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方法文章

肺动脉高压实验模型中右心室功能的评估

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DOI：

10.3791/68248

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2025年6月27日

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratory of Pulmonary Investigation, Institute of Biophysics Carlos Chagas Filho, Federal University of Rio de Janeiro

本文内容

摘要

详细介绍右心室功能评估方法将提升肺动脉高压研究的质量和可靠性，为未来的研究提供坚实的框架，并增强不同实验室之间的可重复性。

摘要

肺动脉高压（PH）是一种与生存率降低相关的慢性疾病，因此是研究的关键领域。PH的实验模型显著加深了我们对其病理生理机制的理解，并促进了小型观察性研究和临床试验的设计。然而，建立标准化的研究方法至关重要，以确保不同实验研究和科研团队之间的结果具有可比性。标准化不仅能够提高研究的可重复性，还有助于各研究团队之间的协作。

在本视频中，我们概述了准确分析肺动脉高压（PH）功能参数所需的方法学步骤，包括超声心动图评估、有创性右心室（RV）穿刺以及富尔顿指数（Fulton's index）的计算。关于超声心动图部分，详细介绍了肺动脉加速时间与肺动脉射血时间比值的测量，以及右心室输出量的计算方法。在有创性测量方面，描述了关键操作步骤，包括麻醉方案、动物最佳体位摆放、机械通气设置、精确开胸、右心室的暴露以及右心室穿刺技术。

本文详细阐述了心室解剖（Fulton指数）的方法，以及校正动物体重后的右心室/左心室加室间隔比值的计算方法。我们认为，对这些方法进行详尽的介绍将有助于提高肺动脉高压研究的质量和可靠性，为未来的研究提供一个可靠的框架，并增强不同实验室之间的可重复性。

引言

随着呼吸和心血管科学领域中动物模型研究的增多，对小动物右心室（RV）功能进行充分的功能性测量已变得至关重要。目前已有多种肺动脉高压（PH）动物模型，如使用野百合碱1、低氧2或Sugen + 低氧3诱导的模型。这些模型在揭示新的病理生理通路1,4以及研究潜在的新型药物5和非药物6治疗手段方面发挥了重要作用。然而，无论导致PH表型的致病因素为何，人们对右心室功能表现的测量仍存在关注，主要原因包括：（1）右心室功能通常是临床前研究采用的主要终点指标7；（2）可用于进行右心室超声心动图检查和侵入性穿刺的设备种类多样；（3）操作需要具备麻醉方面的专业知识，掌握小动物侵入性机械通气的相关知识，并能够识别出适合评估右心室的成像窗口。

根据临床前研究的“3R原则”（替代、减少和优化），其中“减少”旨在推广能够获得相当信息量的方法，从而提高研究的可重复性8。因此，实验动物数量的减少主要依赖于合理的实验设计、正确的统计学评估以及实践经验与知识的共享等策略。在本方法学研究中，肺动脉高压（PAH）诱导后采用三种不同的检测技术（图1）。第一种是经胸超声心动图无创评估右心室（RV）功能。图像通过胸骨旁长轴和短轴切面获取，利用脉冲波多普勒测量右心室流出道直径、肺动脉加速时间（PAT）和肺动脉射血时间（PET）。计算PAT/PET比值，并将其作为肺动脉高压（PAH）的间接指标9,10。第二种是右心室穿刺法。通常使用生理信号采集系统，通过运行定制软件的计算机进行连续记录。侵入性测量的右心室收缩压（RVSP）和平均肺动脉压常被用作不同研究中的主要观察指标7。第三种是右心室肥厚指数，也称为富尔顿指数（Fulton's index）11，即右心室重量与左心室（LV）加室间隔（S）重量之比（RV/LV + S），并根据动物体重进行校正。详细呈现评估右心室功能的方法将提升肺动脉高压（PH）研究的质量与可靠性，为未来研究提供坚实的框架，并增强不同实验室之间的可重复性。

