一种简单快速的方法，同时分离小鼠的原级胰岛和原级胰腺细胞

Summary

本研究开发了一种简化方法，高效提取小鼠胰腺功能性原发胰岛和腺窦细胞，为研究急性胰腺炎诱发糖尿病发病机制中的细胞间通讯提供了宝贵工具。

Abstract

在急性胰腺炎后糖尿病（PPDM-A）发病机制的研究中，胰腺细胞（PACs）与胰岛细胞之间的异常双向通讯是重点研究。然而，永生细胞系无法复制病理生理条件，因此提取高质量的原生细胞至关重要。目前从小鼠中提取原发胰岛的方法主要依赖于通过胆管插管进行 体内 胰腺灌注，但该方法技术障碍较高，且不适合没有经验的研究人员作。

该研究改进了方法，消除了复杂的 体内 灌注需求。SPF级C57BL/6J小鼠（6-8周龄）被麻醉并安乐死，随后进行胰腺隔离。胰腺在 体外 消化时使用胶原酶P;主要岛通过Ficoll密度梯度离心分离，细胞筛过滤和离心获得的腺壳体细胞。通过钙化素/碘丙烷（钙化素/PI）染色、葡萄糖刺激胰岛素分泌测定和淀粉酶活性检测，评估了细胞的存活性和功能。

结果显示，改良方法作简便：每只小鼠的产量为（120 ± 5）个初级小岛和1.6-1.95个1.95×10⁷个腺头细胞;小岛和头腺细胞的存活率分别为97.52%±0.16%）和96.55%±0.95%）。此外，这些胰岛表现出正常的胰岛素分泌能力，腺窦细胞对蓝蛋白刺激敏感。该方法简单可靠，为研究胰腺外分泌-内分泌相互作用及PPDM-A提供了可行的框架。然而，它存在局限性，例如在大鼠中的应用未经过验证。

Introduction

急性胰腺炎（AP）可通过多种途径干扰胰腺内分泌功能，如胰腺实质损伤和炎症级联反应，从而诱发急性胰腺炎后糖尿病（PPDM-A）^1,2。目前，PPDM-A的核心发病机制尚不明确，胰腺内分泌与外分泌间室之间的异常双向通讯是^{研究重点3}。尽管现有的永生化β细胞系（如INS-1、MIN6）是体外糖尿病细胞模型常用的工具，但其肿瘤来源性导致在葡萄糖反应性和细胞异质性方面与正常原发胰岛细胞存在显著差异。因此，它们无法真正复制急性胰腺炎^4,5在微环境中的病理生理状态。因此，获得高质量的原级胰岛和信囊细胞已成为阐明其相互作用机制的核心技术基础。

目前从小鼠中分离原发胰岛的方法主要依赖导管插管技术，该技术涉及精准定位并穿管胆管，将胶原酶溶液注入胰腺实质以进行体内灌注^6,7。然而，在从新生小鼠中分离原级胰岛方面，Huang等人8人在体外^消化且未进行体内胰腺灌注的情况下取得了优异效果。根据我们研究团队的实际经验，没有专业培训，通过胆管插管实现最佳胰腺灌注是极具挑战性的。受新生鼠初级胰岛分离方法启发，我们团队修改了提取方案，使没有灌注经验的研究人员更易使用。这种改良方法也为从年轻小鼠或胆管脆弱者中分离原发胰岛提供了更简单的替代方案。此外，该方法在分离效率（数量）和纯度（质量）方面具有岛屿和细胞的优势。它使研究人员能够在相同的病理和生理背景下进行实验，便于深入分析胰岛与腺皮细胞之间的相互作用机制。

该方法要求严格控制胰腺消化时间;消化前切碎胰腺也是关键步骤。此外，还应关注消化后胰腺组织机械扩散的强度。这些因素都影响着分离岛和腺窝细胞的数量和质量。该方法尚未在大鼠中得到验证，目前无法大规模生产。

