方法文章

小鼠肾小球滤过率的经皮测量

24.5K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/58520

⸱

2018年10月21日

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Nephrology, Department of Medicine, Vanderbilt University Medical Center, 2Department of Cellular and Molecular Physiology, University of Liverpool, 3MediBeacon GmbH, 4Department of Veterinary Pathology and Public Health, Institute of Veterinary Science, University of Liverpool

本文内容

摘要

本文介绍了一种使用经皮肾小球滤过率（GFR）监测仪在清醒、自由活动的小鼠中测定肾小球滤过率的实验方案。

摘要

经皮检测肾小球滤过率（GFR）是一种已建立的技术，用于评估急性肾损伤和慢性肾病小鼠及大鼠模型中的肾功能。该检测系统包含一个微型荧光检测器，可直接贴附于清醒且自由活动动物背部的皮肤上，用于测量外源性GFR示踪剂——异硫氰酸荧光素（FITC）标记的锯齿素（一种菊粉类似物）的排泄动力学。该系统在大鼠中的应用已有详细描述。然而，由于小鼠体型较小，在小鼠中进行经皮GFR测量面临更多的技术挑战。因此，本文基于三位研究者多年在小鼠中开展该检测的综合经验，首次提供了在小鼠中使用经皮GFR监测器的详细实用操作指南。

引言

2012年，Schreiber 及其同事首次报道了在小鼠中使用经皮肾小球滤过率（GFR）监测仪，并通过将该技术测得的GFR值与连续采集血液样本直接测定荧光素异硫氰酸-单果糖苷（FITC-sinistrin）推注清除率的结果进行比较，验证了其准确性1。迄今为止，已有35篇经过同行评审的出版物使用了在大鼠和小鼠中应用经皮GFR监测仪的研究方法（MediBeacon网站上提供了一份定期更新的期刊文章和会议摘要清单，列出了使用临床前GFR监测仪的研究文献2）。关于在大鼠和小鼠中进行经皮GFR测量的方法已在多篇出版物中有所描述1,3,4,5，并已发表了一段展示其在大鼠中应用的视频教程6。然而，在小鼠中进行测量会带来额外的技术挑战。本文中，我们提供了首个关于在小鼠中使用经皮GFR监测仪的详细实用操作指南。

研究者们开始倾向于在啮齿类动物模型中使用经皮肾小球滤过率（GFR）监测仪来评估肾功能，其原因多种多样。已有研究表明，与传统的肾功能指标（如血清肌酐和血尿素氮（BUN））相比，经皮检测荧光素异硫氰酸-西尼地尔（FITC-sinistrin）清除率能够提供更为敏感和准确的肾功能评估结果7,8。Friedemann 及其同事通过采用改进的评估算法，证明该系统的测量精度可达到肾小球滤过率测定的金标准——恒速输注法的水平3。最近的研究还表明，利用经皮GFR监测仪进行连续分析，可在不干扰动物血容量或血流动力学的情况下，用于研究肾功能的早期变化以及急性肾损伤（AKI）诱导后的功能恢复过程，因为该检测方法无需进行连续的血液采样9,10。能够在同一只动物体内反复高精度、高灵敏度地测量GFR，使该技术在多种不同的研究领域中具有重要应用价值。目前，制药公司已将其用于评估新化合物的毒性，而大学则将其广泛应用于基础研究和转化医学研究中。

方案

所有动物实验均遵循英国和美国的本地指导原则。在利物浦大学进行的实验是在依据英国《1986年动物（科学程序）法案》所颁发的许可证下开展，并经利物浦大学伦理委员会批准。在范德堡大学医学中心进行的所有动物实验均经范德堡机构动物护理与使用委员会批准。

1. 准备FITC-海藻糖酐

  1. 在磷酸盐缓冲液（PBS）中配制 40 mg/mL 的 FITC-sinistrin 溶液。
    注意：分装后可在 -20 °C 保存数月，质量无明显下降；但应避免反复冻融。FITC-sinistrin 对光敏感，请避光保存。
  2. 计算每只小鼠所需的 FITC-sinistrin 体积：
    1. 在每次测量当天称量每只小鼠的体重。
    2. 推荐剂量为每克体重 0.15 mg FITC-sinistrin。