肺动脉高压模型流程图；包括PAH诱导、超声心动图、右心室收缩压、右心室肥厚指数等方法。
图1：流程图。本文所述实验方案的概要示意图。缩写：ECHO = 超声心动图；LV = 左心室；PAH = 肺动脉高压；RV = 右心室；RVH = 右心室肥厚；RVSP = 右心室收缩压；S = 室间隔。请点击此处查看该图的放大版本。

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方案

本研究方案经里约热内卢联邦大学动物使用伦理委员会（CEUA）批准，批准号为043/22。所有操作均遵循《实验室动物护理原则》以及美国国家科学院《实验动物护理与使用指南》。本研究遵循ARRIVE指南11。

1. 动物准备与实验方案

  1. 按照先前报道的方法计算动物数量12。
    注意：考虑到 CTRL 组与 PAH 组之间 RVSP 的差异达到效应量 d = 3.95，在假设组间样本量比为 1、统计效能（1-β = 0.8）以及显著性水平 α = 0.05 的条件下，本方案中每组需要 3 只动物。
  2. 将六只雄性 Wistar 大鼠（220 ± 10 g）随机分组，分别经腹腔（i.p.）注射野百合碱（60 mg/kg；PAH 组，n = 3）或生理盐水溶液（1 mL/kg；CTRL 组，n = 3）。
  3. 在第 28 天测量心血管参数，并通过横断腹主动脉放血法处死动物。

