采用导纳导管在猪模型中进行闭胸双心室压力-容积环记录

摘要

本文介绍了一种闭胸法，用于在急性右心室功能障碍的猪模型中进行基于导纳的双心室压力-容积环记录。

摘要

压力-容积（PV）环记录技术能够实现对心室功能负荷无关变量的先进研究。在临床前研究中，通常进行单心室评估。然而，由于左右心室存在并联和串联的连接关系，二者在功能上相互依赖，因此建议同时对两个心室进行评估。此外，不同的药理学干预可能对心室及其前负荷和后负荷产生不同的影响。

我们介绍了在急性右心室（RV）超负荷的猪模型中，采用基于导纳的闭胸式双心室压力-容积环记录方法。我们采用超声引导下的所有血管通路，实现微创操作。在动物体内，通过透视引导定位导纳式压力-容积导管，避免开胸手术；闭胸方法可维持相关的心肺生理状态。导纳技术能够实时记录压力-容积环，无需事后处理。此外，我们还阐述了在该操作关键时间节点中一些必要的故障排除步骤。

本方案是一种可重复且具有生理相关性的方法，可用于在大型动物模型中获取双心室心脏压力-容积环记录。该方法可应用于多种心血管动物研究。

引言

压力-容积（PV）环包含大量血流动力学信息，包括收缩末期和舒张末期的压力与容积、射血分数、每搏输出量以及每搏功¹。此外，通过短暂降低前负荷可获得一系列PV环，从而推导出与负荷无关的变量^2,3。这种与负荷无关的心室功能评估方法使PV环记录成为血流动力学评估的先进手段。PV环记录可在人类中进行，但主要应用于并推荐用于临床前研究^4,5,6。

压力-容积环可以从右心室（RV）和左心室（LV）获得。大多数研究假设集中于单个心室，因此通常仅记录单心室的压力-容积环^7,8,9,10。然而，由于右心室和左心室在紧密的心包内存在串联和并联的连接关系，二者在收缩期和舒张期存在相互依赖性¹¹。一个心室的输出量或大小发生变化时，将会影响另一个心室的大小、负荷状态或灌注情况。因此，双心室压力-容积环记录能够更全面地评估整体心脏功能。药物干预也可能对两个心室及其负荷状态产生不同影响，这进一步凸显了进行双心室评估的重要性。

可通过多种途径将PV导管插入任一心室，包括经胸腔开放途径从心尖进入或经右心室流出道进入^{7,10,12,13,14}。然而，打开胸腔会影响生理状态，可能引入偏倚。

根据我们以往研究的经验^15,16,17,18，我们旨在介绍一种在急性右心室衰竭的大动物模型中进行双心室压力-容积环记录的闭胸方法，该方法对心肺生理的影响极小（图1）。

方案

本方案的开发和应用均遵循丹麦及机构关于动物福利和伦理的指导原则。该研究已获得丹麦动物实验监察局批准（许可证号：2016-15-0201-00840）。实验使用一头约60公斤重的丹麦雌性屠宰猪（长白猪、约克夏猪和杜洛克猪的杂交品种）。