2. 小鼠准备

  1. 在进行肾小球滤过率（GFR）测量期间，为小鼠准备单独的笼子。笼内提供吸水性纸巾和少量食物颗粒。

3. 在测量肾小球滤过率前1-2天去除小鼠体毛

  1. 用3%异氟烷麻醉小鼠，待小鼠入睡后，根据其呼吸频率以1.5–2%异氟烷维持麻醉状态。将小鼠俯卧于加热垫上。
  2. 使用电动剃毛器逆毛发生长方向剃除小鼠背部一侧大部分毛发。剃毛范围从后肢顶部延伸至颈部，并横跨肋部。
  3. 用棉签在已剃毛区域均匀涂抹一层脱毛膏（图1A）。逆毛发生长方向移动棉签，确保脱毛膏尽可能贴近皮肤。
  4. 1–3分钟后，用棉签蘸温水清洗去除脱毛膏。若皮肤在处理后明显发红或受刺激，则不应进行后续测量；为避免皮肤损伤，72小时内不得重复脱毛操作。

4. 准备经皮GFR监测仪

  1. 使用两种可选尺寸的贴片之一。第一种尺寸为 2.5 × 3 cm2，可直接用于小鼠的测量。另一种贴片尺寸为 6 × 3 cm2，适用于大鼠或其他较大动物，但可根据需要裁剪至较小尺寸后用于小鼠。
  2. 将贴片一侧的背衬撕下，将 GFR 装置粘贴在具有黏性的那一面，确保 LED 精确地位于透明窗口的正上方。
  3. 裁剪多余的黏性贴片以适配电池大小，并将贴片的一侧粘贴到电池上。

5. 安装经皮肾小球滤过率监测仪

  1. 按照步骤 3.1 所述使用异氟烷麻醉小鼠，并将小鼠俯卧于加热垫上。仅在放置经皮 GFR 监测仪和注射 FITC-肾抑素时进行麻醉；测量 FITC 衰减时需让小鼠从麻醉中恢复。
  2. 用 70% 乙醇清洁预先剃毛的皮肤。将约 12 cm 长的低致敏性丝质胶带置于小鼠下方（图 1B；胶带宽度应减至 1.5–2 cm，以免过宽不适于小鼠）。
  3. 放置胶带时，使其约 2 cm 位于小鼠右侧，其余部分位于左侧。将右侧胶带的一边折起，便于测量后放置和取下。步骤 5.3 和 5.6 中左右侧的操作说明适用于将设备置于动物右侧；如需将设备置于左侧，可相应调整左右方向。
  4. 将电池连接至设备，取下电池背衬后牢固地放置在设备顶部。当蓝色发光二极管（LED）开始闪烁时，设备即已准备就绪，数据采集同时启动。
  5. 取下设备背衬，将其贴于剃毛后的皮肤上。放置设备时，应使暴露 LED 的窗口对准肋骨区域——避免过于靠近脊柱或四肢（图 1C）。
  6. 用白色胶带固定设备。先固定右侧（图 1D），紧密缠绕设备所有边缘，然后将左侧胶带绕过小鼠和设备（图 1E）。理想情况下，胶带左侧仅覆盖设备，右侧末端则位于小鼠腹部下方。
  7. 沿小鼠体周按压胶带以完成固定。胶带应牢固但不过紧。若过松，设备会移动过多，导致运动伪影；若过紧，则可能限制呼吸或活动，或对皮肤造成过大压力。
  8. 在注射 FITC-肾抑素前，保持设备静置 3 分钟，以获取稳定的背景读数。在此期间，可用加热垫或装有温水的手套加热尾部，为尾静脉注射（如采用此途径）做准备。

6. FITC-辛丝特林注射

  1. 根据计算所需注射的 FITC-sinistrin 量，准备一支胰岛素注射器（可将体积四舍五入至最接近的 10 μL）。
  2. 通过尾静脉或眶后静脉注射 FITC-sinistrin。应以一次平稳而快速的推注方式给予 FITC-sinistrin，以避免清除曲线出现多个峰值。若无法确保一次成功，宁可仅给予部分剂量，也不应多次尝试注射 FITC-sinistrin。