2. 超声心动图

  1. 心电图系统设置
    1. 检查电源线是否已正确连接至设备和电源插座。按住控制面板上的POWER按钮数秒，直至系统启动。
    2. 确保换能器已正确连接。
    3. 从数据库中选择PATIENT以注册动物编号，开始操作。
    4. 在准备动物期间，为延长设备使用寿命，请按下控制面板上的freeze按钮（静力平衡；ΣFx=0 图示；力的平衡示意图；物理学教育概念。），关闭换能器。
  2. 心电图操作流程
    1. 将麻醉机设置为2.5%异氟烷和1 L/min氧气输出。
    2. 将动物放入麻醉机的麻醉舱内。待动物进入镇静状态后，将其置于仰卧位，用胶带将其前肢固定于手术台上，并将麻醉机面罩套在动物鼻部。为避免动物苏醒，务必将麻醉机的切换按钮从CHAMBER切换至MASK。
      1. 通过评估瞳孔直径、位置及对光反应；瞬膜位置；以及对尾部刺激的运动反应来判断麻醉深度。当动物对噪声刺激（如拍手）、胡须刺激及尾夹刺激均无反应时，方可开始实验13。
    3. 使用浸有清洁剂和水的纱布湿润麻醉后动物胸部的毛发。用连接在Kelly止血钳上的刀片剃除胸部毛发。在动物胸部涂抹足量导电凝胶。
    4. 按下控制面板上的2D按钮。
    5. 将换能器置于第三至第五肋间隙之间以获取短轴切面。将换能器朝向动物左肩方向（与胸骨呈90°角），获取心脏基底部水平的横截面图像，该图像可显示右心室（RV）、主动脉瓣、肺动脉瓣和左心房（图2A）。
    6. 按下控制面板上的freeze按钮（显微技术图示，含用于发射分析和光谱拟合研究的光学元件。）以冻结图像，并按下控制面板上的save按钮（静力平衡；ΣFx=0 方程；方法图示；力矢量；平衡研究原理。）保存图像。
    7. 当找到正确角度后，保持该位置，按下控制面板上的pulse wave按钮(PW)，以获得脉冲波频谱多普勒模式（图2B）。
    8. 使用控制面板上的trackball移动屏幕上的黄色光标（上下或左右），将其定位至肺动脉瓣处。
    9. 按下控制面板上的五键（5），获取通过肺动脉瓣的血流曲线。
      关键步骤：为获得良好图像，请确保曲线呈明亮白色，且声学信号清晰响亮。
    10. 将换能器置于第三至第五肋间隙之间以获取长轴切面。将换能器朝向动物右肩方向（与胸骨呈45°–60°角），获取纵向切面图像，该图像可显示左心室、右心室、左心房、二尖瓣和主动脉瓣（图2C）。
    11. 按下控制面板上的freeze按钮（静力平衡符号，数学符号图示，ΣFx=0，工程学教育。）以冻结图像，并按下控制面板上的save按钮（静力平衡；ΣFx=0 方程；方法图示；力矢量；平衡研究原理。）保存图像。
    12. 按下控制面板上的END EXAM按钮，结束实验并将图像保存至患者数据库中。
  3. 数据分析
    1. 心电图系统设置：
      1. 检查电源线是否已正确连接至设备和电源插座。按住POWER按钮数秒，直至系统启动。
      2. 在屏幕上选择SEARCH，并从数据库中选择相应的动物编号以开始分析。
      3. 按下控制面板上的SONOVIEW按钮。在屏幕图像上单击一次以开始分析。
        注：图像由虚线框定。单击开始分析后，该虚线必须保持连续。
      4. 使用trackball，在屏幕右上角选择脉冲波频谱多普勒模式下的短轴图像。
      5. 按下控制面板上的calculator按钮（DNA测序色谱图，显示用于序列分析的核苷酸峰。），在屏幕上选择心率（HR）参数。使用trackball，将光标线从一条曲线的峰值移至另一条曲线的峰值。重复三次，取平均值。
      6. 按下控制面板上的calculator按钮（色谱法，DNA条带分离，电泳结果，蛋白质分析，方法图示。）；在屏幕上选择肺动脉瓣（PV）参数，随后选择肺动脉瓣加速时间（PV AccT/ET）参数。使用trackball，将光标线从曲线起点移至峰值处，然后从起点移至同一曲线终点。重复三次，取平均值（图3A）。
      7. 按下控制面板上的save按钮（静力平衡；ΣFx=0 方程；方法图示；力矢量；平衡研究原理。）保存数据。
      8. 使用trackball，在屏幕右上角选择长轴图像。
      9. 按下控制面板上的calculator按钮（基因编辑技术，CRISPR-Cas9，DNA修饰方法，用于基因研究的图示。）；在屏幕上选择右心室流出道（RVOT）参数，随后选择右心室流出道直径（RVOT DIAM）参数。使用trackball，将光标从右心室一侧壁移至对侧壁。重复三次，取平均值（图3B）。
      10. 按下控制面板上的save按钮（静力平衡；ΣFx=0 方程；方法图示；力矢量；平衡研究原理。）保存带有数据的图像。
      11. 将图像传输至外接硬盘。在屏幕上选择SEARCH，并从数据库中选择相应的动物编号。在屏幕上选择EXPORT，并选择外接硬盘。

显示小鼠心脏模型在二维和多普勒模式下的超声心动图示意图和超声图像。
图 2：经胸超声心动图的胸骨旁切面。 探头位置示意图用于获取横断面图像，以及短轴切面的代表性图像，分别显示为（A）二维模式和（B）脉冲波频谱多普勒模式，以及（C）长轴切面。缩写：Ao = 主动脉；AV = 主动脉瓣；CTRL = 对照；LA = 左心房；LV = 左心室；MV = 二尖瓣；PAH = 肺动脉高压；RA = 右心房；RV = 右心室。 请点击此处查看该图的放大版本。

显示肺静脉血流和右心室流出道评估的心脏超声示意图；医学影像分析。
图3：经胸超声心动图数据分析。（A）用于计算PAT/PET比值的虚线位置的代表性图像；（B）用于分析右心室流出道直径的连接位置的代表性图像。缩写：HR = 心率；PAT = 肺动脉加速时间；PET = 肺动脉射血时间；PV AccT = 肺动脉瓣加速时间；PV ET = 肺动脉瓣射血时间；PV AccT/ET = 肺动脉瓣加速时间与肺动脉瓣射血时间比值；RVOT Diam = 右心室流出道直径；RVOT Area = 右心室流出道面积。请点击此处查看该图的放大版本。