1. 麻醉与通气

1. 通过肌肉注射 Zoletil 混合液 1 mL/kg（参见材料表）对清醒的猪进行预麻醉，以减少动物在运输过程中的应激、疼痛和焦虑。
2. 将动物从养殖场转运至研究设施。
3. 在耳缘静脉建立静脉通路。
   1. 操作时，轻柔地在耳部使用止血带以造成静脉血流淤滞。用乙醇对可见、走行平直的静脉表面皮肤进行消毒。
   2. 使用 20 G 静脉导管穿刺静脉，随后松开止血带。务必用胶带固定通路，防止移位。
   3. 用等渗盐水冲洗，以确认静脉导管位置正确。观察静脉在盐水通过时是否出现轻微褪色。
      注意：若出现皮下隆起，则表明静脉导管位于皮下，必须拔出。可考虑建立第二条静脉通路作为备用。
4. 将动物转移至手术台，并置于仰卧位。
5. 通过直接喉镜法使用 7 号气管导管对猪进行气管插管。将导管固定于动物的吻部/头部，以防意外脱管。通过观察通气时胸廓运动是否对称、听诊和/或呼气末二氧化碳水平是否充足，确认导管位置正确。
6. 将导管连接至预先测试过的机械呼吸机并开始通气。采用压力控制、容量限定的通气模式，潮气量为 8 mL/kg，低流量通气。吸入氧浓度（FiO₂）在常氧条件下可设为 0.21，或根据需要调高。调整呼吸频率，使呼气末二氧化碳维持在 5 kPa。
7. 开始全静脉麻醉，丙泊酚剂量为 3 mg/kg/h，芬太尼剂量为 6.25 μg/kg/h。通过角膜反射消失及对疼痛刺激无反应来确认麻醉深度充分；必要时可增加输注速率。
   注意：在动物恢复足够的意识以维持胸卧位（存活实验方案）或已被实施安乐死之前，任何时候均不得无人看护。
8. 使用三导联心电图和脉搏血氧仪对动物进行监测。
9. 测量体温。必要时进行保温，目标温度为正常的猪体温 38–39 °C。
   注意：低体温可能增加因操作引发心律失常的风险¹⁹。
10. 经阴道途径插入膀胱导管（14 号），并连接至尿液收集袋。
11. 根据研究方案和拟验证的科学假设，可考虑静脉给予肝素（必要时每 4–6 小时重复给予 5000 IU）和/或胺碘酮（300 mg 在 20 分钟内输注）。
    注意：肝素化可在建立血管通路后进行。这些药物可能有助于操作，但可能对结果产生偏倚。替代方案为通过静脉鞘持续缓慢输注生理盐水，以预防管腔内血栓形成。
12. 在眼部使用兽用眼膏，防止角膜干燥。

2. 血管内通路

注意：应在右侧颈外静脉、左侧颈外静脉、左侧颈总动脉、左侧股动脉和右侧股静脉建立血管内通路。在猪体内，颈外静脉远大于颈内静脉，因此更易于穿刺。本部分所需的所有材料如图2A所示。

1. 在血管通路穿刺部位剃除动物体表毛发。
2. 使用氯己定（或聚维酮碘）对皮肤进行消毒，并用异丙醇擦拭清洁，重复此过程共3个循环。
3. 在已消毒区域覆盖无菌洞巾，洞巾中央留有开口。
4. 使用配备线性探头的超声设备，探头需覆盖无菌护套，并使用无菌耦合剂进行血管检查。
5. 采用17 G无菌静脉导管穿刺皮肤，并在超声引导下将导管针定位至血管内（图2B、C）。
6. 采用Seldinger技术用导丝替换针芯，撤出静脉导管，仅保留导丝位于血管腔内。随后，在导丝旁做一小切口（约5 mm），以利于鞘管插入。
7. 沿导丝将8 French（F）鞘管置入目标血管（采用Seldinger技术）。右颈外静脉（用于右心导管术）和左颈总动脉（用于左心室压力-容积环导管）均选用8F鞘管。需确保足够管腔直径，以避免损伤导管。
8. 将7F鞘管置入左颈外静脉，后续将更换为更大尺寸鞘管（见步骤4.4–4.6）。
9. 将7F鞘管置入左股动脉，用于有创血压监测和血气样本采集。
10. 将12F（或如条件允许使用14F）鞘管置入右股静脉，用于下腔静脉（IVC）球囊置入。建议对较大鞘管采用两步法并使用扩张器。
11. 通过回抽血液（静脉或动脉血）以及用等渗盐水顺利冲洗，确认并控制各鞘管位置。若能无阻力地抽出血液，则表明鞘管已正确置于血管内。
12. 使用皮肤缝线（3.0号线）固定所有鞘管，防止意外脱出。皮肤缝线将在实验结束后随鞘管一并拆除。
13. 将股动脉通路连接至压力传感器，并校准至大气压。确保该装置可生成正确形态的动脉压波形。
14. 从动脉鞘管中采集动脉血样，使用血气分析仪检测pH、动脉二氧化碳分压（PaCO₂）、动脉氧分压（PaO₂，取决于所设定的FiO₂），以及血红蛋白、电解质、血糖和乳酸水平。
    1. 如有必要，通过输注所需制剂将电解质和血糖水平纠正至正常范围。尤其应注意纠正钾离子水平，因钾离子紊乱可能增加器械操作诱发心律失常的风险。
15. 若实验前猪只处于禁食状态，可考虑给予等渗盐水快速输注（10 mL/kg，30–60分钟内输注完毕）或其他类似晶体液，以对抗低血容量。
16. 可考虑持续输注等渗盐水（4 mL/kg/h），以补偿实验过程中因出汗导致的体液丢失。
    ​注：实验可在此步骤暂停。

