我们描述了一种手术方案，可稳定地在小鼠体内诱导形成显著的降胸主动脉瘤。该操作包括左侧开胸、暴露胸主动脉，并将浸有猪胰弹性蛋白酶的海绵放置于主动脉壁上。
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摘要
摘要
根据美国疾病控制中心的数据，从1999年到2016年，主动脉瘤（AAs）被认为是所有种族和两性人群中的主要死亡原因之一。动脉瘤的形成是由于主动脉壁进行性减弱并最终扩张所致，当其达到临界直径时可能发生破裂或撕裂。发生在胸部降主动脉的动脉瘤，称为降主动脉胸段动脉瘤（dTAA），在美国的动脉瘤病例中占很大比例。未受控制的dTAA破裂几乎总是致命的，而择期修复手术也具有较高的发病率和死亡率。我们模型的目的是专门研究dTAA，以阐明其病理生理机制，并寻找能够阻止dTAA生长或缩小其尺寸的分子靶点。通过建立一种可精确研究胸主动脉病变的小鼠模型，可以开发出针对性的治疗方法，用于特异性地测试dTAA。该方法基于在手术暴露后，将猪胰弹性蛋白酶（PPE）直接施加于小鼠主动脉外壁。这会引发破坏性和炎症性反应，导致主动脉壁减弱，从而在数周至数月内形成动脉瘤。尽管小鼠模型存在局限性，但我们的dTAA模型能够产生大小可预测且显著的动脉瘤。此外，该模型还可用于测试可能抑制dTAA生长或防止其破裂的遗传学和药物学靶点。在临床患者中，此类干预措施有望帮助避免动脉瘤破裂以及复杂的外科手术治疗。
引言
该方法旨在研究小鼠胸主动脉瘤形成过程中降主动脉的发育、病理生理学及结构变化。我们的模型提供了一种可重复且稳定的方法，用于在小鼠中诱导胸主动脉瘤（dTAA），从而允许测试多种基因和药物抑制剂。此项研究有助于发现可用于治疗人类dTAA疾病的药物和基因疗法，进而转化为可行的临床治疗策略。
当胸主动脉壁变弱并随时间推移发生扩张，直至达到临界直径时，就会形成胸主动脉瘤（dTAAs），此时可能发生撕裂或破裂。临床上，dTAAs 可以在无症状的情况下悄然进展，其尺寸不断增大，直到主动脉壁结构严重扭曲而最终失效，导致灾难性后果。令人担忧的是，症状通常仅在动脉瘤达到危险尺寸（扩张100-150%）并处于夹层或破裂高风险时才出现1,2。dTAAs 破裂几乎总是致命的3，而择期手术修复也伴随着显著的并发症风险4,5。此外，大多数患者在手术修复前已被诊断为患有主动脉瘤约5年时间6,7。这一时间段为非手术干预提供了有利时机。因此，亟需开发可用于治疗或延缓 dTAAs 进展的药物疗法，这将显著推动动脉瘤研究领域的发展。目前尚无针对 dTAAs 的药物治疗手段，主要原因在于对 dTAAs 发病机制的理解尚不充分。
在过去的20年中，已开发出多种胸降主动脉瘤（dTAA）动物模型，但这些模型均与我们所建立的模型不同，且无法形成显著的动脉瘤。与我们的模型最为相似的小鼠dTAA模型由Ikonomidis等人建立8，该模型通过将CaCl2直接作用于主动脉外膜。尽管我们的模型借鉴了Ikonomidis所提出的一些技术，但在三个方面具有独特性。首先，在我们的模型中，主动脉外膜接受局部弹性蛋白酶处理3-5分钟，而CaCl2模型则需暴露15分钟。其次，我们的模型在2周内即可出现主动脉扩张，而CaCl2模型需要16周。最后，我们的模型能够稳定地产生约100%扩张率的动脉瘤，而CaCl2处理所导致的主动脉扩张仅为20-30%（根据定义，主动脉直径扩张>50%才可被认定为动脉瘤，因此该程度的扩张尚不能真正视为动脉瘤）。此外，还存在其他非手术诱导的小鼠动脉瘤模型，例如载脂蛋白E（Apo E）基因敲除小鼠，在输注血管紧张素II后可形成显著的动脉瘤。然而，这些小鼠主要发展为肾上或升胸部主动脉瘤，而非特异性地发生在胸降主动脉9,10。
本实验方案的目的是建立一种简单、经济且耗时适宜的方法，用于在小鼠模型中研究胸腹主动脉瘤（dTAA）。小鼠模型提供了一个独特的机会，可利用许多已在其他血管疾病中被证实具有重要影响的基因和细胞特异性敲除技术。我们所采用的特定TAA模型已获得广泛认可，使用该模型开展的研究已在高影响力期刊上发表11,12。迄今为止，该模型已被用于探索在腹主动脉瘤（AAA）小鼠模型中具有显著效果的潜在基因和药物治疗方法；然而，随着本实验室对dTAA模型应用的拓展，我们正在发现一些特异性参与dTAA形成的靶点，这些靶点未来有望成为人类dTAA的靶向治疗目标。