3. 右心室收缩压

  1. 右心室收缩压测定准备
    1. 机械呼吸机：在机械呼吸机上设置以下参数：吸入氧浓度 (FiO2)，21%；潮气量，8 mL/kg；呼吸频率，70 次/分钟；和呼气末正压 (PEEP)，3 cmH2O。
    2. 监测仪与信号换能器：将用于穿刺的19 G头皮静脉套管连接至监测仪，以便可视化压力信号。
    3. 多通道生理记录仪压力换能器的调零程序：
      1. 将压力换能器连接至多参数监护仪相应的血流动力学电缆和通道。
      2. 使压力换能器与头皮静脉套管末端处于与动物胸廓相近的高度。
      3. 在多参数监护仪屏幕上按下调零按钮。上下移动连接至压力换能器的头皮静脉套管，检查数值是否相应上升和下降。
        关键步骤：头皮静脉套管必须充满肝素化生理盐水，以确保信号正常传输。避免管路中存在气泡，以防干扰信号。
    4. 多通道生理记录仪压力换能器的校准程序：使用外部模拟式血压计，检查施加于压力换能器的压力是否与多参数监护仪屏幕上显示的压力一致。若不一致，请调整通道增益。
    5. 对于配备开放专用采集系统的计算机，设置软件：
      1. 打开程序，在屏幕上点击DataAcquisitionSystem。此操作将打开可监测压力信号的窗口。
      2. 在此窗口中，点击屏幕左上角的白色箭头。
      3. 将弹出配置提示窗口，点击确定。
      4. 在新窗口中，进入物理通道，点击浏览。
      5. 按住键盘上的Ctrl键，选择除“ai7”外的所有通道，然后点击确定。
      6. 在物理通道下方，将输入端子配置设为默认，使用侧向箭头将其更改为RSE，然后点击确定。
      7. 将打开一个新窗口，可在其中检查信号采集情况并校准基线。点击加载配置，选择适当的配置文件，然后在窗口右侧点击加载信号。
      8. 等待5–10秒，待信号出现在屏幕上。信号可见后，点击信号0，选择信号6，然后点击基线调零。
      9. 导航至文件目录，选择实验期间保存数据的位置。点击右下角的当前文件夹。
      10. 完成所有软件参数设置后，点击确定。返回主程序窗口，点击采集。程序将开始信号采集。
      11. 在右下角，根据配置选择相应信号（信号6）。
        注：确保计算机显示器上的信号与换能器监测仪上的信号一致，并在移动头皮静脉套管时出现波动。若不一致，需在继续操作前排查信号传输问题。
  2. 右心室收缩压测定操作
    1. 完成超声心动图检查后，通过腹腔注射给予动物87.5 mg/kg氯胺酮和12.5 mg/kg赛拉嗪以进行麻醉。
    2. 动物镇静后，在气管区域皮下注射400 µL利多卡因。
  3. 气管切开术
    1. 动物镇静后，将其置于仰卧位，并用胶带将前肢固定在带有热源的手术台上（如加热手术台），以维持体温。
    2. 用70%酒精清洁喉部区域。然后用浸有清洁剂和水的纱布湿润麻醉动物喉部的毛发。使用固定在Kelly止血钳上的刀片剃除喉部毛发。
    3. 使用有齿组织镊和剪刀在皮肤上做切口。
    4. 使用有齿组织镊和弯型Kelly止血钳牵开下颌下腺并钝性分离周围肌肉，以暴露气管。
    5. 使用弯型Kelly止血钳小心地将缝线穿过气管下方。
    6. 利用缝线的两端轻轻提起气管以获得更好的视野，使用手术刀片在两个软骨环之间做一小切口。注意避免损伤软骨环，以防切到喉部。
    7. 将气管切开套管以斜面朝下的方向轻柔插入，正确就位后将其向上旋转，推进约五个软骨环，但不可更深。
      注：若气管切开套管内有黏液，必须先用注射器将其吹出，再连接至机械呼吸机。
    8. 用缝线固定套管，确保其位置稳定。
    9. 给予2 mg/kg泮库溴铵以使动物肌肉麻痹。
      注：泮库溴铵可通过尾静脉导管静脉注射或腹腔注射给药。
    10. 将动物连接至已测试并设置为容量控制通气模式的机械呼吸机。
    11. 完成气管切开并连接机械呼吸机后，继续暴露心脏。
  4. 导管插入术
    1. 用70%酒精清洁胸部区域。然后用浸有清洁剂和水的纱布湿润麻醉动物胸部的毛发。使用固定在Kelly止血钳上的刀片剃除胸部毛发。
    2. 为打开胸腔，从剑突基底部开始沿皮肤做切口，至气管切开部位下方约0.5 cm处停止。
    3. 剪开肋间内肌和肋间外肌，以暴露肋骨和胸骨。
    4. 用剪刀剪开胸骨以暴露心脏，并用Kelly止血钳夹住胸腔两侧，以便更好地接触右心室。
      注：始终沿胸骨切开，以尽量减少过度出血，避免影响视野。
    5. 心脏表面覆盖有心包膜。使用镊子去除这层薄膜，以便区分各个心腔。
    6. 完成气管切开、连接呼吸机并暴露心脏后，开始进行右心室穿刺。
    7. 确保计算机已开启，LabView已打开，并在测定右心室收缩压（RVSP）前完成基线配置。以冠状动脉的室间支为参考定位右心室。该分支清晰可见，指示室间隔的位置，分隔左右心室。
    8. 在软件中确认信号采集已开始。点击屏幕上的保存按钮，并输入动物编号。
    9. 使用充满肝素化生理盐水的19 G头皮静脉套管，在参考点稍上方进行穿刺，确保针头插入深度适中。
      关键步骤：针头插入过深可能刺破左心室，导致测得的压力与肺动脉压力无关。
    10. 通过获得的压力值验证穿刺准确性：对照组动物的RVSP为10–20 mmHg；肺动脉高压动物的RVSP可达60 mmHg；测得压力>80 mmHg提示套管可能已进入左心室（图4B）。
    11. 至少记录10个稳定的压力波峰，以确保数据可靠性。
    12. 信号采集结束后，使用肝素化注射器穿刺左心室或腹腔静脉采集血液前，先向动物注射肝素。
      注：肝素可通过尾静脉导管静脉注射或直接注入左心室。
    13. 采血后，通过切断腹腔静脉放血处死动物，并进行器官采集以供后续分析。
    14. 将信号保存至实验开始时选定的文件目录。通过在计算机文件夹中选择文件，并将.bin文件复制/粘贴至外接硬盘，将图像转移至外接硬盘。

