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蛛网膜下腔出血的血管内穿孔模型结合磁共振成像（MRI）

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DOI：

10.3791/63150

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2021年12月16日

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1Department of Neurosurgery, Charité - Universitätsmedizin Berlin, corporate member of Freie Universität Berlin, and Humboldt-Universität zu Berlin, and Berlin Institute of Health, 2Department of Experimental Neurology and Center for Stroke Research Berlin, Charité - Universitätsmedizin Berlin, corporate member of Freie Universität Berlin, Humboldt-Universität zu Berlin, and Berlin Institute of Health, 3NeuroCure Cluster of Excellence and Charité Core Facility 7T Experimental MRIs, Charité - Universitätsmedizin Berlin

通讯作者： Ran Xu <ran.xu@charite.de>

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

本文介绍了一种标准化的蛛网膜下腔出血（SAH）小鼠模型，通过血管内细丝穿刺法诱导，并在术后24小时结合磁共振成像（MRI）以确认出血部位准确，并排除其他相关的颅内病理改变。

摘要

通过血管内丝线穿孔法模拟蛛网膜下腔出血（SAH）是一种常用的动物模型，但该技术可能导致较高的死亡率，并引发不可控的SAH出血量以及其他颅内并发症，如脑卒中或颅内出血。本实验方案介绍了一种标准化的SAH小鼠模型，采用血管内丝线穿孔法诱导SAH，并在术后24小时结合7.0 T磁共振成像（MRI）检查，以确认出血部位准确，并排除其他相关颅内病理改变。简言之，C57BL/6J小鼠通过腹腔注射氯胺酮/赛拉嗪（70 mg/16 mg/kg体重）进行麻醉，仰卧位固定。经颈部正中切口暴露颈总动脉（CCA）及颈动脉分叉处，将5-0不可吸收单丝聚丙烯缝合线逆行插入颈外动脉（ECA），并沿颈总动脉推进。随后将丝线经颈内动脉（ICA）进入，并向前推送以穿破大脑前动脉（ACA）。术后小鼠恢复后，在24小时时接受7.0 T MRI检查。通过术后MRI可对出血体积进行量化和分级，从而建立稳定的实验性SAH组，并可根据出血量进一步开展亚组分析。

引言

蛛网膜下腔出血（SAH）由颅内动脉瘤破裂引起，是一种危及生命的急症，具有较高的致残率和死亡率，约占所有脑卒中病例的5%1,2。SAH患者表现为剧烈头痛、神经功能障碍以及意识状态进行性恶化3。约30%的SAH患者在初次出血事件后的30天内死亡4。临床上，50%的患者在早期脑损伤之后出现迟发性脑损伤（DBI）。DBI的特征是迟发性脑缺血和迟发性神经功能缺损。目前研究表明，多种不同因素的协同作用导致神经功能丧失，包括血脑屏障破坏、小动脉收缩、微循环功能障碍以及血栓形成5,6。

蛛网膜下腔出血（SAH）的一个独特之处在于，其发病机制起源于脑实质外部位，但随后引发脑实质内的有害级联反应：病理过程始于血液在蛛网膜下腔的积聚，进而触发多种脑实质内效应，例如神经炎症、神经元和内皮细胞凋亡、皮层扩布性去极化以及脑水肿形成7,8。

临床研究受到多种因素的限制，因此动物模型在持续且准确地模拟疾病病理机制变化方面成为关键环节。目前已提出多种蛛网膜下腔出血（SAH）模型方案，例如将自体血注入小脑延髓池（ACM）。此外，还有一种改良方法，即分别向小脑延髓池和视交叉池进行两次自体血注射（APC）9,10。尽管自体血注射是一种模拟蛛网膜下腔出血后血管痉挛及炎症反应病理过程的简便方法，但其颅内压（ICP）升高相对较慢，且未诱导出明显的血脑屏障通透性改变11,12。另一种方法为动脉周围置血法，常用于较大的SAH模型（如猴和犬），其操作是将抗凝的自体血或类似的血液制品放置于血管周围。通过显微镜可观察到动脉直径的变化，作为SAH后脑血管痉挛的评估指标13。

Barry 等人于1979年首次描述了一种血管内穿孔模型，该模型通过去除颅骨暴露基底动脉，随后使用钨微电极在显微立体定位技术引导下穿刺动脉14。1995年，Bederson 和 Veelken 对 Zea-Longa 的脑缺血模型进行了改良，建立了血管内穿孔法，并自此不断优化该技术15,16。该方法的依据在于小鼠与人类具有相似的颅内血管网络，即威尔氏环（circle of Willis）。