Protocol

涉及动物的程序已获得长海医院伦理委员会或实验动物中心伦理委员会批准（批准号：CHEC （A.E）-2025-026）。SPF级C57BL/6J小鼠（6-8周龄，体重18-25克，雄性或雌性，n = 3）采用12小时的明暗循环，免费提供食物（维持饮食）和水。

废弃的锐器如注射器和针头应收集在实验室专用的锐器容器中，并由合格的专业机构处理。根据《研究 中非人动物护理与使用伦理行为指南》，小鼠尸体应被放入实验室专用的老鼠尸体冷冻库，并由专业机构焚烧。

1. 试剂制备

注意：无菌密度梯度介质等溶液应收集在实验室的“化学废物收集桶”中。所有化学废料应由实验室安排的合格专业机构处置。

1. 胶原酶P溶液的制备
   1. 在50毫升离心管中，依次称重25毫克胶原酶P、42毫克无水氯化钙和0.02克胰蛋白酶抑制剂。加入45.5毫升汉克平衡盐溶液和500微升HEPES溶液，然后旋转至完全溶解。通过0.22微米滤网进行过滤，将溶液消毒，然后转移到新的无菌50毫升离心管中。这会产生0.5 mg/mL的胶原酶P溶液，用于后续胰腺组织的消化。
2. 无菌密度梯度溶液的处理
   1. 将无菌密度梯度溶液通过0.22微米过滤器进行灭菌，然后转移到新的无菌50毫升离心管中。清晰标注溶液信息，并保存在4°C以备后续使用。此后，它被称为“Ficoll”。
3. 停止缓冲液和全培养基的制备
   1. 分别将10%胎儿牛血清（FBS）和1%青霉素-链霉素溶液加入空白DMEM培养基和RPMI-1640培养基，以制备DMEM全培养基和RPMI-1640全培养基（同时作为胰消化的止液缓冲液）。清晰标注溶液信息，并储存在4°C以备后用。
4. 不同浓度葡萄糖溶液的制备
   1. 在50毫升离心机管中，加入50毫升克雷布斯-林格碳酸氢HEPES缓冲液（KRBH）和0.25克牛血清白蛋白（BSA）-V，制备含0.5%BSA的KRBH溶液。然后，在28.33毫升含0.5%BSA的KRBH溶液中，加入168微升葡萄糖（1 M）和1.5 mL氯化钙溶液（50 mM），制备5.6 mM葡萄糖溶液。在含0.5% BSA的9.28毫升KRBH溶液中，加入220微升葡萄糖（1 M）和500 μL氯化钙溶液（50 mM），制备22 mM葡萄糖溶液。