7. 肾小球滤过率的测定

  1. 将小鼠单独放置于笼中，使其从异氟烷麻醉中恢复，并在整个测量期间保持此状态。
  2. 在笼中观察小鼠 1.5 小时，然后移除设备。从清醒的小鼠身上移除设备的过程快速、高效，且通常耐受性良好，但初次使用者可能更倾向于在此步骤中对小鼠进行麻醉。
    1. 一种选择是使用异氟烷对小鼠进行麻醉。
    2. 另一种选择是将小鼠放置在笼子上方的金属丝架上，使其在移除设备时能够抓住金属杆。
  3. 以快速、平稳的动作从腹部下方撕下白色胶布，将设备和黑色胶布从皮肤上移除。注意确保电池尚未与设备断开连接。
  4. 将小鼠放回其原有饲养笼中。

8. 数据的读取与评估

  1. 小心地将电池从设备上断开
  2. 将设备连接到 USB 线缆，然后将线缆连接到计算机
  3. 打开读取软件（Sensor_ctrl_app.exe）
  4. 依次点击“连接”、“读取”、“重命名”和“保存”，然后关闭程序
  5. 按照相应手册中的说明，在分析软件中处理和评估数据

结果

本部分展示了经皮肾小球滤过率（GFR）监测仪应用的代表性结果。该经皮监测仪已在多种小鼠品系以及急性肾损伤（AKI）和慢性肾病（CKD）模型中得到应用2。

图2展示了雄性BALB/c小鼠在缺血再灌注损伤（IRI）并同时进行对侧肾切除前后，具有代表性的FITC-左旋糖清除曲线。在健康小鼠中，FITC-左旋糖从血液循环中的清除速度很快（图2A），但在急性肾损伤（AKI）小鼠中，其清除显著延迟（图2B、C）。在严重AKI小鼠中，90分钟测量期间FITC-左旋糖荧光可能未发生任何变化，表明肾小球滤过功能完全丧失（图2C）。

经皮GFR测量是一种微创方法，可用于在多个时间点连续监测同一只小鼠肾功能的变化。图3展示了在基线以及诱导IRI（单侧缺血同时对侧肾切除）后第1、2和4天，通过连续经皮FITC-西尼司汀清除率测定所确定的GFR变化。所示数据包括FITC-西尼司汀清除半衰期（图3A），以及根据测得的FITC-西尼司汀清除半衰期计算出的GFR（图3B），计算方法参见Schreiber et al1。

在图4中，通过在雄性BALB/c小鼠中实施长时间单侧肾缺血再灌注损伤（IRI），随后进行延迟对侧肾切除术，诱导慢性肾脏病（CKD），具体方法如文献11所述。在初次IRI后的第26天，通过经皮FITC-肝素清除率测定肾小球滤过率（GFR）。FITC-肝素半衰期的延长（图4A），即GFR的降低（图4B），表明这些小鼠的肾功能受损。这些数据表明，经皮GFR测定可用于检测CKD小鼠肾功能的变化。

图 5A 显示，在未损伤小鼠以及不同严重程度的缺血再灌注损伤（IRI）诱导的急性肾损伤（AKI）小鼠中，FITC-肾素半衰期与肾小管损伤的半定量组织学评估在全范围的肾小球滤过率（GFR）测量值中均表现出密切的相关性。相比之下，血清肌酐和血尿素氮（BUN）与 FITC-肾素清除率呈正相关，但相关性较弱（图 5B、C），表明在 IRI 诱导的 AKI 后，经皮 GFR 测量比血清肌酐或 BUN 能更可靠地反映肾脏损伤（肾小管损伤评分）。

小鼠伤口愈合实验装置；粘合剂、设备固定、包扎；研究愈合过程。
图1：贴附经皮GFR监测设备。 剃除毛发的照片（A），将胶带置于小鼠身下的位置（B），将设备放置于小鼠皮肤上（C），以及通过将胶带缠绕小鼠和设备来固定装置（D-E）请点击此处查看该图的放大版本。

荧光强度衰减图、时间依赖性光谱分析、三联数据图表。
图2：雄性BALB/c小鼠在缺血再灌注损伤（IRI）合并同时间对侧肾切除术前后FITC-辛丝林清除曲线示例。 基线状态下的清除曲线（A），以及同一只小鼠在IRI手术后一天的清除曲线（B），表明该小鼠肾功能受损。（C）为另一只损伤更严重的小鼠在IRI手术后一天的清除曲线。在测量期间未观察到FITC-辛丝林的清除，提示肾衰竭。黑色数据点代表原始数据，蓝色线条代表三室模型拟合结果，绿色线条代表95%置信区间。 请点击此处查看该图的高清版本。