在小鼠模型中，针对蛛网膜下腔出血（SAH）的术后评估与分级，已有多种方法被提出。Sugawara 等人开发了一种分级量表，自2008年以来已被广泛使用。17该方法基于形态学变化评估蛛网膜下腔出血（SAH）的严重程度。然而，使用该方法时必须在直视下检查小鼠脑组织的形态，因此需处死小鼠以进行评估。此外，尚有多种用于确定SAH严重程度的方法 体内 已建立多种评估方法，包括从简单的神经功能评分到颅内压（ICP）监测，再到各种放射影像学技术。此外，MRI分级已被证实为一种新型无创工具，可用于评估蛛网膜下腔出血（SAH）的严重程度，并与神经功能评分具有相关性。18,19.

此处介绍了一种由血管内穿刺引起的蛛网膜下腔出血（SAH）模型的实验方案，并结合术后磁共振成像（MRI）。旨在建立一套系统，以客观量化出血量 体内 在该设定中，我们还开发了一种基于7.0 T高分辨率T2加权MRI的蛛网膜下腔出血（SAH）分级及总血容量量化系统。该方法可确保SAH的正确诱导，并排除其他病理状况，如脑卒中、脑积水或脑内出血（ICH）以及相关并发症。

方案

实验按照德国柏林州卫生与社会事务局（Landesamt fuer Gesundheit und Soziales, LaGeSo）制定的指南和规定进行（批准号：G0063/18）。本研究使用8至12周龄的雄性C57Bl/6J小鼠，体重为25 ± 0.286 g（平均值 ± 标准误）。

1. 动物准备

  1. 通过腹腔注射氯胺酮（70 mg/kg）和赛拉嗪（16 mg/kg）诱导麻醉。维持正常体温，有助于快速进入深度麻醉状态。通过疼痛刺激（如脚趾夹捏）测试镇静程度，并确认无反应。
  2. 用剃刀小心剃除小鼠颈部毛发，依次用70%乙醇和聚维酮碘/氯己定清洁皮肤，并在皮肤表面涂抹1%利多卡因以实现局部镇痛。
  3. 将小鼠置于仰卧位，用胶带固定四肢和尾巴，轻轻将颈部皮肤向手术对侧拉伸，同时轻微抬高颈部。
  4. 使用眼科软膏（例如5%泛醇）防止术中眼球脱水。

2. 蛛网膜下腔出血（SAH）诱导

小鼠手术操作示意图；展示用于研究目的的动脉结扎与切口步骤。
图 1：手术技术分步图示。（A）暴露右侧颈总动脉解剖结构示意图：识别出颈总动脉（CCA）及其分叉为颈内动脉（ICA）和颈外动脉（ECA）的结构，以及ECA的小分支（OA和STA）。（B）将ECA从周围组织中游离，并用两根缝线结扎，然后切断。需在分叉附近松松地放置第三根结扎线，但不得阻断血流。（C）暂时阻断ICA和CCA（通过结扎或夹闭），以防止切开ECA时发生大量出血。（D）将尼龙线插入ECA并推进至CCA。必须小心收紧预先设置的结扎线，以防止血液渗出，同时仍允许尼龙线顺利前进。（E）重新开放ICA和CCA，并将ECA残端调整至颅侧方向。将尼龙线向前推进约9 mm进入ICA，即可到达大脑前动脉（ACA）与大脑中动脉（MCA）的分叉处，再向前推进约3 mm即可穿破血管。（F）确认CCA暂时重新结扎后，撤出尼龙线。迅速闭合ECA的预置结扎线，并重新开放CCA以恢复血流。缩写：ACA = 大脑前动脉，CCA = 颈总动脉，ECA = 颈外动脉，MCA = 大脑中动脉，ICA = 颈内动脉，OA = 枕动脉，PPA = 翼腭动脉，STA = 甲状腺上动脉。比例尺 = 2 mm。 请点击此处查看该图的放大版本。