4. 数据分析

注意：请查看用于分析肺动脉收缩压（RVSP）换能器信号的 MATLAB 常规代码（补充文件 1）。该代码是根据本研究项目的需求开发的。

  1. 打开程序，点击 MATLAB 界面中的浏览以粘贴按钮（表示下载或传输过程的带箭头文件夹图标），然后选择计算机内置硬盘中包含相应代码的文件。
  2. 在 MATLAB 界面的左上角，查看包含换能器识别的各个通道代码的文件列表。
  3. 选择实验开始时选定用于检测信号的通道配置对应的代码（通道 6）。
  4. 按下运行按钮（用于视频或音频播放的播放按钮图标），然后选择外接硬盘上的.bin文件进行分析。
    关键步骤：在右下角，将文件类型从所有 MATLAB 文件更改为所有文件，否则.bin文件将不会显示。
  5. 通过在曲线起始点和结束点各单击一次，选择最佳的曲线区域。最佳区域应具有最均匀的曲线，其波峰和波谷在视觉上相等（图 4A）。
  6. 通过在起始点（0 s）和结束点（10 s）各单击一次，选择 10 秒的曲线段（图 4A）。
    注：X 轴表示时间（单位为秒），Y 轴表示压力（单位为 mmHg）。
  7. 在命令窗口中减去最低波谷值以校正基线，然后按键盘上的回车键。软件将自动生出所有数据（图 4A）。
  8. 观察以两列形式呈现的数据；第一列为波峰出现的时间，第二列为波峰的数值（压力）。
    注：从穿刺获得的曲线代表右心室（RV）的收缩压（波峰）和舒张压（波谷）。MATLAB 分析会同时提供这两个数值。
  9. 将收缩压数据复制并粘贴到一个.txt文件中，并删除与时间相关的数值。
  10. 将.txt文件中的所有小数点改为逗号，以便计算平均值。
  11. 选取 10 个波峰压力值并计算其平均值。