2. 胰岛和胰腺腺细胞（PACs）的分离

注意：所有手术器械必须进行高压灭菌消毒。

1. 将汉克的平衡盐溶液和胶原蛋白P溶液加入12孔板中。并将3毫升胶原蛋白酶P溶液加入50毫升离心管进行后续消化。
   注意：向三孔加入2毫升汉克平衡盐溶液，向一孔加入2毫升胶原蛋白酶P溶液。
2. 手术前用1.25%三溴乙醇腹腔注射，剂量为0.025 mL/g称重并麻醉小鼠，通过捏住小鼠脚垫检查麻醉状态：麻醉深度通过呼吸频率逐渐下降且对脚垫夹击无反应来确定。确认深度麻醉后，通过宫颈脱位安乐死小鼠。将小鼠浸泡在75%乙醇中5分钟进行消毒，然后转移到生物安全柜中进行胰腺隔离。
   注：三溴乙醇（1.25%）作为预制溶液购买时提供;无需人工准备。研究人员在整个实验过程中必须佩戴手套和口罩。如果注射1.25%三溴乙醇时发生皮肤接触，立即用无水乙醇擦拭残留试剂，用流水冲洗5分钟，并涂抹保湿霜以缓解干燥。本研究未涉及腐蚀性化学品。废弃化学试剂，如1.25%三溴乙醇，应收集在标有“危险化学废物”的专用密封容器中。
3. 在腹部做一个“V”形切口，打开小鼠的腹腔。左侧疑病区的深红色淋巴器官是脾脏，附着于脾脏的白色器官是胰腺。仔细地在胃下缘和胰十二指肠交界处进行钝性切除。
4. 用汉克平衡盐溶液清洗分离的胰腺组织，去除残留的肠系膜附着物、脾脏和胰腺周围脂肪组织。
5. 将预处理的胰腺移至含有2毫升胶原酶P溶液的12孔板上。用左手用镊子固定胰腺，右手用1毫升注射器将胶原蛋白P溶液注入胰腺实质，直到胰组织呈现半透明且带水肿。
   注：用于灌注的胶原蛋白酶P溶液体积为600-800微升。
6. 用外科剪刀快速将胰腺切成1-2立方毫米的组织块。
   注意：组织片段的大小大致等于标准200微升移液器试管的内径。
7. 切除1毫升移液器末端1-1.5厘米（扩大开口），并用该改良的尖端将胰腺组织片段与2毫升胶原酶P溶液一起转移到预装3毫升胶原酶P溶液的50毫升离心管中。
8. 将离心管浸泡在37°C的水浴中孵育12分钟，期间每5-6分钟轻轻摇晃一次。
   注意：摇晃离心管的目的是确保胰腺组织与胶原酶P溶液完全接触。
9. 加入10毫升RPMI-1640完整培养基，以终止胶原酶P溶液的消化作用。
10. 用5毫升巴斯德移液器反复移液（上下15-20次），直到无明显的大组织团块残留。
11. 加入10毫升RPMI-1640全培养基，然后以180× 克 离心机在4°C离心2分钟，丢弃上清液。
12. 用20毫升RPMI-1640全培养基重新悬挂沉淀。用40格筛过滤悬浮液，然后以180× 克 离心机在4°C下2分钟。
13. 轻轻丢弃上清液，加入20毫升Ficoll溶液以重新懸浮沉淀，然后缓慢加入15毫升RPMI-1640全培养基。
    注意：此时可以观察到一个透明的液体界面。
14. 在640× 克 下，25°C下轻轻离心20分钟。
    注意：离心过程中避免剧烈摇晃，以防止界面破坏。
15. 小心取出离心管，并用5毫升巴斯德移液器抽取上层红色培养基层。然后，在液层界面处小心吸取含有胰岛的液体，并将其转移到新的50毫升离心管中。加入20毫升RPMI-1640全培养基，在180 × 克 离心，4°C下2分钟，然后丢弃上清液。
16. 用20毫升RPMI-1640全培养基重新悬浮沉淀，离心180× 克 ，4°C离心2分钟，然后丢弃上清液。
17. 用10毫升RPMI-1640完整培养基重新悬浮沉淀，并转移到60毫米细胞培养皿中。
18. 在倒置生物显微镜（100倍放大）下，使用20微升移液器手动挑选胰岛。将选定的胰岛转移到预装500微升RPMI-1640完整培养基的24孔细胞培养板上。
19. 丢弃Ficoll溶液层，将第2.15步的沉淀重新悬浮，加入10毫升DMEM全培养基，通过100微米的细胞滤网过滤，在180× 克 离心机下4°C离心2分钟，然后丢弃上清液。
20. 将沉淀重新悬浮于10毫升DMEM全培养基中，离心机在180× 克 ，4°C下2分钟，然后丢弃上清液。然后，将沉淀与5毫升DMEM全培养基重新悬浮，用于后续实验。

3. 胰腺胰岛和腺细胞的存活性检测

1. 将分离的胰岛和适当数量的腺泡细胞转移到12孔/24孔培养板，分别含有1毫升RPMI-1640全培养基和1毫升DMEM全培养基。将平板放入37°C、5%二氧化碳培养箱中15分钟达到平衡。
2. 在180 × g 下离心12孔/24孔细胞培养板，在25°C下离心30秒。 同时，按照钙化素/碘化丙烷（钙化素/PI）细胞存活与细胞毒性检测套件的说明准备染色试剂（制备过程中防止光线保护）。
3. 轻轻丢弃培养基，用磷酸盐缓冲生理盐水（PBS）清洗一次胰岛和细胞，然后在步骤3.2相同条件下离心。
4. 丢弃PBS，并用预备的染色试剂重新悬浮胰岛和腺细胞。用铝箔将培养板包裹（以防光），并在37°C、5%二氧化碳培养箱中培养30分钟。
5. 在光保护环境下，使用荧光显微镜（100倍放大）拍摄图像，并通过ImageJ进行细胞存活能力分析。