  1. 使用无菌手术刀从下巴至胸骨上缘（1.5 cm）切开颈部皮肤，并钝性分离唾液腺与其周围结缔组织。
  2. 分离气管一侧的肌群（本例为右侧），暴露被营养性血管和小静脉覆盖的颈总动脉（CCA）鞘。颈总动脉与迷走神经彼此紧邻。
  3. 游离颈总动脉，并在其周围预留一根8-0丝线缝线，暂不结扎。注意保护迷走神经，因其易受损伤（图1A）。
  4. 在分离区域的下后三分之一处可见颈总动脉、颈内动脉（ICA）和颈外动脉（ECA）的三分叉结构。解剖ECA的远端，并在其尽可能远的位置双重结扎该血管。
  5. 在双重结扎段的中点切断ECA，形成血管残端。
  6. 预先在ECA残端周围安置一根用于栓线的结扎线，但在成功插入栓线前不要收紧结扎。
  7. 使用缝线或微型夹暂时阻断ICA和CCA（图1B）。
  8. 使用显微血管剪在ECA上做一个小切口（约ECA直径的一半）。将一根5-0（或替代的4-0）聚丙烯栓线插入ECA，并向前推进至CCA。
  9. 轻微收紧ECA上的结扎线，同时松开ICA和CCA上的微型夹（图1C）。
  10. 轻柔回拉栓线，并将ECA残端向颅侧调整，使栓线经三分叉处进入ICA并内翻（图1D）。
  11. 将栓线尖端朝内侧倾斜，与气管中线夹角约为30°，与水平面夹角也约为30°。将栓线向前推进进入ICA。当到达前 cerebral 动脉（ACA）与大脑中动脉（MCA）分叉处时会遇到阻力（约9 mm）。
  12. 再向前推进栓线3 mm，穿破右侧ACA。迅速将栓线撤回到ECA残端，使血液流入蛛网膜下腔。
  13. 将栓线保持在此位置约10秒（图1E）。手术成功的辅助证据包括肌肉震颤、同侧瞳孔缩小、呼吸急促、心律改变以及尿失禁等表现。
  14. 暂时关闭CCA以避免过多失血。立即拔出栓线，并用预先安置的缝线结扎ECA。重新开放CCA，允许再灌注及更多血液流入蛛网膜下腔（图1F）。
  15. 检查有无出血渗漏后，对伤口周围皮肤进行消毒，以预防术后皮肤感染，并使用不可吸收的4-0聚酯纤维缝线缝合伤口。
  16. 将小鼠置于保温箱中直至意识恢复。等待动物完全清醒，并确认其已恢复足够意识以维持胸卧位。在完全恢复前，不得将其放回与其他小鼠共同饲养的笼中。
  17. 术后给予对乙酰氨基酚，剂量为200–300 mg/kg体重，用于缓解疼痛。
  18. 术后每日观察小鼠状况。

3. 磁共振成像测量

  1. 术后24小时，使用啮齿类动物扫描仪（材料表）和专用的小鼠头部共振器进行MRI扫描；此处使用的是20 mm发射/接收四通道体积共振器。
  2. 将小鼠置于循环水加热毯上，以维持约37 °C的恒定体温。通过面罩吸入2.5%异氟烷（O2/N2O混合气体，30%/70%）诱导麻醉，并以1.5–2%异氟烷维持麻醉，同时持续监测通气情况。
  3. 首先进行快速参考扫描，获取3组正交切面图像包（Tri-Pilot-Multi，FLASH序列，重复时间TR/回波时间TE = 200 ms/3 ms，1次平均，翻转角FA = 30°，视野FOV = 28 mm × 28 mm，矩阵MTX = 256 × 256，层厚1 mm，总采集时间TA = 30 s）。
  4. 随后采用高分辨率T2加权二维快速自旋回波序列进行成像（成像参数：TR/TE = 5505 ms/36 ms，RARE因子8，6次平均，46层连续轴向切片，层厚0.35 mm，覆盖全脑，FOV = 25.6 mm × 25.6 mm，MTX = 256 × 256，TA = 13 min）。
  5. 若结果不清晰，可额外采用呼吸门控的T2*加权梯度回波序列，其等距切片参数与T2加权扫描相同（2D FLASH，TR/TE = 600 ms/6.3 ms，FA = 30°，1次平均，20层轴向切片，层厚0.35 mm，FOV与MTX与T2加权序列相同，TA = 5–10 min，具体取决于呼吸频率）。
  6. 将数据转换为DICOM图像格式，并使用ImageJ软件对蛛网膜下腔出血（SAH）进行分级及血肿体积测量。定量分析的具体步骤详见补充材料中的逐步操作指南（补充图1）。