MATLAB 中的信号处理步骤；时域图；降噪分析方法。
图 4：右心室收缩压数据的分析。（A）分析过程中选择曲线上特定区域的步骤示意图。（B）一条典型曲线示例显示峰值约为 80 mmHg，表明穿刺深度足以进入左心室。随后缓慢回撤，进入右心室腔。该曲线在第一步中即可观察到。请点击此处查看该图的放大版本。

5. 右心室肥厚指数

  1. 步骤
    1. 在实验方案开始时，测量动物的体重。
    2. 测量右心室收缩压（RVSP）后，通过放血法处死动物，并取出胸腔内的器官 整块 分离安乐死动物的心脏。
    3. 解剖心脏基底部的血管（主动脉、肺动脉、上腔静脉和肺静脉）。
      关键步骤： 注意避免解剖左右耳廓。
    4. 用纱布将心脏擦干，并用精密天平称量干燥完整心脏的重量并记录。
    5. 分离左心房和右心房并弃去。
    6. 将右心室与附着于室间隔的左心室分离开。
    7. 用纱布将各分离组分擦干，并分别在精密天平上称量右心室（RV）和左心室加室间隔（LV + S）的重量并记录。
  2. 数据分析
    1. 以富尔顿指数（Fulton's index）计算右心室肥厚指数，该指数通过比较右心室游离壁重量与左心室壁加室间隔壁重量的比值，并以体重进行校正，从而评估右心室肥厚程度：
      Fulton指数公式，即右心室重量与左心室加室间隔重量之比除以总体重，生理学。
      注意：对照组动物的富尔顿指数不超过 0.4 mg；肺动脉高压（PAH）动物的富尔顿指数， >0.4 mg

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结果

进行统计分析时，采用Shapiro-Wilk检验对每个变量的正态性及方差进行检验。数据以均值±标准差表示。采用非配对t检验比较对照组（CTRL）与肺动脉高压组（PAH）之间的颗粒物浓度（p<0.05）。

肺动脉高压动物模型中的超声心动图改变
图4 显示，肺动脉高压（PAH）动物的PAT/PET比值（0.43 ± 0.01 ms）低于对照组动物（0.26 ± 0.02 ms，p = 0.0003），提示肺血管阻力增加会改变肺动脉内的血流模式，使PAT相对于PET缩短。换句话说，这反映了右心室（RV）克服肺血管阻力的困难，提示PAH的发生发展（图5B）。PAH动物的右心室流出道直径（0.36 ± 0.01 cm）高于对照组动物（0.29 ± 0.01 cm，p = 0.0010），反映了心室肥厚的程度，是右心室的适应性反应（图5C）。

...