4. Acinar 淀粉酶测定

1. 将腺细胞以1.5×10个⁶细胞/孔的密度，以1.51毫升培养基在12孔板中播种。设置对照（Ctrl）和蓝蛋白刺激细胞（10 nM、20 nM、50 nM;标记为C10、C20、C50）。刺激30分钟后，按照制造商说明采集上清液以检测淀粉酶活性。

5. 葡萄糖刺激胰岛素释放测定

1. 每孔在24孔板中播种10个小岛。将岛屿稳定在完整的RPMI-1640介质中2小时，然后丢弃该介质。
2. 将胰岛浸泡在1毫升5.6毫米葡萄糖溶液中孵育1小时。之后采集上清液。
3. 用KRBH缓冲液清洗小岛。接着，将胰岛浸泡在22毫毫米葡萄糖溶液中1小时，再次收集上清液。
4. 使用小鼠INS（胰岛素）ELISA套件检测两种上清液中的胰岛素浓度（低血糖和高血糖条件）。计算葡萄糖刺激胰岛素指数（GSI）：
   GSI = 高葡萄糖培养基中的胰岛素浓度 / 低葡萄糖培养基中的胰岛素浓度

Results

经过菲科尔溶液密度梯度离心后，观察到透明无色液体层与介质界面附近出现岛屿，管底以沉积物形式存在PACs（见图1）。

在光学显微镜下，小岛通常为圆形或椭圆形，呈金棕色，每只小鼠稳定产出120±5个小岛（图2A，B）。新分离的PAC为球形，主要以簇状分布（每簇3-8个腺细胞）。心窦细胞的顶端颜色较深，具有明显的合子原颗粒;细胞周围未观察到颗粒或囊泡结构，溶液背景清晰。腺细胞的产率在每只小鼠1.6至1.95×10⁷细胞之间[（1.77 ×^{10 7}）±（1.75 × 10⁶]）（图2C，D）。

胰岛和子腺细胞的钙化素/PI染色结果见 图3A：钙蛋白染色细胞（绿色）占多数，PI染色细胞（红色）较为罕见。使用ImageJ对活染色/死染色图像进行了定量分析。结果显示，分离岛和腺窝细胞的存活率分别为（97.52±0.16）%和（96.55±0.95%）（见图3B）。

分离胰腺细胞的基础淀粉酶活性为（0.79 ± 0.01） U/mL。在以10 nM、20 nM和50 nM浓度刺激caerulein后，腺细胞的淀粉酶活性分别为（1.45 ± 0.03） U/mL、（1.65 ± 0.05） U/mL 和 （1.39 ± 0.02） U/mL。单向方差分析结果显示，与对照组（Ctrl）组相比，所有蓝蛋白刺激组的淀粉酶活性均有显著差异（全部 P 为0.001<）。此外，20 nM和10 nM蓝蛋白组之间观察到淀粉酶活性有显著差异（P < 0.001）（见图4A）。

当用5.6 mM葡萄糖溶液刺激时，分离胰岛的胰岛分泌量为（0.27 ± 0.04） ng/mL/islet/h。当用22 mM葡萄糖溶液刺激时，分离岛的胰岛分泌胰岛素为（0.94 ± 0.04） ng/mL/islet/h，GSI为3.44。结果表明，孤立的胰岛在不同浓度葡萄糖溶液刺激下表现出典型且有效的胰岛素分泌反应（见图4B）。