FITC-辛丝他林半衰期、比较31分钟缺血再灌注损伤、假手术组4天内的肾小球滤过率（GFR）图；统计分析。
图3：8-10周龄雄性BALB/c小鼠接受单侧缺血联合对侧肾切除术（n=5）。 在基线以及术后第1、2和第4天评估肾小球滤过率（GFR），并与假手术对照组小鼠（n=5）进行比较。利用（A）中的FITC-辛丝他林半衰期数据，并结合小鼠体重，计算（B）中的GFR值。数据点代表单个动物，误差线表示均值和标准误。请点击此处查看本图的放大版本。

静态平衡；曲线图；FITC-肾素半衰期，GFR比较；数据分析；肾功能研究
图4：8至10周龄雄性BALB/c小鼠接受单侧缺血处理，并于第8天延迟切除对侧肾脏（n=5）。 在第26天评估肾小球滤过率（GFR），并与年龄匹配的健康对照小鼠（n=5）进行比较。利用（A）中的FITC-肾素半衰期结合小鼠体重，计算（B）中的GFR。数据点代表单个动物，误差线表示均值和标准差。由不知分组情况的观察者（L.R.）根据PAS染色肾组织切片中坏死程度和管型形成的程度，对肾小管损伤进行0–50分评分。本方法改编自Wang及其同事12。 请点击此处查看该图的放大版本。

相关性图：FITC-右旋糖酐半衰期与肾小管损伤、血清肌酐、BUN之间的关系；线性回归分析。
图5：三种肾脏功能/损伤指标（肾小管损伤的组织学评估（n=39）、血清肌酐（n=30）和血尿素氮（BUN）（n=30））与FITC-右旋糖酐清除率（半衰期）的相关性。 雄性BALB/c小鼠接受不同时间的单侧肾蒂夹闭（25–45分钟）或假手术，并同时行对侧肾切除，以诱导不同程度的急性肾损伤（AKI），并在缺血再灌注损伤（IRI）后第4天评估肾功能参数和组织病理学。肾小管损伤评分与FITC-右旋糖酐清除率呈强正相关（A；R2 = 0.88），而血清肌酐（B）和BUN（C）与FITC-右旋糖酐清除率均呈正相关，但相关性较弱（R2分别为0.64和0.52）。请点击此处查看该图的放大版本。

讨论

本文及配套培训视频提供了在小鼠中使用经皮肾小球滤过率（GFR）监测仪的实用操作指南。操作过程中最关键的步骤是将设备正确地贴附于动物背部，并用胶带牢固地缠绕腹部。最佳贴附位置位于中线稍偏左或稍偏右的肋骨区域。贴片和设备必须牢固地固定在皮肤上，但不应过紧，以免限制动物呼吸、活动，或影响设备下方皮肤的血液循环，否则会导致测量结果错误或不准确。此外，由于监测是在小鼠从麻醉状态完全恢复后的清醒状态下进行，将设备置于身体活动干扰最小的部位，有助于获得运动伪影较少的经皮测量数据。因此，设备不应放置在过于靠近上肢的位置，以确保小鼠肩部能够自由活动。

在测量肾小球滤过率（GFR）前1至2天对小鼠进行脱毛非常重要，因为脱毛会影响FITC-菊粉清除率的测定。初步数据显示，在经皮GFR测量前立即进行脱毛会延长FITC-菊粉的表观半衰期，其机制尚不明确。因此，为了在多个时间点及不同实验之间获得可靠的测量结果，建议提前对小鼠进行脱毛，以便皮肤在进行GFR测量前有足够时间恢复。脱毛膏不应在72小时内对同一皮肤区域重复使用，以避免对皮肤造成化学性损伤。多数情况下，小鼠毛发重新生长需要数天甚至一周时间，因此在72小时内避免重复使用脱毛膏通常较为容易。 

由于在小鼠中，多达50%的血清肌酐通过肾小管分泌排出13，且当小鼠脱水时，肾小管对尿素的重吸收增加14，因此血清肌酐和血尿素氮（BUN）是评估肾功能的不可靠指标。然而，由于检测方便，这些指标仍被广泛用作小鼠急性肾损伤（AKI）和慢性肾病（CKD）临床前研究中肾功能的主要评价手段。然而，与在肾功能正常或接近正常的小鼠中，肾小管分泌对肌酐排泄具有重要贡献的研究结果一致13，在高清除率（低FITC-肾抑素半衰期）情况下，血清肌酐与FITC-肾抑素清除率的相关性较弱，表明在轻度肾损伤小鼠中，肌酐对肾功能变化不敏感。相比之下，尽管在轻度肾功能受损的小鼠中，BUN与FITC-肾抑素清除率具有良好的相关性，但在肾损伤更严重的小鼠（高FITC-肾抑素半衰期）中，BUN与FITC-肾抑素清除率的相关性较差。这可能是由于严重肾损伤的病态动物因脱水导致尿素重吸收增加所致。