结果

死亡率
本研究共对92只8至12周龄的雄性C57Bl/6J小鼠进行了蛛网膜下腔出血（SAH）手术；其中观察到总体死亡率为11.9%（n = 12）。死亡事件均发生在术后6至24小时内，提示围手术期死亡以及SAH出血本身是最可能的致死因素。

SAH出血分级
共有50只小鼠在术后24小时接受MRI检查，以确认SAH并检测其他可能同时发生的病理状况，包括亚急性缺血性卒中和脑积水。其余动物用于更早期的扫描，以确定术后MRI检查的最佳时间点。在术后24小时检查的50只小鼠中，有n=7只未出现SAH（出血等级0），以及n=5只小鼠被检测到合并卒中和/或脑内出血（出血等级IV）。SAH出血等级根据T2加权MRI扫描结果进行量化，如下所示（图2A，B）：

0级：未发现蛛网膜下腔出血或出血（14%）
I级：蛛网膜下腔出血厚度≤0.80 mm（24%）
II级：蛛网膜下腔出血厚度＞0.8且＜1.6 mm（28%）
III级：蛛网膜下腔出血厚度≥1.6 mm（24%）
IV级：蛛网膜下腔出血合并脑内出血和/或脑卒中（10%）。

脑部研究结果的MRI分级分析，包含饼图、方程和出血量数据。
图2：SAH分级系统及其对应的血量和MRI图像。（A）T2加权MRI轴向切片，显示代表性的SAH分级图像。0级：未见SAH或出血（14%）；I级：SAH厚度≤0.80 mm；II级：SAH厚度＞0.8且＜1.6 mm；III级：SAH厚度≥1.6 mm；IV级：SAH伴有脑内出血（ICH）和/或脑卒中。（B）实验小鼠中SAH分级分布的饼图。（C、E）基于公式 V = A1 + A2 + ... + Ax) ·d 计算的SAH出血体积，其中每张切片的出血面积通过ImageJ确定，所有出血面积之和乘以相应的MRI切片厚度。（D）基于Kothari abc/2体积估算法得出的各SAH分级总出血量。数据以均值±标准误（SEM）表示。缩写：ICH = 脑内出血，MRI = 磁共振成像。比例尺 = 5 mm。请点击此处查看该图的放大版本。

出血量
对于 I-III 级，出血量采用两种不同方法进行量化：

方法A：总出血量根据Kathari等人提出的abc/2体积估算法进行计算，该方法是对椭球体积公式的改进，在临床环境中被广泛用于估算脑出血（ICH）体积（图2D）20。

方法B：根据公式 V = (A1 + A2 + ... + Ax) · d 计算SAH出血量，其中每张切片的出血面积通过ImageJ确定，所有出血面积之和乘以相应的MRI切片厚度（‘Ai’表示第‘i’张切片上的出血面积，‘x’为切片总数，‘d’表示切片厚度）。该方法考虑了出血形状的不规则性（图2C，E）。如预期，方法B在各亚组中显示出更宽的数值范围。然而，两种方法在基于轴向SAH厚度划分的相应出血等级上均显示出显著差异，具体分级如下文所述。补充图 2 显示了所有亚组的SAH体积；如预期，IV级具有异质性，因其同时伴有脑实质出血（ICH）。

统计分析与图表
数据采用 GraphPad Prism 进行统计分析。使用单因素方差分析（One-way ANOVA）比较多个组别。结果以均值 ± 标准误表示，显著性水平为 p < 0.05。 < 0.05 被认为具有统计学意义。要素包括 图1 和 图2 使用 BioRender.com 制作。

补充图1：使用ImageJ定量出血体积的分步指南。使用ImageJ导入图像，按“Strg+I”显示尺寸数据，然后为图像设置比例尺。确定所有可观察到蛛网膜下腔出血（SAH）的图像。对于方法A，找出出血面积最大的切片，测量两个正交轴上椭球形SAH体积的头尾长度(=a)和内外侧长度(=b)。椭球形状的腹背径(=c)可根据切片厚度以及观察到SAH的切片数量进行估算[c = 切片厚度 × 切片数量]。根据公式计算体积：V= abc/2。对于方法B，分别测量每张切片上的出血面积，然后根据公式V = (A1 + A2 + ... + Ax) · d计算体积，其中d=切片厚度。请点击此处下载该文件。

补充图 2：各亚组的出血量。（A）基于方法 A 使用公式 V = abc/2 计算各亚组的出血体积（mm3）。（B）使用方法 B 计算相应亚组的出血体积（mm3）（公式 V = (A1 + A2 + ... + Ax) · d；d = 层厚）。请点击此处下载该文件。