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讨论

肺动脉高压（PAH）是一种进行性疾病，其特征是血管过度重塑，导致肺血管阻力增加，从而引起右心室后负荷升高14。因此，右心室收缩压（RVSP）是一个功能参数，与PAH的严重程度直接相关15。随着时间推移，右心室的适应性反应表现为代偿性向心性肥厚（通过富尔顿指数测定）16和心室扩张（通过右心室流出道直径测定）17。此外，肺血管阻力增加会改变肺动脉内的血流模式，使射血前期时间（PAT）相对于射血时间（PET）缩短17，直接反映右心室克服肺血管阻力的困难程度。这三个参数共同表征了PAH的严重程度，提供了心脏与肺相互作用中血流动力学和结构变化的全面视图。同时，这些参数可用于验证临床前研究中的实验模型18。在本研究中，我们概述了分析右心室功能参数所需的方法学步骤，包括超声心动图评估、侵入性右心室穿刺以及富尔顿指数的计算。相关内容分为两个部分进行讨论，分别对应上述两种...

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披露

作者声明无利益冲突。

致谢

作者感谢 André Benedito da Silva 先生在实验方面提供的支持，Verônica Cristina dos Santos Lima 女士在动物护理方面的帮助，以及 Lorna O'Brien 女士对英文语法的修改。本研究由里约热内卢州研究基金会（FAPERJ E-26/202.766/2018, E-26/010.001488/2019）资助。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
<强>试剂
70% 酒精蒙特内格罗ALC70-001
导电凝胶MercorCG-002
生理盐水（NaCl 0.9%）生物制药SAL-009
<强>仪器
19 G 头皮静脉套管针DescarpackSVS-19G
弯头凯利钳ABC外科手术器械CKF-003
凯利止血钳ABC外科手术器械KF-004
针头（18、22 和 26 G）DescarpackNDL-MIX
培养皿GlassLabPD-150
剃刀刀片ABC外科手术器械RB-005
手术刀ABC外科手术器械SC-006
剪刀ABC外科手术器械SCIS-007
缝合线ABC外科手术器械SUT-008
注射器（1、3 和 5 mL）DescarpackSYR-135
气管造口导管医疗科技TC-010
镊子ABC外科手术器械TWZ-011
<强>药物
盐酸右氯胺酮 5%克里斯特áliaDXT-00587.5 mg/kg 腹腔注射
异氟烷 1 mL/mL 240 mL克里斯特áliaISO-2402.5% 吸入溶液
盐酸利多卡因 1%克里斯特áliaLID-001400 µL 皮下局部
野百合碱Sigma-AldrichC240160 mg/kg 腹腔注射
泮库溴铵 2 mg/mL克里斯特áliaPAN-0022 mg/kg 静脉注射
肝素钠 5000 IU/mL克里斯特áliaHEP-50001 mL 中稀释至 1:4
盐酸赛拉嗪 2%SyntecXYL-00212.5 mg/kg 腹腔注射
<强>仪器设备
GraphPad Prism 9GraphPad Software, IncGP9
联网多功能兽用监护仪 LifeWindow 9xDigicare 动物健康LW9x
LabView 软件国家仪器公司LV-2019
MATLAB R2019a（版本）软件The MathWorks, Inc.MATLAB-2019
监测器与信号转导器医疗科技MST-015
精密天平赛多利斯PS-020
R540 小鼠&安普&大鼠动物麻醉机RWD Life Schience Co.,LTDR540-ANA
比例尺OhausSCL-025
Servo-i 呼吸机 Getinge ABSERVO-IFiO₂2 = 21%；潮气量 = 8 ml/kg，呼吸频率 = 70 次/分，PEEP = 3 cmH₂O2O
SonoView 软件SONOTEC 超声波传感器技术哈勒有限公司SV-2020
UGEO HM70A 系统 三星电子ô亚马逊河ônia LTDAHM70A
G*Power 3.1.9.7D大学ü德国杜塞尔多夫G*Power

