本方案描述了在大鼠中成功实施子宫移植(UTx)的全部关键步骤。大鼠模型已被证实适用于推动UTx的临床应用;然而,大鼠UTx是一项高度复杂的手术,需要细致的操作指导。
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本方案描述了在大鼠中成功实施子宫移植(UTx)的全部关键步骤。大鼠模型已被证实适用于推动UTx的临床应用;然而,大鼠UTx是一项高度复杂的手术,需要细致的操作指导。
子宫移植(UTx)是一种治疗绝对性子宫因素不孕症(AUFI)女性的新方法。据估计,有3%至5%的女性患有AUFI。在子宫移植技术出现之前,这些女性无法实现生育子女的愿望。UTx的临床应用得益于动物实验研究的推动,首例成功的子宫移植是在大鼠中实现的。由于大鼠在生理学、免疫学、遗传学和生殖特性方面与人类具有可比性,因此是此类移植研究的合适模型系统。特别是其较短的妊娠周期具有明显优势,因为实验性UTx通常以成功妊娠并活产作为主要终点指标。目前大鼠模型面临的最大挑战是其解剖结构微小,这需要高超的显微外科技术和丰富经验。尽管在临床中已通过UTx实现妊娠,但该技术尚未成熟,仍需持续进行实验优化。本文提供了一套详细的实验操作方案,包含大鼠UTx的关键步骤及常见问题的解决方案,旨在帮助尚未具备此类显微外科经验的研究人员更易于掌握整个操作流程。
子宫移植(UTx)是治疗绝对性子宫因素不孕症(AUFI)的一种新型疗法。AUFI由子宫缺失(先天性或后天性)或子宫畸形引起,影响全球约3%至5%的女性1。由于伦理、法律或宗教原因,许多渴望成为母亲但患有AUFI的女性无法选择收养或代孕2。对于这些女性而言,子宫移植仍是实现生育、组建自己家庭的唯一选择。尽管子宫移植已应用于临床,但结果尚不一致;该手术技术难度高,仍需不断改进以实现临床广泛应用。
2014年,瑞典Brännström团队首次成功实施了来自活体供体(LD)的子宫移植,并实现了成功妊娠3。2016年,巴西报道了首例来自死亡供体(DD)的子宫移植后成功分娩的病例4。截至2021年,全球已开展超过80例子宫移植手术,但总体成功率约为50%,且大多数移植物来自活体供体1。
尽管子宫移植(UTx)并非挽救生命所必需,但它正成为一种越来越受欢迎的手术,以满足患者拥有自己后代的愿望。因此,对移植器官的需求日益增加,使得尸体捐赠(DD)成为未来关注的重点。然而,由于尸体捐赠的器官经历了明显更长的冷缺血时间(在心脏死亡的情况下还包括热缺血时间),导致移植物功能障碍和排斥反应的风险升高
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所有动物实验均遵循瑞士联邦动物管理条例,并由苏黎世兽医办公室批准(编号° 225/2019),确保符合人道关怀标准。选用雌性未交配的Lewis大鼠(体重170–200 g)和雌性未交配的Brown Norway大鼠(体重170–200 g)作为子宫供体/受体,雄性Lewis大鼠(体重300–320 g)用于交配。大鼠年龄为12–15个月。动物来源于商业供应商(见 材料表) 并在受控环境和丰富化环境中饲养,可自由获取水和标准饲料。
1. 子宫获取
注意:有关该操作步骤的详细信息,请参见先前已发表的报告12,13,15。
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展示了两组大鼠的实验结果。在方案调整前(第1组,n = 8)和调整后(第2组,n = 8)分别进行了UTx手术(表1),以展示我们所做修改的效果(有关修改内容的解释,请参见讨论部分)12,15,21。
大鼠子宫移植(UTx)的结果与三个关键阶段相关。第一阶段是成功从子宫移植手术中恢复,通常受体应在术后前两天内恢复。第二阶段涉及术后2周移植物的健康状况,该状况决定是否进入交配流程(表2)。第三阶段包括自然交配以及成功分娩,作为生育能力的证据。
两组动物术后均恢复顺利。在第二阶段,第一组有4只动物被排除,第二组有2只动物被排除。排除原因为再次剖腹探查时发现移植物血栓形成和脓肿(第一组n=4,第二组n=2),以及子宫-子宫吻合口狭窄或畸形(另见第一.......