与所有其他用于肾小球滤过率（GFR）测定的团注清除法或持续输注技术相比，经皮GFR测定的主要优势在于无需精确计时的血液或尿液采集。这对于小鼠而言尤为重要，因为与大鼠相比，小鼠的总血容量和尿液排泄量均较低。此外，小鼠仅需在装置安装和注射时进行操作，而无需像传统的团注清除实验那样多次进行静脉穿刺15。 此外，麻醉持续时间较短，因此可以在同一只小鼠身上随时间推移进行多次重复测量。测量的频率主要取决于小鼠的健康状况、研究人员静脉注射的技术水平以及机构关于重复麻醉的本地规定。在健康且未受伤的小鼠中，经皮GFR测量可每日进行，对小鼠几乎无或完全没有不良影响。然而，患有急性肾损伤（AKI）或慢性肾病（CKD）的小鼠对重复麻醉的耐受性可能不如健康小鼠，因此应减少测量频率。 

与通过团注清除法测量小鼠肾小球滤过率（GFR）相比，经皮GFR测量的主要局限在于，排泄动力学仅通过随时间变化的相对荧光强度来测定，而非以示踪剂的绝对浓度进行测量。因此，只能测定排泄动力学单指数衰减的速率常数，该常数是对标准化为细胞外液容积的GFR的一个非常接近的估计值16。若要将GFR表示为mL/min，需利用先前研究中建立的转换因子来估算动物的细胞外液容积，这些先前研究同时测定了FITC-辛丝氨酸在血浆中的浓度1。然而，由于体液容积可能受到多种外部因素的影响，包括年龄、性别、水合状态（手术干预和肾脏损伤均可能影响水合状态）以及体重，该转换因子可能无法在所有小鼠中均准确估算细胞外液容积17。然而，与用于评估小鼠GFR的团注给药方法不同，经皮GFR测量受操作者依赖性变异的影响较小，因为它不受给药误差或采血时间误差的影响。

经皮肾小球滤过率（GFR）测量技术的另一个局限性在于，在测量过程中，由于皮肤荧光团的漂白以及设备安装和示踪剂注射所需的麻醉，可能会发生基线信号漂移。Friedemann 及其同事通过引入一种校正算法解决了这一问题3。该算法的应用使得经皮技术的测量精度得到提升，其精度可与持续输注法评估 GFR 相媲美。

一个常见的问题是不同小鼠品系的皮肤色素沉着是否会影响经皮FITC-西尼地尔的清除率。皮肤色素沉着会降低FITC-西尼地尔的信号强度，因为深色色素会吸收FITC-西尼地尔检测中的蓝色激发光和绿色发射光。然而，FITC-西尼地尔的排泄速率与总体信号强度无关。此外，尽管在有色小鼠中测得的信号较低，但背景信号也相应较低。由于背景信号是皮肤荧光物质的自发荧光与激发光反射的混合产物，我们发现，在有色小鼠中，背景信号与最大信号的比值相当，甚至有所改善。另外，由于色素沉着的皮肤也会吸收反射光，因此在有色小鼠中，由周围皮肤暴露于反射光所引起的运动伪影也有所减少。

总之，我们所介绍的技术能够对所有皮肤类型的清醒、自由活动的小鼠进行肾小球滤过率（GFR）的精确测量。由于该技术无需采血，因此可在同一只动物上重复使用，适用于慢性肾病（CKD）模型的长期观察，也可用于急性肾损伤（AKI）诱导后发生的GFR快速变化的测定。

披露

D S-K、JF 和 YS 是 MediBeacon GmbH 的员工，该公司是经皮肾小球滤过率监测仪的制造商和经销商。
D S-K 和 JF 是本项所述技术相关专利及专利申请的发明人。

致谢

本工作由范德比尔特肾脏疾病中心（VCKD）支持，并部分由以下基金资助：DOD PR161028 和 R01DK112688（Mark de Caestecker）