3. 右心导管检查

1. 用生理盐水冲洗 Swan Ganz 导管，并确保气囊充气正常。
2. 将 Swan Ganz 导管的各端口连接至压力传感器。将两个压力端口（分别为肺动脉压和中心静脉压）置于猪的腋中线水平，重新校准压力至大气压。
3. 通过右侧颈静脉内的 8F 套管插入 Swan Ganz 导管（步骤 2.7）。
   警告：使用透视成像时，应穿戴铅围裙或类似防护装备。
4. 在透视下观察 Swan Ganz 导管远端退出套管的过程。使用配套注射器充气气囊。
   注意：切勿在套管内充气 Swan Ganz 导管气囊，否则会损坏气囊。所有所述操作均仅需采用透视的前后位视图即可。
5. 在透视下缓慢推进 Swan Ganz 导管，观察其移动过程。较慢的推进速度有助于血流引导导管前进。
6. 当导管远端进入右心室（RV）并随后进入肺动脉时，观察远端端口压力信号的变化（图3）。确保导管推进过程中无任何阻力。
   1. 确认压力信号由中心静脉循环的 5–8 mmHg 变为右心室收缩期的 20–30 mmHg 和舒张期的 0–5 mmHg。通过肺动脉瓣后，舒张压将升至 10–15 mmHg（参见 图3 中压力信号形态的变化）。
      注意：若右心室和肺动脉的收缩压超过 40 mmHg（或平均肺动脉压超过 25 mmHg），可能提示动物存在因肺炎感染引起的肺动脉高压。请注意，正压机械通气也可能升高肺动脉压。
7. 放空气囊，并确认远端压力端口仍位于主肺动脉内。应结合透视成像和压力信号进行验证。

4. 右心室压力-容积导管插入（图4）

1. 阅读并遵循制造商的说明。将PV导管在生理盐水中浸泡至少30分钟。
2. 打开数据采集软件（参见材料表），设置为8通道（来自两个心室的压力、容积、相位和幅值）。点击开始以确保压力信号被记录。检查压力信号中是否存在过度噪声。由于压力记录器仍处于动物体外，数值应接近0 mmHg。
3. 通过将压力端口保持在生理盐水液面稍下方进行调零校准，以避免上方水柱产生不必要的压力影响。
4. 将一根长导丝经左侧颈静脉的7F鞘管插入（步骤2.8）。在透视引导下，将导丝经上腔静脉、右心房（RA）推进至下腔静脉。推进过程中应无任何阻力。当导丝通过右心房时，常会出现早搏现象。
5. 撤出7F鞘管，保留导丝在静脉系统内。压迫穿刺点以防止出血。采用Seldinger技术，将7F鞘管更换为16F鞘管。如有必要，扩大皮肤切口以适应更大的鞘管。
6. 在透视引导下，沿导丝推进16F鞘管，直至鞘管尖端（非扩张器）到达上腔静脉水平（图4B）。
7. 小心牵拉，取出扩张器和导丝，但注意不要将鞘管一并带出。用等渗生理盐水冲洗鞘管，以防管腔内血液凝固。
8. 将PV导管插入16F鞘管中。
9. 使用透视监测PV导管通过鞘管的过程，直至压力端口完全离开鞘管。
10. 小心地将鞘管与PV导管一起推进，直至鞘管刚好位于心包边界之外。
11. 将PV导管推进至右心房（RA）（图4C）。
12. 利用鞘管长度辅助将PV导管从右心房推进至位置更靠前的右心室（RV）；将16F鞘管的体外端向下（即朝向仰卧动物的后方）并向内侧倾斜，从而使鞘管的体内端指向前方。
13. 将PV导管推进至右心室。可通过PV导管记录到的压力信号转变为典型的心室波形，以及PV导管接触右心室心尖时的触觉阻力来确认位置。
14. 一旦PV导管进入右心室，即将16F鞘管撤出胸腔外，以避免装置靠近心脏时对血流动力学或电生理产生干扰（图4D）。
15. 根据透视影像优化PV导管的位置，使其尽可能靠近右心室心尖，但不得接触心内膜。
    注：使用透视观察PV导管与心内膜之间是否存在过度机械接触。若出现PV导管（包括其猪尾端）弯曲变形，以及心电图监测显示持续早搏，则提示存在此类接触。
    1. 用胶带将PV导管固定在鞘管的外部末端，以确保导管位置稳定。
       注：偶见漂浮的导管引发额外搏动。若发生此情况，可尝试固定导管，但避免过度压迫心内膜。
16. 根据制造商的操作规程，选择适当的记录节段数量，并基于所记录的相位和幅值信号优化PV导管在右心室内的位置。
    ​注：对于体重60 kg的猪，本实验通常对右心室使用两到三个节段，对左心室多使用三个节段。体型较小的动物所需节段较少，反之亦然。初始定位依据信号幅值大小；压力-幅值环的形态应类似于理想的压力-容积环。幅值应尽可能高（5–10 mS），相位角应在1–3 ^o范围内，且幅值应达到最高可能水平（约1.5 ^o）。

