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方法文章

无菌性心包炎在亚琛迷你猪中作为心房心肌病和心房颤动模型的研究

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DOI：

10.3791/63094

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2021年9月24日

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1Laboratory of Physiopharmacology, University of Antwerp, 2Department of Cardiac Surgery, University Hospital Antwerp, 3Department of Animal Welfare, University of Antwerp, 4Comparative Perinatal Development, University of Antwerp, 5Department of Cardiology, University Hospital Antwerp, 6Department of Cardiology, ZNA Middelheim Hospital, 7Research Group Cardiovascular Diseases, GENCOR, University of Antwerp

本文内容

摘要

我们描述了一种用于研究心房肌病和心房颤动（AF）的迷你猪无菌性心包炎模型。本文介绍了外科手术和麻醉技术、血管通路建立策略，以及研究AF可诱导性的实验方案。

摘要

心房颤动（AF）是最常见的心律失常，由心房结构重构引起，也称为心房心肌病。目前的治疗方法仅针对电生理异常，而未针对潜在的心房心肌病。为了开发新的治疗方法，需要一种可重复的大动物心房心肌病模型。本文介绍了一种在亚琛迷你猪中通过无菌性心包炎诱导心房心肌病的模型。通过喷洒无菌滑石粉并在心房心外膜表面覆盖一层无菌纱布，诱导产生无菌性心包炎。该方法导致炎症和纤维化——这两种均为心房心肌病病理生理学的关键组成部分，从而使心房易于诱发心房颤动。在每个心房的心外膜上放置两个起搏电极，并连接至两家不同厂商的起搏器。该策略允许在术后特定时间点通过重复的无创心房程序性刺激来评估心房颤动的可诱发性。采用了多种不同方案测试心房颤动的可诱发性。该模型的优势在于其临床相关性，能够实现心房颤动的可诱发性，并快速诱导出心房心肌病中常见的炎症与纤维化，且具有良好的可重复性。该模型将有助于针对心房心肌病及心房颤动的新型治疗方法的开发。

引言

心房颤动（AF）是最常见的心律失常，可导致显著的发病率、死亡率以及高昂的医疗费用1。在许多情况下，AF 仅仅是潜在心房心肌病的电生理表现，而心房心肌病的特征是心房发生结构性、电生理、自主神经及收缩功能的重构。这种心房心肌病可导致心房颤动和卒中2,3。目前大多数治疗方法仅针对电生理重构，而未针对心房的潜在结构改变（如炎症和纤维化）4,5,6,7。这可能是当前疗法疗效有限、尤其是在更严重的心房心肌病中效果不佳的原因之一8。

可重复的动物模型对于靶向心房心肌病中的炎症和纤维化至关重要。目前已在多种大型动物物种中建立了心房快速起搏模型9,10,11,12。在这些模型中，心房组织被持续起搏较长时间，以诱导电生理改变，并最终导致结构变化。快速起搏模型的主要缺点是心房心肌病的结构征象出现所需时间较长，且仅适用于电异常先于心房心肌病发生的临床综合征。理论上还存在起搏导线因长期随访过程中发生纤维化而失效的风险9。

在无菌性心包炎模型中，将无菌滑石粉喷洒于心房的心外膜表面，以诱导急性炎症和纤维化反应，从而导致心房心肌病13,14。猪的心脏解剖结构和生理特征与人类相似，因此猪模型具有较高的转化研究价值。使用小型猪的优势在于，其体型较常规猪种更小，更易于操作，且可在较长时间内维持稳定的体重，不会显著增加10。上述因素使得小型猪的无菌性心包炎成为研究心房心肌病及心房颤动的理想模型。本实验方案及视频旨在促进该模型在不同研究机构中的建立，并标准化研究心房颤动（AF）可诱导性的实验流程。

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方案

本方案已获得安特卫普大学动物实验伦理委员会批准（编号 2019-29），并遵循安特卫普大学的动物护理指南。本研究选取了17只6月龄的亚琛迷你猪（雄性，已阉割），体重约为20 kg。

