancer Research. 7 (2), 243-254 (2001).
- Stapleton, S., Allen, C., Pintilie, M., Jaffray, D. A. Tumor perfusion imaging predicts the intra-tumoral accumulation of liposomes. J Control Release. 172 (1), 351-357 (2013).
- Lammers, T., Kiessling, F., Hennink, W. E., Storm, G. Nanotheranostics and image-guided drug delivery: current concepts and future directions. Mol. Pharm. 7, 1899-1912 (2010).
- Stapleton, S., Milosevic, M. F. Cancer Targeted Drug Delivery. , Springer. 241-272 (2013).
- Blanco, E., Shen, H., Ferrari, M. Principles of nanoparticle design for overcoming biological barriers to drug delivery. Nature biotechnology. 33 (9), 941-951 (2015).
- Heldin, C. H., Rubin, K., Pietras, K., Ostman, A. High interstitial fluid pressure - an obstacle in cancer therapy. Nat Rev Cancer. 4 (10), 806-813 (2004).
- Chauhan, V. P., Stylianopoulos, T., Boucher, Y., Jain, R. K. Delivery of molecular and nanoscale medicine to tumors: transport barriers and strategies. Annual review of chemical and biomolecular engineering. 2, 281-298 (2011).
- Bax, J. S., et al. 3D image-guided robotic needle positioning system for small animal interventions. Medical physics. 40 (1), 011909(2013).
- Stapleton, S., Milosevic, M., Tannock, I. F., Allen, C., Jaffray, D. A. The intra-tumoral relationship between microcirculation, interstitial fluid pressure and liposome accumulation. Journal of Controlled Release. 211, 163-170 (2015).
- Stapleton, S., Allen, C., Pintilie, M., Jaffray, D. A. Tumor perfusion imaging predicts the intra-tumoral accumulation of liposomes. J Control Release. 172 (1), 351-357 (2013).
- Brix, G., Zwick, S., Kiessling, F., Griebel, J. Pharmacokinetic analysis of tissue microcirculation using nested models: multimodel inference and parameter identifiability. Medical physics. 36 (7), 2923-2933 (2009).
- Brix, G., Griebel, J., Kiessling, F., Wenz, F. Tracer kinetic modelling of tumour angiogenesis based on dynamic contrast-enhanced CT and MRI measurements. European journal of nuclear medicine and molecular imaging. 37 (1), 30-51 (2010).
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
重印与许可