5. 左心室压力-容积导管插入（图5）

1. 阅读并遵循制造商的说明。将PV导管浸入生理盐水中至少30分钟。
2. 将压力校准至零水平（步骤4.3）。
3. 将PV导管插入左侧颈动脉的8F鞘管中。
4. 通过荧光透视观察PV导管通过鞘管向主动脉瓣移动的过程（图5B）。当PV导管被主动脉瓣阻挡时，会感到阻力。在荧光透视下可观察到导管发生弯曲。
   注意：有时PV导管会进入降主动脉。可通过荧光透视识别，且PV导管压力曲线上的主动脉切迹不明显。
5. 将PV导管回撤至主动脉瓣上方约1 cm处。
6. 将PV导管的下一次快速推进与心动周期的收缩期同步。此时导管将穿过开放的主动脉瓣。可通过PV导管压力信号转变为典型的左心室波形来确认成功进入。
7. 若尝试通过瓣膜失败，可旋转PV导管以使其更好地居中于升主动脉内。必要时可重复尝试。
8. 一旦进入左心室（LV），根据荧光透视图像优化PV导管在左心室内的位置，尽可能靠近心尖部，但不得接触心内膜（图5C）。参见步骤4.15。
   注意：有时漂浮的导管可能引发早搏。若出现此情况，应尝试固定导管位置，同时避免过度压迫心内膜。
9. 根据制造商的操作规程，选择适当的记录段数，并依据记录到的相位和幅度信号优化PV导管在左心室内的位置（参见步骤4.16）。

6. 下腔静脉球囊插入

1. 根据需要，用生理盐水或造影剂填充扩张用注射器，并确保球囊能够正常充盈。
2. 将导丝插入右侧股静脉的12F鞘管中。
3. 将导丝推进至膈肌水平的下腔静脉（IVC）。
4. 沿导丝送入球囊导管，并将其推进至呼气末期的膈肌水平（图5D）。
5. 回撤导丝，并用生理盐水冲洗管腔，以防止血液凝固。

7. 压力-容积导管校准

1. 阅读并遵循制造商的使用说明。
2. 确保心电监护仪显示稳定的窦性心律，且心肺参数在5-10分钟内保持稳定。
3. 使用Swan Ganz导管通过热稀释法测量心输出量（CO）。采用三次10 mL、5 °C的等渗葡萄糖溶液注射，取平均值，三次测量变异应小于10%。在测量CO期间观察动物的心率（HR）。按公式SV = CO/HR计算每搏输出量（SV，单位为mL）。对于体重60 kg的猪，正常CO为4-6 L/min，每搏输出量为80-110 mL。
4. 将SV值输入左心室（LV）和右心室（RV）的PV框中。
5. 确认两个心室均接收到最佳的相位和幅度信号。需要注意的是，两个PV框必须以不同频率记录，以避免电子串扰。
6. 在短暂呼吸暂停期间，对PV信号进行校准（"scan"）。
7. 若校准结果满意，应确认两个心室的PV环形状正常，且压力和容积数值合理。若不符合要求，则需重新校准。