1. 药物与麻醉

  1. 术前给药
    1. 确保猪术前禁食12小时，但可自由饮水。
    2. 镇静时，通过一次肌肉注射给予以下药物：阿托品 0.05 mg/kg、氯胺酮 10 mg/kg、咪达唑仑 0.5 mg/kg。
    3. 在猪失去意识后（给药后约10分钟）确定其准确体重。将猪转运至手术室。
    4. 将猪放置在加热垫上。
    5. 应用心电图监测、脉搏血氧仪，并进行初始体温测量。
    6. 将套管针（22 G）插入耳缘静脉或外侧隐静脉。
  2. 麻醉
    1. 为诱导麻醉，在开始插管前静脉注射一剂丙泊酚（1-4 mg/kg）。若发现浅麻醉迹象，静脉追加一剂咪达唑仑 0.2 mg/kg，约 5 分钟后继续进行插管。
    2. 插管
      1. 将猪置于俯卧位。
      2. 请助手使用两根纱带和/或开口器将动物的口腔撑开。用2 mL无针注射器向喉部喷洒1 mL（10 mg）利多卡因，等待30–60秒以使喉部脱敏，然后继续操作。
      3. 使用喉镜插入内径为6.5 mm的气管插管（ETT）。使用喉镜显露会厌，将其从软腭处移开，并将导丝插入气管插管中以利于操作。
        注意：猪的口腔无法张开很大，且从鼻尖到喉部的距离较长。因此，喉部视野的观察较为困难 声门裂 有限。因此，ETT 和导丝有助于可视化。
    3. 连接呼吸机时，根据需要给予辅助药物：静脉注射咪达唑仑 0.5 mg/kg 和/或阿芬太尼 30 µg/kg 静脉注射
    4. 使用以下呼吸机设置：容量控制通气（VCV），预设潮气量为 10 mL/kg，使峰值吸气压（PIP）达到 11–15 cmH₂O20，呼气末正压（PEEP）为 2-5 cmH₂O20；呼吸频率：12–16 次/分钟，以维持呼气末二氧化碳（ETCO₂）在 35–45 mmHg 之间；FiO₂2：50%（当饱和度为100%时应降低）；七氟烷2.5%。
    5. 镇痛使用阿芬太尼 0.5–1 µg·（kg·分钟-1 CRI
    6. 给予每公斤体重10 mL的Plasmalyte，剂量为3-5 mL·（kg·h)-1 在10-20分钟内输注以纠正低血容量引起的低血压。
    7. 静脉注射1 g头孢唑啉。每手术2小时，追加静脉注射500 mg头孢唑啉。
      注意：有关手术室应备急救药物的概述，参见 表1雄性猪的膀胱导尿较为困难，且通常情况下本操作无需进行导尿。
    8. 剃除动物胸区和颈部的毛发。
    9. 在麻醉期间，于眼睛上涂抹兽医用软膏以防止干燥和眼部刺激。
    10. 持续监测生命体征参数。至少每10分钟评估一次麻醉深度，通过检查下颌张力是否松弛、眨眼反射是否消失、眼球是否转动以及是否存在兴奋的行为迹象来判断。通过观察黏膜颜色和毛细血管再充盈时间评估组织灌注情况。将所有数据及所用药物详细记录于个体麻醉记录单中。
    11. 动脉导管置入
      1. 准备压力传导系统。将5000 IU肝素加入500 mL的0.9% NaCl静脉输液袋中。
      2. 将动物恢复至仰卧位。伸展腿部，使用血管探头在颈动脉模式下通过超声定位股动脉。用氯己定对腹股沟区域进行消毒。 使用 umonium 对超声探头进行消毒（或使用无菌换能器保护套），并佩戴无菌手套以确保无菌操作。
      3. 在超声引导下穿刺股动脉。采用Seldinger技术插入3 Fr鞘管。
        注意：由于股动脉直径较小，可让助手通过穿刺针插入导丝。仅抬起超声探头的动作就可能导致针尖移位。
      4. 用缝线固定鞘管。将鞘管连接至换能器并冲洗。实时监测动脉血压。