参考文献

  1. Gomez-Arroyo, J. G., et al. The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302 (4), L363-L369 (2012).
  2. Zhu, Z., et al. Echocardiographic assessment of right ventricular function in experimental pulmonary hypertension. Pulm Circ. 9 (2), 2045894019841987(2019).
  3. Bikou, O., Sassi, Y. The sugen/hypoxia rat model for pulmonary hypertension and right heart failure. Methods Mol Biol. 2803, 163-172 (2024).
  4. Hill, N. S., Gillespie, M. N., McMurtry, I. F. Fifty years of monocrotaline-induced pulmonary hypertension: What has it meant to the field. Chest. 152 (6), 1106-1108 (2017).
  5. Santos, R. T., et al. Pharmacological agents and potential new therapies in pulmonary arterial hypertension. Curr Vasc Pharmacol. 22 (3), 155-170 (2024).
  6. Tsai, J., Malik, S., Tjen, A. L. S. C. Pulmonary hypertension: Pharmacological and non-pharmacological therapies. Life (Basel). 14 (10), 1265(2024).
  7. Suen, C. M., et al. Regenerative cell therapy for pulmonary arterial hypertension in animal models: a systematic review. Stem Cell Res Ther. 10 (1), 75(2019).
  8. Hubrecht, R. C., Carter, E. The 3Rs and humane experimental technique: Implementing change. Animals (Basel). 9 (10), 754(2019).
  9. Thibault, H. B., et al. Noninvasive assessment of murine pulmonary arterial pressure: validation and application to models of pulmonary hypertension. Circ Cardiovasc Imaging. 3 (2), 157-163 (2010).
  10. Trittmann, J. K., et al. PATET ratio by Doppler echocardiography: noninvasive detection of pediatric pulmonary arterial hypertension. Pediatr Res. 92 (3), 631-636 (2022).
  11. Percie du Sert, N., et al. The ARRIVE guidelines 2.0: updated guidelines for reporting animal research. J Cereb Blood Flow Metab. 40 (9), 1769-1777 (2020).
  12. Lisboa Braga, C., et al. Therapeutic effects of hypoxia-preconditioned bone marrow-derived mesenchymal stromal cells and their extracellular vesicles in experimental pulmonary arterial hypertension. Life Sci. 329, 121988(2023).
  13. Heil, L. B. B., et al. The effects of short-term propofol and dexmedetomidine on lung mechanics, histology, and biological markers in experimental obesity. Anesth Analg. 122 (4), 1015-1023 (2016).
  14. Humbert, M., et al. ESC/ERS Guidelines for the diagnosis and treatment of pulmonary hypertension. Eur Heart J. 43 (38), 3618-3731 (2022).
  15. D'Alto, M., et al. Right heart catheterization for the diagnosis of pulmonary hypertension. Heart Fail Clin. 14 (3), 467-477 (2018).
  16. Fulton, R. M., Hutchinson, E. C., Jones, A. M. Ventricular weight in cardiac hypertrophy. Br Heart J. 14 (3), 413-420 (1952).
  17. Lang, R. M., et al. Recommendations for cardiac chamber quantification by echocardiography in adults: an update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. Eur Heart J Cardiovasc Imaging. 16 (3), 233-270 (2015).
  18. Stenmark, K. R., Meyrik, B., Galie, N., Mooi, W. J., McMurtry, I. F. Animal models of pulmonary arterial hypertension: the hope for etiological discovery and pharmacological cure. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 297 (6), L1013-L1032 (2009).
  19. Mukherjee, M., et al. Guidelines for the echocardiographic assessment of the right heart in adults and special considerations in pulmonary hypertension: Recommendations from the American Society of Echocardiography. J Am Soc Echocardiogr. 38 (3), 141-186 (2025).
  20. Spyropoulos, F., et al. Echocardiographic markers of pulmonary hemodynamics and right ventricular hypertrophy in rat models of pulmonary hypertension. Pulm Circ. 10 (2), 2045894020910976(2020).
  21. Rajaram, S., et al. Comparison of the diagnostic utility of cardiac magnetic resonance imaging, computed tomography, and echocardiography in assessment of suspected pulmonary arterial hypertension in patients with connective tissue disease. J Rheumatol. 39 (6), 1265-1274 (2012).
  22. Chin, K. M., et al. Association of N-terminal pro brain natriuretic peptide and long-term outcome in patients with pulmonary arterial hypertension. Circulation. 139 (21), 2440-2450 (2019).

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