8. 基线评估

注意：在研究方案开始之前，可在本阶段暂停实验，以使血流动力学趋于稳定。

1. 当需要记录压力-容积环（PV环）时，按照设备制造商的说明操作。在数据采集软件中点击开始，并确保PV环的形状仍处于可接受范围。
2. 在持续通气期间记录30-60秒的PV环。可通过选取例如三个呼吸周期的平均值进行分析。或者，在呼吸机上执行短暂的呼气末屏气，并基于屏气状态下的PV环进行分析。建议采用低水平或无水平的呼气末正压（PEEP），并尽量调小可调压力限制（APL）阀。
   注意：心室功能，尤其是右心室（RV）功能，会受到通气（或自主呼吸）期间胸腔内压力周期性变化的影响。重要的是，应在论文中明确说明PV环是在通气过程中还是在屏气状态下记录的。
3. 对于与负荷无关的压力-容积参数，需进行屏气操作，并在缓慢向下腔静脉（IVC）球囊注入选定液体（步骤6.1）前，等待数个心跳周期。球囊的逐步充盈将渐进性地降低心脏前负荷。
4. 观察右心室PV环如何逐渐变小并向左移动。
   注意：右心室前负荷的逐步降低将导致右心室舒张末期容积渐进性下降。容积减小将引起压力和心输出量降低（Starling机制）。更多细节请参见参考文献^1,2,3。
5. 重要的是，通过保持连接注射器上的压力足够长时间，使左心室（LV）前负荷（与右心室串联连接）也得到降低。同时观察左心室压力和容积的渐进性下降。示例可参见“代表性结果”部分。
6. 迅速放空球囊，并重新启动通气。
7. 如果反应不理想（例如出现早搏、窦性心动过缓或类似的心功能异常），则需重复步骤8.3–8.7。
8. 在下一次下腔静脉阻断前，让猪稳定2–5分钟。
   注意：血流动力学会因屏气和前负荷降低而出现短暂变化，尤其在心血管功能受损的模型中更为明显。
9. 建议进行三次满意的阻断操作（见8.7），以提高统计分析的稳健性。

9. 实验后处理

1. 在生存实验中，移除并清理所有血管内设备（PV 导管、IVC 球囊和 Swan Ganz 导管）。
   1. 剪断固定鞘管的皮肤缝线，通过手动牵拉移除每个鞘管。对每个静脉穿刺部位压迫数分钟以实现止血。
   2. 对于动脉，移除鞘管后需更长时间压迫（5–10 分钟）以实现止血。也可考虑使用血管闭合装置。
   3. 使用一根适应性皮肤缝线（3.0，可吸收缝线）缝合鞘管造成的皮肤切口，以防止出血和感染。在每个皮肤切口周围皮下注射 5 mL 布比卡因（5 mg/mL）以缓解疼痛。
2. 在所有设备移除且止血完成后，停止麻醉药物的输注。在此阶段需密切观察动物状态。
3. 保持动物气管插管状态（初始时气囊保持充气），直至出现喉反射且动物充分清醒可拔管为止。拔管前后应通过脉搏血氧仪持续监测血氧水平，以确保通气正常。必要时给予氧气支持。
4. 在动物完全恢复前，不得将其放回与其他动物共同饲养的环境中。
5. 对于生存手术，应维持适当的无菌条件。请参见步骤 2.2–2.5。每日观察皮肤切口及缝线处是否有感染迹象，并测量动物体温。
6. 实验结束后，使用致死剂量的戊巴比妥钠（15 mL，400 mg/mL）实施安乐死。

结果

本说明介绍了一种在大型动物中对右心室和左心室进行基于导纳的脉动容积记录的方法。

为了比较我们在右心室（RV）和左心室（LV）同步进行的压力-容积（PV）记录，我们对最大规模研究中双心室心输出量（CO）测量值进行了线性回归分析¹⁸，该研究包含最多的同步右心室CO与左心室CO测量数据（来自12只动物的379次记录）。结果显示，回归斜率为1.03（95%置信区间 0.90–1.15），Y轴截距为695（95%置信区间 -2–1392），r²=0.40。这表明通过PV导管在两个心室所测得的心输出量之间具有良好的相关性。