2. 手术

  1. 准备
    1. 确保动物仰卧于稳定体位。为增加稳定性，可在脊柱旁放置预热的静脉输液袋以支撑动物。
    2. 将电灼仪的接地板置于动物身下。使用少量超声耦合剂以确保与皮肤充分接触。
    3. 皮肤准备：剃除动物以下部位的毛发：颈部、上肢、前胸部、腹部上部、腹股沟区域及心电图电极放置部位。使用70%酒精和2%碘溶液交替进行三次擦洗，以彻底消毒皮肤。
    4. 放置无菌巾。同时用无菌布单或手套包裹动物的四肢爪部。使用无菌纱布进行牵拉。
    5. 为确保无菌条件，使用无菌手术单覆盖手术区域，采用无菌器械，并在无菌环境下操作直至皮肤闭合。
      注意：在整个手术过程中，外科医生必须佩戴帽子、口罩、手术服和无菌手套。
  2. 永久性中心静脉导管（CVC）的外科置入
    1. 在胸锁乳突肌内侧缘的沟内做一5 cm切口。钝性分离至暴露颈内静脉。
    2. 去除静脉周围的纤维组织，并放置方结缝合（=  用6-0 Prolene线在预定导管插入部位周围缝3到4针形成一圈，以控制血管。
    3. 使用Seldinger技术，以3 French三腔中心静脉导管穿刺颈内静脉。用Prolene 6-0缝线在导管周围结扎固定。
    4. 将导管手柄固定至胸锁乳突肌。
    5. 分别隧道式穿引三根导管腔：使用一把大型钝头解剖剪刀建立隧道，并用无创钳将导管腔经隧道穿过。  将导管末端牢固地固定在皮肤上，并连接无针注射接口。导管管腔的出口位置应位于耳后，且尽可能远离手术切口部位，以确保导管在皮下走行的最大长度。
    6. 分两层缝合切口部位。
  3. 胸骨切开术
    1. 从胸骨柄向下至剑突下方3 cm处做一正中切口，直至胸骨显露。
    2. 从剑突处向尾侧钝性分离。将手指置于胸骨的脏层侧面，沿胸骨脏层表面尽可能剥离结缔组织。
      注意：在进行胸骨切开术时，需去除结缔组织，以防止心肌损伤。
    3. 使用胸骨锯切开胸骨。控制所有出血部位。使用胸骨撑开器扩大胸腔入路。避免损伤胸膜。
    4. 小心切开心包，并使用悬吊缝线将其固定于手术视野之外。
  4. 起搏器电极放置（参见 图1)
    1. 将一根起搏电极置于左心房。
      1. 测试导线固定螺钉的伸缩机构。然后，将导线尖端置于（弯头）镊子上，并将导丝弯曲60度° 如有必要。
      2. 在左心室上放置一块压迫垫，并轻轻将其拉开，以暴露左心房。
        注意：对心室施加压力会迅速导致低血压。应确保麻醉医师通过中心静脉导管预先使用低剂量去甲肾上腺素应对。 当平均动脉血压降至40 mmHg以下时，释放心室 >20 s仅当动物血压恢复正常后方可继续操作。
      3. 观察到左心房后，将电极导线尖端牢固地放置在左心房游离壁上，尽量靠近肺静脉，同时尽可能远离心室。通过将螺旋伸入心房组织内完成固定，最好稍倾斜操作。此操作应尽快完成，并立即解除对左心室的压力。
      4. 使用可编程电刺激器或起搏器程控仪测量电极导线的感知阈值、起搏阈值和阻抗。在高电压（10 V）起搏时，应确保无心室过度捕获（心电图上出现宽大QRS波）。若结果不理想，则回撤电极导线的螺旋，并从步骤2.4.1.1重新开始。
        注意：正常起搏阈值应为 <1 V，脉宽为0.5 ms（通常约为0.5 V @0.5 ms）。
    2. 将起搏电极导线放置于右心房，完全类比于左心房电极导线的放置方式。
    3. 确保两根导线均从胸腔正中线处引出；左心房导线需经剑突下方皮下脂肪隧道至左侧腰部，右心房导线则至右侧腰部。
    4. 在猪的左右侧腹壁皮下脂肪层制作起搏器囊袋。将起搏器与电极导线连接后置于囊袋内。将一台具备（50 Hz）阵发性起搏功能的起搏器连接至左心房电极导线（用于起搏），并将另一厂商生产的起搏器连接至右心房电极导线（用于感知，以避免同时读取两台起搏器时发生交叉信号干扰）。逐层缝合切口，内层使用Vicryl 1-0缝线，外层使用Mersilene 0缝线，共两层。
  5. 无菌性心包炎的诱导
    1. 再次轻轻牵开心室以暴露心房。用纱布覆盖心室（之后再将纱布移除）。
    2. 使用包装中附带的喷雾器，将无菌滑石粉均匀喷洒于双侧心房的心外膜表面。由于此操作后可能出现心动过缓和低血压，需等待约一分钟，使心脏有充足时间自行恢复；必要时，可启动或增加去甲肾上腺素输注的滴速。
    3. 在左右心房的心外膜表面各放置一层无菌纱布（5 cm x 5 cm）：左侧一块，右侧一块。
    4. 在开始关胸前，最后检查一次起搏器导线的位置。
  6. 关闭胸腔
    1. 在纵隔内留置引流管，并将其穿引至皮肤表面。将引流管连接至无菌负压收集瓶；当缝合皮肤第一层时打开连接（以避免漏气）。将动物送回饲养区时移除引流管。
    2. 用 Prolene 6-0 缝线缝合心包。
    3. 使用不锈钢丝通过经典环扎技术闭合胸骨。
    4. 用可吸收缝线将皮下组织分两层缝合。
    5. 通过将5 mL 0.5%布比卡因注入皮肤进行胸骨阻滞；确保与胸骨骨面接触，以浸润骨膜。
      注意：或者，通过在胸骨切开前实施胸骨阻滞来进行预先镇痛，效果可能会更好。
    6. 使用可吸收缝线连续皮内缝合关闭皮肤。