我们感谢英国再生医学平台（UK Regenerative Medicine Platform）由医学研究理事会（MRC）、工程与物理科学研究理事会（EPSRC）和生物技术和生物科学研究理事会（BBSRC）资助，对LS、PM和BW提供的支持 "安全性和有效性，重点关注成像技术中心" (MR/K026739/1)

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
经皮GFR监测仪（包含1台设备、2块电池和1个充电器）MediBeacon GmbHTDM-MH001读取软件：MPD Lab；分析软件：MPD Studio
额外电池MediBeacon GmBHPWR-BT0001
固定贴片MediBeacon GmbH小号：PTC-SM001；大号：PTC-LG001
FITC-辛丝林MediBeacon GmbHFTC-FS001
低致敏性丝质胶带例如 Durapore (1538-2)、Kendall (7138C) 或 Leukosilk (01032-00)
麻醉舱、异氟烷、氧气
加热垫
电动剃须刀
脱毛膏例如 Veet 或 Nair
棉签
擦拭棉棒
计时器
电子天平
70% 乙醇擦拭片

参考文献

  1. Schreiber, A., et al. Transcutaneous measurement of renal function in conscious mice. American Journal of Physiology - Renal Physiology. 303 (5), F783-F788 (2012).
  2. MediBeacon. Related Publications. , Available from: http://www.medibeacon.com/preclinical/publications/ (2018).
  3. Friedemann, J., et al. Improved kinetic model for the transcutaneous measurement of glomerular filtration rate in experimental animals. Kidney International. 90 (6), 1377-1385 (2016).
  4. Schock-Kusch, D., et al. Reliability of transcutaneous measurement of renal function in various strains of conscious mice. PLoS One. 8 (8), e71519(2013).
  5. Schock-Kusch, D., et al. Transcutaneous assessment of renal function in conscious rats with a device for measuring FITC-sinistrin disappearance curves. Kidney International. 79 (11), 1254-1258 (2011).
  6. Herrera Pérez, Z., Weinfurter, S., Gretz, N. Transcutaneous Assessment of Renal Function in Conscious Rodents. Journal of Visualized Experiments. (109), 53767(2016).
  7. Cowley, A. W. Jr, et al. Progression of glomerular filtration rate reduction determined in conscious Dahl salt-sensitive hypertensive rats. Hypertension. 62 (1), 85-90 (2013).
  8. Scarfe, L., et al. Measures of kidney function by minimally invasive techniques correlate with histological glomerular damage in SCID mice with adriamycin-induced nephropathy. Scientific Reports. 5, 13601(2015).
  9. Lazzeri, E., et al. Endocycle-related tubular cell hypertrophy and progenitor proliferation recover renal function after acute kidney injury. Nature Communications. 9 (1), 1344(2018).
  10. Street, J. M., et al. The role of adenosine 1a receptor signaling on GFR early after the induction of sepsis. American Journal of Physiology - Renal Physiology. 314 (5), F788-F797 (2018).
  11. Skrypnyk, N. I., Harris, R. C., de Caestecker, M. P. Ischemia-reperfusion model of acute kidney injury and post injury fibrosis in mice. Journal of Visualized Experiments. (78), (2013).
  12. Wang, W., et al. Endotoxemic acute renal failure is attenuated in caspase-1-deficient mice. American Journal of Physiology - Renal Physiology. 288 (5), F997-F1004 (2005).
  13. Eisner, C., et al. Major contribution of tubular secretion to creatinine clearance in mice. Kidney International. 77 (6), 519-526 (2010).
  14. Bankir, L., Yang, B. New insights into urea and glucose handling by the kidney, and the urine concentrating mechanism. Kidney International. 81 (12), 1179-1198 (2012).
  15. Qi, Z., et al. Serial determination of glomerular filtration rate in conscious mice using FITC-inulin clearance. American Journal of Physiology - Renal Physiology. 286 (3), F590-F596 (2004).
  16. Peters, A. M. The kinetic basis of glomerular filtration rate measurement and new concepts of indexation to body size. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 31 (1), 137-149 (2004).
  17. Chapman, M. E., Hu, L., Plato, C. F., Kohan, D. E. Bioimpedance spectroscopy for the estimation of body fluid volumes in mice. American Journal of Physiology - Renal Physiology. 299 (1), F280-F283 (2010).

重印与许可

标签

小鼠肾小球滤过率的经皮测量
联系我们
向图书馆推荐

隐私

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。