图6展示了右心室（RV）和左心室（LV）的压力-容积环（PV环），包括质量可接受的环路（图6A、B）以及质量欠佳的环路（图6C

讨论

本文介绍了一种可重复的、微创的闭胸方法，用于双心室压力-容积环记录。

将PV导管从右心房推进至右心室是本方案中最关键的步骤。由于右心室结构复杂且导管本身较硬，插入容易扩张且几何形状复杂的右心室具有较大难度。这一困难可能解释了为何常倾向于采用开胸插管方法。在预实验研究中，尝试并淘汰了多种入路和技术，包括右侧颈外静脉入路、经胸骨上窝入路进入上腔静脉以及经下腔静脉入路。根据这些预实验结果，发现从颈部左侧入路是最简便且最可重复的操作方法。

我们旨在为解决进入右心室（RV）这一困难步骤提供故障排除建议。首先，肺静脉（PV）导管常常会从右心房（RA）误入下腔静脉。当PV导管离开心包阴影且相应的压力曲线未发生改变时，通过透视可轻易识别这一情况。我们建议密切观察Swan Ganz导管通过右心房的路径，并使右心室PV导管沿相同路径行进。将PV导管回撤至右心房顶部，向任意方向旋转45–180^o，和/或调整鞘管的位置与方向。必要时，可将鞘管尖端向前推进至右心房内。这一操作本质上是一种"尝试性"方法，但透视引导可...