3. 术后护理

  1. 在缝合动物皮肤的同时，逐步停用所有镇静剂。
  2. 将动物留在手术室内，密切监测体温、通气情况、气道通畅性、氧合状态及血流动力学参数。
  3. 由于手术过程中常出现体温显著下降，应使用毛毯、加热垫和热敷包为动物保温。在恢复期间提供氧气，尤其是当观察到寒战时。
  4. 术后镇痛使用50 µg/h的芬太尼透皮贴剂。由于芬太尼透皮贴剂需6–8小时才能起效，因此在此期间应皮下注射0.05–0.1 mg/kg的吗啡以填补镇痛空白期。
  5. 当动物生命体征稳定，体温开始回升，能够抬头，出现吞咽动作，眼球反射正常，并能在无气管导管的情况下自主、自由且深大地呼吸，且无上气道梗阻迹象时，方可将其转运回饲养栏。在恢复期间应提供保温措施（如红外灯、加热垫、毛毯）。
    注意：避免过早将动物送回饲养栏，因为即使在停用麻醉性镇痛药数小时后，仍可能发生呼吸骤停。
  6. 术后对动物进行检查：术后第1小时内每15分钟一次，随后在术后前4–6小时内每小时一次，若动物状态不佳则需增加检查频率。当动物出现疼痛迹象时，每2小时皮下注射0.025–0.05 mg/kg的补充吗啡，直至其状态舒适。术后8小时和16小时分别给予1 g头孢唑林。
    注意：疼痛评估包括主观指标，如精神状态、行为表现（站立、进食、饮水）和面部痛苦表情；客观指标包括心率升高、呼吸频率升高和浅表呼吸。动物通常在24小时内恢复至正常状态和行为。术后第3天移除芬太尼透皮贴剂。

4. 心房快速起搏诱导心房颤动

  1. 肌肉注射氯胺酮 10 mg/kg 和咪达唑仑 0.5 mg/kg（不使用阿托品），等待达到足够的镇静水平。
  2. 再次称量猪的体重以进行随访。将动物置于固定吊带中，并送入手术室。
  3. 连接心电图和血氧饱和度监测仪，并将程控头放置在相应的起搏器上方，对起搏器进行询问。
  4. 检查起搏器设置，观察是否有自发性心房颤动（AF）发生。使用双腔起搏器时，注意是否存在心室导线警示。
  5. 测定阻抗以及感知和起搏阈值。进行电生理（EP）研究时，始终以两倍阈值电压起搏，并在实验过程中注意电压阈值是否升高。
  6. 通过脉冲起搏期间保持 1:1 捕获的最短周期长度来估算心房有效不应期（AERP）。
    注：此方法不同于临床 AERP 测定方法，但更适用于本方案。
  7. 通过测量起搏脉冲开始至右心房导联上心房去极化之间的时间，确定左右心房导联之间的传导时间。
  8. 对于第一个方案，以 AERP + 30 ms 的周期长度进行 20 秒的脉冲起搏。起搏停止后，检查是否存在心房颤动，并测量发作持续时间。每次起搏之间至少暂停 5 秒，并等待窦性心律心率恢复至基线水平。重复此操作 ≥10 次；记录心房颤动可诱导性的百分比——即成功诱导心房颤动的次数占总尝试次数的比例。
    注：仅持续时间 > 5 秒的发作被视为有意义。
  9. 对于第二个方案，以 AERP + 20 ms 的周期长度开始，进行 20 秒的脉冲起搏。在后续的每次脉冲起搏中，逐步缩短周期长度，直至达到可维持 1:1 捕获的最短周期长度。至少重复 10 次。记录心房颤动持续时间和心房颤动可诱导性。
  10. 对于第三个方案，以 50 Hz 的频率进行 5 秒的脉冲起搏。至少重复 10 次。记录心房颤动持续时间和心房颤动可诱导性。
  11. 让动物苏醒，或继续进行其他操作（如超声心动图检查、治疗、采血）