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本文提供的实验方案详细介绍了大鼠子宫移植手术的外科操作方法。该方案经过优化,旨在提高子宫移植(UTx)及后续交配后活产仔鼠的概率。本方案最初借鉴自Brännström团队12,13,并受到Akouri等人10在小鼠研究工作的启发,结合作者近年来的实践经验进行了改进。因此,这些改进源于实际经验的积累,反映了从移植失败到实现可重复结果的技术发展历程。
可能起决定性作用的关键改进包括:(1)在器官获取和吻合过程中,将赛拉嗪加入灌注液,以促进血管扩张,从而降低血栓形成的风险。(2)采用间断缝合法进行动脉端侧吻合。间断缝合不仅可提高对血管通畅性的手术控制,避免荷包缝合效应,还可便于后续扩大吻合区域,增加子宫动脉的血流量。(3)子宫角吻合采用间断且不可吸收缝线,且缝合仅限于浆膜层;该改进可防止子宫壁狭窄,避免影响后续受精。(4)阴道吻合使用可吸收缝合材料,可降低阴道狭窄风险,从而提高活产几率。(5)所有外科操作应尽可能远离阴道和宫.......
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作者声明不存在任何竞争利益。
本研究由瑞士国家科学基金会(项目资助编号 310030_192736)资助。我们感谢苏黎世大学兽医病理学研究所的 Dr. Frauke Seehusen 在组织病理学方面提供的支持。
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| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 5 mm 角度转向侧向剪刀 | F.S.T | 15008-08 | |
| 大号回形针 | 无特定要求 | 用作牵开器 | |
| 钝弯针 G30 | Unimed S.A. | ||
| 布比卡因 0.5% | Sintetica | ||
| 布托啡诺 0.3 mg/mL | 丁丙诺啡 | ||
| Dosiernadel G25 | H.SIGRIST&和 PARTNER AG | ||
| Dumont #5SF 镊子 | F.S.T | 11252-00 | |
| Ethilon 10/0 | Ethicon | 2810G | |
| Ethilon 6/0 | Ethicon | 667H | |
| Ethilon 7/0 | Ethicon | EH7446H | |
| Ethilon 8/0 | Ethicon | 2808G | |
| 雌性Brown Norway大鼠(150–170 g) | 一月 | ||
| 雌性Lewis大鼠(150-170 g) | 查尔斯河德国分公司 | ||
| 精细剪刀 - 锐利 | F.S.T | 14060-09 | 其他任何小型剪刀也可使用 |
| 哈尔西显微持针器 | F.S.T | 12500-12 | 其他任何小型持针器也可使用 |
| 肝素钠 25000 IU/5 mL | B. Braun | ||
| Institute Georges Lopez 灌注液 (IGL) | 乔治·洛佩兹研究所 | 器官保存液 | |
| 雄性Lewis大鼠(300-320 g) | 查尔斯河德国分公司 | ||
| 微型Serrefines 13 mm | F.S.T | 18055-04 | |
| Micro Serrefines 16 mm 弯型 | F.S.T | 18055-06 | |
| 带锁止装置的微型Serrefine钳夹施加器 | F.S.T | 18056-14 | |
| Mölnlyncke Op Towel | Mölnlyncke | 800300 | 无菌铺巾 |
| NaCl 0.9% | B.Braun | ||
| Octenisept | Schülke | ||
| 纸质胶带 | Tesa | 用于固定动物 | |
| 飞利浦新安怡快速奶瓶ärmer SCF358/02 | 飞利浦 | 12824216 | |
| 林格氏液 | B.Braun | ||
| Rompun 2% | 拜耳 | 赛拉嗪 | |
| 圆柄持针钳 | F.S.T | 12075-12 | |
| 圆柄持针钳 | F.S.T | 12075-12 | |
| S&T 血管扩张钳 - 45° 角度° | F.S.T | 00276-13 | |
| Sacryl Naht | KRUUSE | 152575 | |
| 10号手术刀 | Swann Morton | 201 | |
| 小型组织容器 | 任何小型组织储存容器均可用于移植物的冷藏 | ||
| 小型塑料袋 | 任何透明塑料袋均可 | ||
| 无菌棉签 | Lohmann-Rauscher | 任何无菌棉签均可 | |
| 无菌纱布 | Lohmann-Rauscher | 任何无菌纱布均可 | |
| 直剪 8mm | F.S.T | 15024-10 | |
| 手术显微镜 – SZX9 | Olympus | OLY-SZX9-B | |
| Sutter 防粘连 GLISS 0.4 mm | Sutter | 78 01 69 SLS | |
| 缝合打结钳 | F.S.T | 00272-13 | |
| ThermoLux 加热垫 | ThermoLux | ||
| 皮肤组织镊 | 任何组织镊均可 | ||
| 血管扩张钳 | F.S.T | 00125-11 | |
| Vicryl 4/0加号 | Ethicon | VCP292H |
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