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
12L-RS	GE Healthcare Japan	5141337	超声探头
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粘性开口巾（OneMed）	evercare	1515-01	75 x 90 cm（开口：6 x 8 cm）
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Alaris GP Guardrails plus	CareFusion	9002TIG01-G	输液泵
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Alaris 输液管路	BD Plastipak	60593
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酒精棉片	MEDIQ Danmark	3340012	82% 乙醇，0.5% 氯己定，皮肤消毒
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Amplatz 支撑导丝 Extra-Stiff	Cook Medical	THSF-25-260-AES	直径：0.025 英寸，长度：260 cm
Amplatz 支撑导丝 Extra-Stiff	Cook Medical	THSF-25-260-AES	直径：0.025 英寸，长度：260 cm
BD Connecta	BD	394601	Luer-Lock
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BD Emerald	BD	307736	10 mL 注射器
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BD Luer-Lock	BD Plastipak	300865	BD = Becton Dickinson，50 mL 注射器
BD Luer-Lock	BD Plastipak	300865	BD = Becton Dickinson，50 mL 注射器
BD Platipak	BD	300613	20 mL 注射器
BD Platipak	BD	300613	20 mL 注射器
BD Venflon Pro	Becton Dickinson Infusion Therapy	393204	20G
BD Venflon Pro	Becton Dickinson Infusion Therapy	393204	20G
BD Venflon Pro	Becton Dickinson Infusion Therapy	393208	17G
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Butomidor Vet	Richter Pharma AG	531943	10 mg/mL
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Check-Flo Performer 导引器	Cook Medical	RCFW-16.0P-38-30-RB	16 F 导管鞘，30 cm 长
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Cios Connect S/N 20015	Siemens Healthineers		C 型臂
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D-LCC12A-01	GE Healthcare Finland		压力测量监测仪
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Durapore	3M	-	胶带
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E-PRESTIN-00	GE Healthcare Finland	6152932	呼吸机管路
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Exagon vet	Richter Pharma AG	427931	400 mg/mL
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Fast-Cath 止血导引器 12F	St. Jude Medical	406128	长度：12 cm
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Favorita II	Aesculap		型号：GT104
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芬太尼	B. Braun	71036	50 微克/mL
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Ketaminol Vet	MSD/Intervet International B.V.	511519	100 mg/mL
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LabChart	ADInstruments		数据采集软件
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Lawton 85-0010 ZK1	Lawton		喉镜
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Lectospiral	VYGON	1159.90	400 cm（Luer-LOCK）
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Lubrithal 眼用凝胶	Dechra, Great Britain
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MBH qufora	MBH-International A/S	13853401	尿袋
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氯化钠	Fresenius Kabi	7340022100528	9 mg/mL 等渗盐水
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PICO50 动脉血采样器	Radiometer	956-552	2 mL
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Portex 气管导管	Smiths Medical	100/150/075	"带套囊透明口/鼻 Murphy 眼"
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PowerLab 16/35	ADInstruments	PL3516	序列号：3516-1841
PowerLab 16/35	ADInstruments	PL3516	序列号：3516-1841
压力延长管路	CODAN	7,14,020	麻醉用管路，150 cm 长，内径 0.9 mm
压力延长管路	CODAN	7,14,020	麻醉用管路，150 cm 长，内径 0.9 mm
Propolipid	Fresenius Kabi	21636	丙泊酚，10 mg/mL
Propolipid	Fresenius Kabi	21636	丙泊酚，10 mg/mL
PTS-X	NuMED Canada Inc.	PTSX253	下腔静脉球囊
PTS-X	NuMED Canada Inc.	PTSX253	下腔静脉球囊
Radiofocus 导引器 II	Radiofocus/Terumo	RS+B80N10MQ	6+7+8F 导管鞘
Radiofocus 导引器 II	Radiofocus/Terumo	RS+B80N10MQ	6+7+8F 导管鞘
Rompun Vet	Beyer	86450917	赛拉嗪，20 mg/mL
Rompun Vet	Beyer	86450917	赛拉嗪，20 mg/mL
Rüsch Brilliant AquaFlate 甘油	Teleflex	178000	膀胱导管，尺寸 14
Rüsch Brilliant AquaFlate 甘油	Teleflex	178000	膀胱导管，尺寸 14
S/5 Avance	Datex-Ohmeda	-	机械通气机
S/5 Avance	Datex-Ohmeda	-	机械通气机
Safersonic Conti Plus & Safergel	SECMA medical innovation	SAF.612.18120.WG.SEC	18 x 120 cm（Safersonic 无菌换能器保护套，带粘贴区和 Safergel）
Safersonic Conti Plus & Safergel	SECMA medical innovation	SAF.612.18120.WG.SEC	18 x 120 cm（Safersonic 无菌换能器保护套，带粘贴区和 Safergel）
Scisense 导管	Transonic Scisense	FDH-5018B-E245B	序列号：50-533。压力-容积导管
Scisense 导管	Transonic Scisense	FDH-5018B-E245B	序列号：50-533。压力-容积导管
Scisense 压力-容积测量系统	Transonic Scisense	ADV500	型号：FY097B。压力-容积盒
Scisense 压力-容积测量系统	Transonic Scisense	ADV500	型号：FY097B。压力-容积盒
Swan-Ganz CCOmbo	Edwards Lifesciences	744F75	110 cm
Swan-Ganz CCOmbo	Edwards Lifesciences	744F75	110 cm
TruWave 压力监测套件	Edwards Lifesciences	T434303A	210 cm
TruWave 压力监测套件	Edwards Lifesciences	T434303A	210 cm
Vivid iq	GE Medical Systems China	Vivid iq
Vivid iq	GE Medical Systems China	Vivid iq
Zoletil 50 Vet（替来他明 125 mg 和唑拉西泮 125 mg）	Virbac	83046805	猪用 Zoletil 混合液：1 瓶 Zoletil 50 Vet（干粉）；加入 6.25 mL 赛拉嗪（20 mg/mL）、1.25 mL 氯胺酮（100 mg/mL）和 2.5 mL 布托啡诺（10 mg/mL）。术前用药剂量：10 mL/10 kg，肌肉注射
Zoletil 50 Vet（替来他明 125 mg 和唑拉西泮 125 mg）	Virbac	83046805	猪用 Zoletil 混合液：1 瓶 Zoletil 50 Vet（干粉）；加入 6.25 mL 赛拉嗪（20 mg/mL）、1.25 mL 氯胺酮（100 mg/mL）和 2.5 mL 布托啡诺（10 mg/mL）。术前用药剂量：10 mL/10 kg，肌肉注射