5. 安乐死

  1. 实验结束后 ─ 持续一个月 ─ 动物通过静脉注射过量戊巴比妥（50 mg/kg，IV）实施安乐死。安乐死的人道终点为持续存在严重疼痛或不适症状，尽管已接受充分治疗仍无改善。该状况需每日进行临床评估：警示性体征包括高血压、心动过速、呼吸频率增加、行为改变（躁动、不动、发声）以及牙关紧闭。

6. 假手术

  1. 在心房心外膜表面不喷洒滑石粉且不放置无菌纱布层的情况下，执行相同的实验方案。

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结果

发病率和死亡率：
当我们开始在亚琛迷你猪中建立无菌性心包炎模型时，观察到17头猪中有4头发生围手术期死亡（23.5%）：其中4例死亡中的3例发生在前6次手术期间，归因于“学习曲线效应”。具体病因为：2头猪因术后呼吸骤停死亡；该问题通过减少阿芬太尼剂量得以解决。1头猪在首次起搏过程中因心室颤动死亡，另1头在测试起搏导线时死亡；其原因为心室过度捕获，系左心房导线放置位置过于靠近心室所致。在随访期间，所有动物均存活至被处死。此外，术后24小时后不适症状均消失。若在此时间之后仍持续存在任何不适症状，研究者应警惕并发症的可能性。

起搏特性：
实验期间观察到左心房导线的电压阈值和阻抗逐渐升高（图 2A）。然而，该变化在不同动物之间存在差异，且从未导致失夺获。心房颤动（AF）的可诱导性在术后两周开始增加，平均达到约 25%。采用“AERP + 30 ms”方案时效果最差，AF 可诱导性约为 10%。递减性起搏和 50 Hz 短阵快速起搏可使 AF 可诱导...

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讨论

可靠的大型动物模型对于心房心肌病和房颤（AF）的研究以及新型AF疗法的开发具有重要意义。在心房心外膜植入起搏导线可实现长期随访和重复电生理检测，而这一点在小型动物中难以实现。小型猪易于操作，其心脏在结构和生理上与人类心脏相似10。

与持续性心房快速起搏相比，无菌性心包炎模型相对简单，因为无需使用定制的编程起搏器。该模型所诱导的病理生理变化也更接近人类中常观察到的情况，因为房颤（AF）的发生之前通常会出现炎症和纤维化2。其他一些模型中，房颤继发于心室功能障碍或二尖瓣反流，这类模型的建立通常更为复杂，且由于存在非心房原发性疾病，会干扰对治疗干预效果的解读。

据我们所知，Schwartzman 等人14是唯一另一组在猪中诱导无菌性心包炎的研究团队。在该研究中，术后即刻房颤（AF）的可诱导性较高（10%），并在术后1周上升至80%。相比之下，在我们的模型中，房颤的可诱导性仅在术后2周才开始上升...