讨论

综上所述，本研究建立了一种通过血管内细丝穿孔法诱导的标准化蛛网膜下腔出血（SAH）小鼠模型，该模型具有创伤小、手术时间短和死亡率可接受的优点。术后24小时进行磁共振成像（MRI）检查，以确认出血部位准确，并排除其他相关颅内病变。此外，我们对不同SAH出血等级进行了分类，并测量了出血量，从而可根据出血等级进行进一步的亚组分析。

小鼠的适当体位会影响穿刺成功与否。应将小鼠颈部稍向手术对侧拉伸，头部略抬高，以暴露三分叉处，使穿刺路径更易于接近。若导丝前进受阻，可将其稍许回撤至三分叉处，并调整头部位置，直至导丝能无阻力地顺利推进。

术中神经保护至关重要。迷走神经和颈丛的损伤可能导致呼吸和心率节律改变，部分小鼠甚至可能因恶性心律失常而死亡。若出现上述症状，必须暂停操作数分钟，直至呼吸和心率稳定。

减少术中失血对于提高小鼠存活率至关重要。根据我们的经验，双重结扎应尽可能靠近颈外动脉（ECA）进行。我们在两个结扎点之间的中段切断ECA，以防止远端ECA残端的血液反流。当将线栓插入ECA时，应扎紧预先放置的缝线，以防止切口处出血。需要注意的是，结扎血管时不可过紧，以免影响线栓的顺利推进。

适当的尼龙线插入深度对于成功诱导蛛网膜下腔出血（SAH）至关重要。由于所使用小鼠的年龄（8-12周），我们将尼龙线插入至颈内动脉（ICA）内约9 mm处，当遇到阻力时停止，随后再向前推进约3 mm以实现穿刺。尼龙线插入过浅可能导致穿刺不充分，从而无法引起SAH；而插入过深则可能引发脑卒中和/或脑内出血（图3）。同时，在手术过程中应尽可能保持小鼠原有的解剖结构和血管系统完整。例如，枕动脉（OA）和甲状腺上动脉（STA）以及鞘膜上的营养血管应尽可能予以保留。

脑血管示意图及脑部轴向、冠状切面图像；重点关注大脑中动脉和大脑前动脉区域。
图3：小鼠脑解剖结构及蛛网膜下腔出血（SAH）的大体图像。（A）小鼠脑血管解剖示意图，显示导丝穿刺部位。（B）成功诱导蛛网膜下腔出血的典型大体图像。在取出脑组织前，使用1×PBS进行灌注。（C）导丝插入过深导致脑内出血（ICH）的小鼠大体观。缩写：ACA = 大脑前动脉，ECA = 颈外动脉，CCA = 颈总动脉，ICA = 颈内动脉，ICH = 脑内出血，L = 左侧，MCA = 大脑中动脉，PPA = 翼腭动脉，R = 右侧。比例尺 = 3 mm。 请点击此处查看该图的放大版本。

血管内穿孔模型是研究蛛网膜下腔出血（SAH）常用的动物模型，但目前文献中对于确保出血程度分级以及排除其他病理状态（如脑卒中或脑内出血）的方法尚未充分标准化21。与任何手术类动物模型一样，SAH诱导的成功率和可靠性取决于外科医生的操作经验。

目前，血管内穿孔模型是小鼠实验性蛛网膜下腔出血（SAH）诱导中最常用的方法之一。该方法无需开颅，且能准确模拟人类动脉瘤性SAH所发生的病理过程22。其优点包括在动脉瘤性SAH后的急性期和迟发性反应中，能够高度模拟其病理生理过程23。此外，该模型的死亡率已被证实与临床动脉瘤性SAH患者研究中的死亡率相似23。与血液注射模型相比，血管内穿孔模型对血脑屏障通透性改变的模拟更为接近实际，且能实现更高的脑血管痉挛发生率11,24。血液注射模型更具侵入性，因此相较于侵入性较低的血管内穿孔模型，其造成组织损伤的风险更高。然而，应指出的是，血液注射法的一个主要优势在于能够精确控制注入的血量23。注射速度的标准化是需要重点考虑的因素，因为颅内压（ICP）的变化在很大程度上依赖于注射速度23。除了这些经典模型外，通过注射弹性蛋白酶诱导动脉瘤形成，并结合单侧肾切除诱导高血压，最终导致动脉瘤破裂，这一联合方法为研究蛛网膜下腔出血提供了一个更具病理生理真实性的有趣模型25。将此类技术与基因修饰小鼠相结合，将在未来的研究中具有重要意义。