该模型最适合具备小鼠显微外科能力的实验室。尽管技术上具有挑战性，但即使是没有外科经验的研究人员也能稳定地完成操作。对于没有小鼠外科经验的研究人员，大约需要20次手术操作（或约50只小鼠）即可掌握该模型；而对于有外科经验的研究者，大约5次手术操作（约20只小鼠）即可掌握。我们认为，借助高质量的视频资料，掌握该技术所需时间还可进一步缩短。在达到熟练水平后，手术过程可在35分钟内完成，终末取材需20分钟。我们实验室的外科人员每天可完成10至12例完整手术，手术死亡率为5%–10%。最常见的死亡原因包括进入胸腔时造成的肺损伤、麻醉药物毒性以及解剖过程中主动脉撕裂。除了适用于降主动脉瘤（dTAA）研究外，该模型还可为研究胸部其他干预措施的研究人员提供安全、便捷的胸主动脉及肺门入路操作指导。
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方案
动物实验方案已获得弗吉尼亚大学机构动物护理与使用委员会（编号：3634）批准。
1. 麻醉诱导与插管
- 将一只8-10周龄的雄性C57BL/6小鼠放入一个密闭舱内，持续通入5%异氟烷与氧气的混合气体5分钟，直至呼吸明显减慢。
注意：可根据实验方案使用不同品系、性别和年龄的小鼠。由于雌性小鼠体型较小，气道也更窄，因此插管可能更为困难。 - 按照Vandivort等人的描述进行小鼠插管13。
注意：插管步骤是本模型中最难学习和操作的部分。上述参考文献的作者在其视频中对操作步骤进行了出色的讲解。
2. 将小鼠固定在手术板上
- 连接气管（ET）导管，确认胸廓起伏，将小鼠置于右侧卧位。将异氟烷浓度调至约3%，并在双眼涂抹润滑剂。呼吸机应设置为每分钟约200次呼吸，潮气量为225 µL。
注意：若异氟烷保持在5%，毒性反应迅速。然而，个体对异氟烷的反应存在差异，因此应调整麻醉气体流速，使膈肌自主收缩每10-20秒出现一次，并通过观察黏膜及暴露组织的颜色判断氧合状态是否充分。 - 用胶带将ET导管固定在板上。将右前肢向前伸展，使前爪与鼻尖处于同一直线，并用胶带固定。
- 向尾侧牵拉尾巴，使右前肢与尾巴之间形成张力线，从而实现脊柱的伸展。
注意：将尾巴和右前爪均固定于直线位置，可防止ET导管插入过深或脱落。 - 将左后肢固定于其自然位置。将左前肢经卷起的纱布向腹侧牵拉并用胶带固定。
3. 手术准备
- 使用电动剪刀将小鼠左侧 flank 从左肩至左腹部区域剃毛。
- 用棉签蘸取碘伏溶液涂抹手术部位，再换一根新的棉签蘸取70%乙醇溶液涂抹手术部位，待其完全干燥后，覆盖无菌洞巾。
- 注意：由于手术中将使用电灼设备，可能引燃乙醇，因此在继续操作前必须确保乙醇已完全挥发干燥。
4. 进入胸腔
- 使用手术剪在半侧胸壁中点处做一个1 cm的横向切口。使用手持电灼器分离肌肉层，直至肋骨可见。
- 对肋骨的2 mm区域进行直接电灼。
注意：在对肋骨进行电灼时，应观察小鼠的自发呼吸频率。若小鼠在电灼过程中出现膈肌收缩，电灼头可能进入胸腔并刺破肺组织，这在本模型中通常会导致致命后果。 - 在电灼区域上方的肋间隙中，使用湿润的细棉签轻轻旋转按压组织，以进入胸膜腔。将湿润的3 mm × 2 mm海绵置入胸腔，以帮助肺组织塌陷。
注意：仅允许柔软且湿润的海绵接触肺组织，因其极为脆弱。 - 使用剪刀沿电灼肋骨的上缘剪开，直至可见膈肌。
5. 主动脉暴露
- 放置肋骨牵开器，并用其撑开胸廓切口。小心地从肺表面移除棉块。
- 将湿润的 6 mm × 4 mm 棉块放置于肺表面，使其覆盖肺组织，两端分别指向头侧和尾侧。将（宽而平的）肺牵开器置于棉块上，轻轻将牵开器向前滑动，直至暴露胸主动脉降支。
- 使用 #7 镊子剥离主动脉表面约 5 mm 节段的结缔组织和脂肪。
注意：可能有小静脉横向跨越主动脉表面；解剖时应避免撕裂这些血管（使用至少 14 倍放大倍数有助于避免此类并发症）。
6. 弹性蛋白酶处理