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披露

所有作者均无任何利益冲突需要披露。

致谢

本工作由以下资助项目支持： 工业研究基金/战略基础研究 （IOF/SBO）研究基金（PID34923）以及 协同研究行动 安特卫普大学GOA资助（项目编号PID36444）；佛兰德斯科学研究基金的高级临床研究员奖学金（授予VFS）及研究资助（申请编号1842219N、G021019N、G0D0520N和G021420N）；ERA.Net RUS Plus研究资助（2018年，项目联盟278）；一项研究资助 弗拉芒大学间理事会/大学间特别研究基金 （VLIR/iBOF）资助项目（20-VLIR-iBOF-027）。我们感谢Abbott公司和Boston Scientific公司为大部分起搏器电极提供了赞助，感谢Medtronic公司和Biotronik公司出借起搏器程控仪。我们感谢安特卫普大学动物实验中心的动物饲养人员对实验动物的精心照料。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
Aachener 小型猪，6 月龄，雄性，去势，体重 15–25 kg卡非尔
麻醉与准备
心电图电极
6.5 mm 内径气管插管Covidien115-65OR
体外除颤器InnomedCardio-aid 200B
加热垫好的。OUB 60321
22号静脉导管，1英寸BD381323
喉镜片尺寸 4MillerSUS426601
监测GE 医疗系统2600040-003
呼吸机Datex-Ohmeda1009-9000-000
ShaverAesculapGT 104 / REF 985203
注射泵Fresenius Kabi082470
动脉和中心静脉置管
3腔中心静脉导管套件，7 法国，16 厘米，0.032 英寸导丝Arrow 医疗EU-22703-EN
动脉导管 3 法规，8 cmVygon1,15,090
Caresite Luer 接头装置B. Braun415122-01
液体：Plasmalyte、5%葡萄糖、0.9%氯化钠（500 mL 或 1000 mL）的静脉输液袋
肝素化生理盐水
针头：18 G / 40 mm 和 22 G / 40 mm
压力监测套装，195 厘米爱德华生命科学T005021M
压力管 180 cmEdwards Lifesciences50P172
缝合针与缝线
螺口注射器：2 mL、5 mL、10 mL、20 mL、50 mL
超声耦合剂Zealand 涂层446-1
血管探头超声飞利浦医疗EPIQ 7C / 型号 BZE1723
手术器械套装
钝头手术剪Martin11-934-25
60度弯曲的Debakey镊子AesculapFB403
解剖镊AS13-102-16
德巴克钳盖斯特10-0634
电凝模块阿尔萨Alsatom SU 140/D MPC
不锈钢丝固定夹COBE013-123
蚊子Leibinger32-01008
持针器，精细Delacroix-Chevalier50302-21
持针器，正常AesculapBM 77
肋骨牵开器Martin24-178-01
手术刀Swann-Morton051124号
不锈钢丝用剪刀Jakobi411830
扩张器AS16-058-00
胸骨锯Eure-Power5000020
胸骨锯刀片MicroAireZR-032M
外科耗材
消毒剂：碘、氯己定
带按钮电凝笔，5米电缆东莞QueenMed设备ESPB4001LQ
胃管Vygon390.12
Mersilene-0，75 cmEthiconF2505H
Monocryl 3-0，70 cmEthiconY423H
口罩，发网
Oriflex-4 外科引流真空瓶Oriplast KrayerVK00352
Prolene 6-0，75 cmEthicon8711H
不锈钢单丝不可吸收缝线EthiconW995
无菌巾3M9010
无菌纱布 20 x 10 cmStella35921
无菌手套
无菌手术衣
Steritalc PF3诺瓦泰克16863
Vicryl-0，75 cmEthiconV324H
心脏起搏
双极起搏电极 Fineline II Sterox EZ 58 cmBoston Scientific4474
双极起搏导线 Tendril STS 58 cm雅培2088TC
Ellegaard Gö廷根小型猪支架 3LomirDF H1PU
Ellegaard Gö廷根小型猪吊带罩LomirSS CEG1
Micropace 心脏刺激器Boston ScientificEPS 320
起搏用起搏器美敦力Azure XT DR MRI SureScan
用于感知的心脏起搏器BiotronikEluna 8 DR-T
用于起搏的起搏器程控仪美敦力CareLink Encore 29901A
用于感知的起搏器程控仪BiotronikICS 3000 DS CD-W US
药物治疗
肾上腺素 1 mg/mL，1 mLSterop
阿托品 0.5 mg/mL，1 mL立体定位
卡塔普利桑 150 µg/mL，1 ml 可乐定Boehringer IngelheimBE021402
头孢唑啉 2 g 粉末MylanBE319794
Cordarone 50 mg/mL，3 mL 胺碘酮Sanofi
多瑞吉 50 µg/h 芬太尼透皮贴剂扬森-西拉格
葡萄糖 5%，500 mLBaxterAE0063
Ketalar 50 mg/mL，10 mLPfizer804101
Lanoxin 0.25 mg/mL，2 mL 地高辛Aspen
Marcaine 0.5% + 肾上腺素 1:200,000Aspen
咪达唑仑 5 mg/ml，3 mLB. Braun3521740
吗啡 10 mg/mL，1 mLSterop
0.9% NaCl，500 mLBaxterAKE1323
硝酸甘油 Pohl 1 mg/mL，5 mL 硝酸甘油Pohl Boskamp
去甲肾上腺素 1 mg/mL，4 mLAguettant
Plasmalyte 1000 mLBaxterAKE0324
丙泊酚 10 mg/mL，20 mLB. Braun3521810
鱼精蛋白 1400 IU/mL，5 mLLeo Pharma
Rapifen 0.5 mg/mL，2 mL扬森-西拉格95103
Seloken 1 mg/mL，5 mL 美托洛尔阿斯利康
Sevorane Quick Fill 100% 七氟烷，250 mL艾伯维1283-415
Tracrium 10 mg/mL，5 mL 阿曲库铵阿斯彭

参考文献

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