我们的研究团队成员观察到，分离岛和细胞的数量和质量与消化时间密切相关，消化时间在作过程中需要严格控制，且不受不同操作员影响较小。与此同时，产量和存活率的波动也与胰腺完全剥离和胰腺组织机械分离密切相关，这在手术中需要关注。

图1：Ficoll溶液密度梯度离心结果。 岛屿层位于无色透明液体层与培养基的界面处。离心管底部的沉淀物是PAC。缩写：PACs：胰腺细胞。 请点击此处查看该图的放大版本。

图2：胰岛和PAC（小鼠 胰腺组织）的形态与定量特征。（A）从小鼠胰腺组织分离的岛体形态学。尺度条 = 100微米。（B） 对从小鼠胰腺组织分离出的胰岛数量进行定量分析（n = 3）。（C）从小鼠胰腺组织分离的PAC形态学。尺度条 = 100微米。（D） 对从小鼠胰腺组织中分离出的PAC数量进行定量分析（n = 3）。所有数据均以平均值±标准差表示。缩写：PACs：胰腺腺腺细胞。 请点击此处查看该图的放大版本。

图3：胰岛和PAC的存活性评估。 （A） 钙化素/碘化丙烷荧光染色，用于评估小鼠胰岛和PAC的存活性。绿色：活细胞。红色：死细胞。比例尺 = 100微米。（B） 岛屿和PAC存活性的定量分析（n = 3）。所有数据均以平均值表示，标准差±。缩写：PACs：胰腺腺腺细胞;PI = 碘化丙二。 请点击此处查看该图的放大版本。

图4：PACs淀粉酶活性及胰岛胰岛分泌能力评估。 （A） 不同浓度天蓝蛋白刺激下的PAC淀粉酶活性（控制组;C10、C20和C50：天蓝蛋白浓度为10 nM、20 nM和50 nM（n = 3）。（B）葡萄糖刺激胰岛素分泌浓度的定量分析（n = 3）。所有数据均以平均±标准差表示。***P < 0.001。缩写：GSI = 葡萄糖刺激胰岛素指数;PACs：胰腺细胞。 请点击此处查看该图的放大版本。

Discussion

近年来，胰腺炎后糖尿病（PPDM）^{受到广泛关注。}研究PACs在AP背景下影响胰岛激素分泌的分子机制具有重要意义。

AP的发病机制主要与腺腺细胞中胰腺酶过度激活有关，这导致胰腺组织自消化^11,12。尽管目前已有如AR42J、266-6（腺皮细胞系）和MIN6、INS-1（β细胞系）等细胞系，但这些体外细胞模型无法完全复制原发腺窝细胞和^胰岛的生理复杂性^4,5。因此，分离原发腺苷细胞和胰岛对于深入研究胰腺外分泌与内分泌间室相互作用至关重要。目前，岛屿隔离方法已成熟;然而，大多数未能满足胰岛与胰腺^{腺细胞相互作用}的研究需求 ^6,7,8。

该实验方案优化了胰腺灌注程序，降低了技术障碍，使没有胆管插管专业培训的研究人员能够进行实验。同时，它确保了分离小鼠岛和腺窦细胞的数量和质量，为同时分离原级小鼠胰岛和原发胰腺腺窝细胞提供了一种简单快速的方法。

尽管该方法简化了胰岛分离过程，但关键步骤仍需严格控制，以确保高产率和胰腺腺细胞的有效分离。这些步骤包括充分的胰腺灌注、适当的组织破坏（确保彻底切碎）、胰消化（精确控制消化时间并在消化过程中手动摇晃）以及机械移液（控制移液次数和强度）。在选择胰岛之前，应将悬浮的胰岛在细胞培养箱中稳定约10分钟，以便更高效地选择幼体。

需要注意的是，在胰腺灌注过程中，注射更透明的液体囊泡能获得更好的效果;整个胰腺组织应完全灌注，但灌注时间应控制在1-2分钟内。如果检测到细胞存活率低，应调整胰腺组织与胶原酶P的接触时间（包括灌注时间和水浴消化时间）。此外，要注意隔离期间的机械损伤——例如，在扩散胰腺组织时避免过度用力。在隔离小岛和细胞期间，必须保持无精技术以防止污染。制备试剂应通过0.22微米滤网过滤。隔离过程应在生物安全柜内进行，隔离期间使用的所有仪器和耗材必须无菌。这两种制备的完整培养基还含有1%青霉素-链霉素溶液。