- 将 12 μL 猪胰弹性蛋白酶滴加至 0.5 mm × 1 mm 的海绵上使其充分浸润，然后将其置于暴露的主动脉表面。
注意：避免海绵接触对侧肺组织。 - 经过预设时间（通常为 3–5 分钟）后，使用 #7 镊子移除弹性蛋白酶浸润的海绵。取出肺牵开器，并用 1 mL 无菌生理盐水冲洗胸腔。
注意：在生理盐水冲洗前应先移除肺牵开器，以便肺部海绵充分吸水变软，从而更易于从肺表面取出。 - 使用卷成团的 2" × 2" 纱布吸收残留的生理盐水灌洗液。将异氟烷浓度下调至 2%。
7. 关闭胸腔
- 取出肺部海绵。移除尾侧肺部牵开器。移除头侧肺部牵开器。
- 使用3针间断的6-0不可吸收缝线缝合肋骨，每针打松结但暂不打紧。操作时务必注意避免缝针触碰肺组织。
- 通过夹闭呼吸机的出气管路，或利用三通旋塞快速向气管插管内吹入0.5–1.0 mL空气，使肺重新充气。
注意：为避免气压伤，应避免过度使用注气注射器，注入空气量不得超过1.0 mL。 - 打紧不可吸收缝线。使用连续的5-0可吸收多股缝线缝合肌肉层。将异氟烷浓度下调至1%。
- 使用7–10针间断的5-0不可吸收缝线缝合皮肤。将异氟烷浓度调至0%。
8. 回收
- 皮下注射 6 µg（0.02 mL 的 0.3 mg/mL 悬液）的布托啡诺。随后移除右脚、尾巴和左臂的胶带，再移除右臂的胶带。
- 当小鼠四肢开始活动时，通过拉其尾巴使其从气管插管中滑出以完成拔管。将小鼠置于仰卧位的高氧暖箱中。
注意：当小鼠能够自行翻转至正常站立姿势时，即可安全地将其从氧舱转移至笼中。此外，术后最初 24–48 小时内应频繁监测小鼠是否有疼痛、痛苦或生长不良的迹象，并根据需要给予额外镇痛或软质食物。
9. 暴露腹主动脉瘤（终末取材操作）
注意：通常在第14天进行组织收获，因为此时处于扩张程度最大的时期。然而，根据具体实验的不同，收获操作的时间可在3天至4周以上之间的任意时间点进行，具体取决于实验设计。
- 按照上述方法（第1-3节）进行小鼠插管并将其固定于手术区域。使用剪刀从左侧腹部向腹部中线纵向切开皮肤，注意避免进入腹膜腔。
- 从左侧背部腹部向前至左肩水平切开皮肤，然后在腋窝处以90°角垂直切向胸骨。
注意：此切口应完全环绕最初的皮肤切口。 - 使用电凝设备将皮肤瓣向小鼠腹侧分离，暴露左侧半胸腔。使用剪刀进入腹腔，并沿左侧肋缘从腹侧向背侧切开，以暴露左膈肌的下表面。膈肌最外侧边缘可适当打开，此为理想操作。
- 若前一步骤未形成开口，则在膈肌最外侧边缘处切开。将电凝头插入此孔中，从肋缘至剑突处电凝分离膈肌。使用湿润的细头棉签轻轻分离肺部与胸壁之间的粘连，并将肺向内侧推移。
注意：若粘连难以从胸壁分离，可使用电凝去除；此举有助于避免撕裂肺组织，防止引起严重出血。 - 从第一肋至肋缘沿腋中线背侧电凝胸壁内侧，电凝线应位于腋中线背侧，且距离主动脉至少2 mm。沿电凝线切开胸壁。
注意：该技术可避免肋间动脉出血。 - 沿第一肋上缘切开，随后沿胸骨外侧缘向尾侧切开，移除左侧肋骨。将牵开器置于肺部并向内侧牵拉。将另一牵开器置于膈肌上并向尾侧牵拉，以最大程度暴露主动脉。
- 使用干燥的棉签清除主动脉动脉瘤及其远端未受累节段的粘连组织。使用视频显微测量法测量未受累对照节段及弹性蛋白酶处理后动脉瘤最宽处的直径。
注意：视频显微测量数据用于根据公式1计算动脉瘤节段相对于对照节段的扩张百分比。对照节段选择位于动脉瘤节段远端0.5 mm处。
公式 1
- 使用Harms镊夹住处理节段远端的主动脉，用剪刀在镊子远端剪断主动脉，随后将其从脊柱分离。在处理节段近端剪断主动脉，取出动脉瘤段主动脉。
- 使用结核菌素注射器和针头以生理盐水冲洗主动脉管腔，并按需处理组织。
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结果
与生理盐水对照组相比，应用本方案可在小鼠中稳定诱导出腹主动脉瘤（dTAA）。所形成的动脉瘤呈梭形，且仅出现在主动脉的处理节段（图1 和 图2）11。图2 展示了组织取材时视频显微测量的一个示例。根据公式1计算，本示例中的主动脉扩张程度为130%。