先前针对丝线穿孔模型的蛛网膜下腔出血（SAH）分级系统，是基于小鼠处死后不同脑段中可见的蛛网膜下腔血液量来评估的17。因此，当血液在处死时已被完全吸收，这些分级系统无法用于长期研究。在临床实践中，SAH的分级依据临床表现以及影像学上SAH的厚度，这些指标与临床预后相关1,26,27,28。因此，为了尝试无创地对出血严重程度进行分类，我们增加了一项标准化的MRI随访检查，通过影像学对SAH进行分级，该分级基于已有的人类SAH分级量表，并借鉴了Egashira等人先前发表的小鼠SAH MRI分级系统18。这种方法还可实现对总血容量的定量，并排除合并其他颅内病变（如脑卒中、脑内出血、脑积水）的动物。一些研究提出，颅内压（ICP）、脑灌注和血压监测可作为成功诱导SAH的证据，这些可能是有用的辅助手段29。间接评估SAH严重程度及潜在脑实质损伤的方法包括将临床表现与组织学染色（如细胞死亡标志物p53、TUNEL或caspase-3）相结合。然而，这些间接方法（如ICP监测和神经功能评估）可能难以明确区分其他颅内病变，例如脑卒中、颅内出血或脑积水。尽管MRI分级具有诸多优势，但其在可行性方面存在一个主要缺点：MRI设备在实验室中的普及程度不如其他方法，这限制了MRI分级系统在实验性SAH研究中的广泛应用。然而，当条件允许时，本研究所采用的MRI分级系统为标准化实验性SAH模型提供了一种工具，有助于提高实验的可重复性和可比性23。在本研究中，尽管手术过程中观察到临床变化，但术后MRI显示仍有14%的小鼠未见SAH证据。这部分小鼠可能发生了微小出血，而MRI无法检测到（类似于CT阴性但腰椎穿刺发现黄变的SAH患者）。在本实验设计中，这些小鼠被排除在后续分析之外。MRI上出现“无出血”现象的技术原因可能是丝线插入不足，导致未发生穿孔（例如误入眼动脉或翼腭动脉（PPA））；此外，成功穿孔的血管可能在撤出丝线后再次闭合，从而阻止了SAH的形成。

综上所述，本文介绍了一种通过血管内穿刺建立实验性动脉瘤性蛛网膜下腔出血的标准化模型，并在术后24小时结合磁共振成像以确认出血情况并进行分级，同时排除其他重要的颅内病理改变。

致谢

SL 由中国国家留学基金管理委员会资助。KT 由柏林健康研究所（Berlin Institute of Health）的 BIH-MD 奖学金和 Sonnenfeld-Stiftung 基金会资助。RX 由柏林健康研究所-夏里特临床科学家项目（BIH-Charité Clinician Scientist Program）资助，该项目资金来自夏里特-柏林大学医学中心（Charité - Universitätsmedizin Berlin）和柏林健康研究所（Berlin Institute of Health）。我们感谢德国研究基金会（DFG）以及夏里特-柏林大学医学中心开放获取出版基金对本研究的支持。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
眼霜Bayer815529836Bepanthen
图像分析软件ImageJ捆绑 Java 1.8.0_172
结扎缝线（5-0）SMI黑色丝线 USP
显微镜光源ZeissCL 6000 LED
氯胺酮CP-pharma797-037100 mg/mL
磁共振成像仪BrukerPharmascan 70/16 7 Tesla
磁共振成像采集软件BrukerBruker Paravision 5.1
对乙酰氨基酚（40 mg/mL）bene Arzneimittel4993736
普理灵缝线（5-0）ErhiconEH7255
剃刀WellaHS61
手术器械（精细剪刀）FST14060-09
手术器械（镊子#1）AESCULAPFM001R
手术器械（镊子#2）AESCULAPFD2855R
手术器械（镊子#3）HammacherHCS 082-12
手术器械（持针器）FST91201-13
手术器械（Vannas弹簧剪）FST15000-08
手术显微镜ZeissStemi 2000 C
通气监测系统Stony BrookSmall Animal Monitoring & Gating System
伤口缝合线（4-0）ErhiconCB84D
赛拉嗪CP-pharma797-06220 mg/mL

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