对于小鼠麻醉：用左手拇指和食指固定小鼠的颈部皮肤，用无名指和小指支撑腹部（保持头朝下、腹部向上的姿势，露出腹腔）。用右手握住注射器，以30°角插入小鼠左下腹部皮肤（距腹股沟1厘米，距中线0.5厘米），缓慢注射麻醉剂，拔针后用无菌棉签按压注射部位10秒，以防止药物泄漏。只有在小鼠完全麻醉后，才通过宫颈脱位安乐死。

如果被受污染的针头刺伤（暴露于小鼠血液或组织）或被老鼠咬伤，立即在最近的洗手槽处挤压伤口周围区域（从近端到远端挤压以排出少量血液），用流水连续冲洗伤口15分钟，然后用75%乙醇或0.5%波维酮碘消毒。

腺苷酸细胞淀粉酶活性检测结果显示，分离的胰腺腺苷酸细胞基底激活水平较低，且对天蓝蛋白刺激敏感：淀粉酶活性随着天蓝蛋白浓度升高逐渐增加，最高水平为20 nM，当天蓝蛋白浓度为50 nM时略有下降。葡萄糖刺激胰岛素分泌测定结果显示，分离的胰岛在不同浓度葡萄糖溶液刺激下表现出典型且有效的胰岛素分泌反应。这些结果表明，该方案提取的腺窦细胞和胰岛适合后续体 外 实验。

该实验方案中的胰岛和肾垂细胞分离程序作简便。实验结果显示，通过该方案分离的胰岛和腺窝细胞表现出极佳的数量和存活率。此外，我们团队的多位成员已用多只小鼠验证了该协议;验证结果显示其具有良好的重复性、可靠的数据和细胞产量波动极小。然而，该协议也存在一定局限性。虽然对操作员的技术依赖较低，但仍需具备基本的小鼠解剖知识，才能完全解剖小鼠胰腺——这是整个分离过程的前提条件。如果同时分离多只小鼠的胰腺组织，必须相应调整胶原酶P溶液及其他试剂的含量。此外，不建议同时分离超过两只小鼠：在解剖、灌注和剁碎过程中处理不同小鼠胰腺组织的时间差会影响胰腺组织与胶原蛋白酶P的接触时间，从而降低细胞分离的效率和存活率。因此，其大规模应用可能有限。此外，该方案尚未在大鼠中得到验证。如果从大鼠中分离岛屿和腺窝细胞，某些试剂的剂量和消化时间可能需要进一步调整。

总之，该实验方案提供了一种简单快速的方法，可以同时分离小鼠原发胰岛和原发胰腺腺细胞。它更适合经验不足的研究人员进行胰岛和窦细胞的分离，同时也为胰腺外分泌-内分泌相互作用的体 外 实验提供了实用的实验框架。