Johnston 等人最初的研究11描述了该模型，在与野生型对照小鼠（WT controls）相比后，发现经弹性蛋白酶处理的野生型小鼠（WT TAA）在第3、7、14和21天主动脉扩张显著增加。主动脉扩张的最大值出现在第14天（WT TAA：99.6 ± 24.7% 对比 WT 对照：14.4 ± 8.2%；p < 0.0001）（图3）11。Pope 等...
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讨论
胸主动脉和腹主动脉在细胞来源和胚胎发育上存在差异，这与动脉瘤性疾病密切相关14,15,16。因此，需要建立一种特异性的动物模型来研究胸主动脉瘤（TAA）。尽管已有其他小鼠降主动脉瘤（dTAA）模型被报道8，但我们的模型是唯一能够形成真正动脉瘤性扩张（扩张程度超过50%）的降胸主动脉扩张模型。此外，与CaCl2模型需要16周相比，本模型操作相对快速，可在14天内达到最大扩张程度8。这种高效性促进了针对特定药物干预措施的研究，这些研究结果未来可能转化为人类临床试验11,12。然而，该实验方案仍存在若干技术难点和局限性。
本模型采用纯化的猪胰弹性蛋白酶，该酶已在多个既往腹...
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披露
作者无任何利益冲突需要披露。
致谢
本工作由美国心脏协会科学家发展基金 14SDG18730000（M.S.）、美国国立卫生研究院 K08 HL098560（G.A.）和 RO1 HL081629（G.R.U.）基金资助。本项目由胸外科研究与教育基金会（TSFRE）研究基金资助（项目负责人：G. Ailawadi）。本内容由作者全权负责，不代表国家心肺血液研究所（NHLBI）或胸外科研究与教育基金会（TSFRE）的观点。我们感谢 Anthony Herring 和 Cindy Dodson 提供的专业知识与技术支持。
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材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 血管导管（22G） | 用于气管插管 | ||
| 杜蒙镊子；型号 #7，2 把 | Roboz | RS-4982 | |
| 格拉费组织镊 | Roboz | RS-5158 | |
| 哈姆斯镊，2 把 | Roboz | RS-5097 | |
| 心脏内针持；超精细；碳化钨钳口；7" 长度 | Roboz | RS-7800 | |
| KL 1500 LED 光源 | Leica | 150-400 | |
| M205A 解剖显微镜 | Leica | CH 94-35 | |
| 虹膜剪，11 cm，碳化钨 | World Precision Instruments | 500216-G | |
| 金属夹板 | 与小鼠牵开器套装配合使用 | ||
| 小鼠牵开器套装 | Kent | SURGI-5001 | 需要 2 个短固定器和 1 个高固定器 |
| 小鼠呼吸机 MiniVent 型号 845，115 V，带美标电源线 | Harvard Apparatus | 73-0043 | 小鼠用 MiniVent 呼吸机（型号 845），单动物，容积控制型 |
| Sigma Aldrich | 猪胰弹性蛋白酶 | E0258-50MG | 可购买不同规格瓶装 |
| 小血管电凝器套装 | Fine Science Tools | 18000-00 | 建议使用可充电 AA 电池 |
| 弹簧剪，10.5 cm | World Precision Instruments | 14127 | |
| 消毒棉签（海绵） | Sugi | 31603 | 可按需裁剪尺寸 |
| Surgi Suite 外科手术平台 | Kent | 连接至夹板 | |
| Tech IV 异氟烷蒸发器 | Jorgensen Laboratories | J0561A | 麻醉蒸发器 |
参考文献
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