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.22 & mu;M滤波器	Millex	SLGPR33RB	过滤制备好的胶原蛋白酶P溶液
0.25 米氯化钙（无菌）	碧昂泰姆	ST365	激活胰岛素分泌的钙依赖信号通路
1毫升注射器	杰瑞	10084692516405	用于胶原酶P灌注到胰腺组织。
1.25% 三溴乙醇溶液	北京约西达生物技术有限公司	JT0781	麻醉
1.5毫升离心管	埃彭多夫	30121589	收集细胞上清液进行离心和储存。
1x 汉克平衡盐溶液	生物锐利	BL561A	准备胶原酶P溶液并冲洗胰腺组织
12孔细胞培养板	萨斯泰特	83.3921	把胰腺组织和培养中提取的肾上腺素拿出来
15毫升离心管	北京拉布吉科技有限公司	CT-002-15A	实验期间保持溶液
24孔细胞培养板	萨斯泰特	83.3922	养殖开采的岛屿
40-mesh 筛子	魏丹仪器	无	滤胰腺组织
5毫升巴斯德移液管	生物锐利	BS-XG-03L	输液和物理破坏胰腺组织
50毫升离心管	北京拉布吉科技有限公司	CT-002-50A	实验期间储存溶液、组织封存和离心
60毫米细胞培养碟	北京拉布吉科技有限公司	12211	用于存放含有小岛的培养基容器，便于采摘
75%乙醇溶液	海诺特	无	把老鼠浸泡消毒。
Adobe Photoshop 2023	Adobe 公司	无	生成图像。
贝克曼阿勒格拉 X-12/X-12R 离心机	贝克曼	阿莱格拉 X-12/X-12R	离心机
牛血清白蛋白（BSA）-V	太阳生物	A8020	保持胰岛的正常生理功能，并利用（它/这个）制备不同浓度的葡萄糖溶液。
C57BL/6J小鼠，SPF级，6–8周大，体重18岁;25克	海军医科大学实验动物中心及;
钙化素/PI细胞活性与细胞毒性检测套件	碧昂泰姆	C2015L	通过同时对活细胞和死亡细胞进行钙化素-AM（Calcein AM）和碘化丙苣（PI）双荧光染色，检测动物细胞的细胞活性和细胞毒性。
氯化钙（无水）	桑贡生物技术	10043-52-4	准备胶原酶P溶液
细胞过滤器（100 & mu;m)	生物锐利	BS-100-XBS	滤化腺皮细胞
胶原酶P	西格玛	11213857001	消化胰腺组织
D-（+）-葡萄糖溶液（20%，无菌）	碧昂泰姆	ST491	刺激胰岛上的胰岛分泌。
DMEM 基础（1x）（Dulbecco'S改良版鹰式中介）	吉布科	C11995500BT	培养腺窝细胞
胎儿牛血清（FBS）	生物西部	S140B-500	准备培养基
Ficoll-Paque PREMIUM 无菌溶液	西提瓦	17544203	密度梯度分层的密度梯度介质
GraphPad 棱镜 8.0.1	GraphPad 软件有限责任公司	无	生成图像并进行统计分析。
HEPES溶液（1 M）	生物锐利	BL1061A	准备胶原酶P溶液
高速/冷藏离心机	西格玛	3K15	离心机
图片J	美国国立卫生研究院光学与计算仪器实验室（LOCI）	无	分析细胞荧光图像并计算细胞存活能力。
倒置生物显微镜	徕卡	无	观察细胞形态并选择小岛。
倒置荧光显微镜	奥林匹斯	IX73	观察细胞荧光信号并捕捉荧光图像。
克雷布斯-林格碳酸氢盐HEPES缓冲液	利阿金	CZ0103	保持胰岛的正常生理功能，并利用（它/这个）制备不同浓度的葡萄糖溶液。
鼠用INS（胰岛素）ELISA套件	武汉精品生物技术有限公司	EM0260	检测胰岛的胰岛分泌水平。
眼科产钳（10厘米，带钩弯）	青衣医疗器械	无	协助解剖
眼用产钳（10厘米，直带牙齿）	青衣医疗器械	无	协助切除并突然分离胰腺组织，并提取胰腺组织
青霉素链霉素溶液	吉布科	15140-122	准备培养基以防止污染
RPMI-1640 中型，	KeyGEN 生物技术	KGL1501-500	终止胶原酶P消化液并培养胰岛
来自Glycine max（大豆）的胰蛋白酶抑制剂	西格玛	T6522	准备胶原酶P溶液
急迫剪刀（10厘米，直尖）	青衣医疗器械	无	解剖辅助，将胰腺组织切成小块
水浴	OAICLAB	OW-HF	保持消化温度。
&α;-淀粉酶和β;-淀粉酶活性检测试剂盒	Elabscience	E-BC-K006-M	检测腺苷细胞在不同条件下分泌的淀粉酶水平