本方案详细介绍了使用右心导管术检测大鼠肺动脉压力的操作经验，有助于更高效地获得准确数据，并提高实验成功率。该方法还可提升不同实验室间实验的可重复性。
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本文内容
摘要
摘要
通过右心导管术测量的肺动脉压（PAP）被认为是诊断肺动脉高压的金标准。大鼠已被广泛用于建立肺动脉高压模型。然而，初学者在对肺动脉高压大鼠模型进行右心导管术以测量PAP时，导管常会意外进入下腔静脉，或滞留在右心室而未能到达肺动脉，导致导管操作时间延长，引起大鼠心率下降，并产生失真的压力读数。此外，还存在穿破右心房的风险，导致实验失败。本研究旨在通过视频演示的方式，分享本实验室在利用右心导管术测量PAP方面的经验。我们详细列举了右心导管术所涉及的手术步骤及所需手术器械。我们根据导管材料的特性改进了导管的选择，并描述了导管的制备方法。同时，我们还阐述了将导管插入肺动脉的过程以及判断导管位置的方法。我们相信，该实验方案将有助于初学者准确测量肺动脉压。
引言
目前，通过右心导管术测量肺动脉压是诊断肺动脉高压的金标准1。在人类和大型动物中，漂浮导管主要用于右心导管术2。然而，在小型动物（如大鼠）中，由于缺乏合适的漂浮导管，该技术的应用受到限制，这给利用大鼠复制肺动脉高压模型的科学研究带来了不便3。用于建立肺动脉高压模型的大鼠通常体重范围为300–400 g。较小的体型意味着其血管更细、心壁更薄，这使得导管插入操作更加困难。尽管已有文献报道使用外径0.9 mm、内径0.5 mm的聚乙烯（PE）管自制右心导管及其插管技术3,4,5，并成功监测到肺动脉压力波形，但在实际操作中仍存在诸多问题：导管容易误入下腔静脉，或长时间滞留在右心室而无法进入肺动脉。导管插入时间过长还可能导致大鼠心率下降及压力测量波形失真。甚至可能因操作不当导致导管刺穿右心房，造成实验失败4,5,6。分析其原因，可能是导管的韧性和硬度影响了导管尖端的弯曲度，从而导致难以顺利进入肺动脉。
为了解决这一问题，本研究选用了一种添加增塑剂的聚氯乙烯管（外径1.6 mm，内径1.0 mm，长度25 cm，适用于体重超过150 g大鼠的颈外静脉），该材料具有更高的弹性和韧性，作为导管制备的材料。我们提出了一套系统化的操作方案，包括导管尖端猪尾状结构的制作、颈外静脉的解剖、导管的插入以及导管位置的确定。通过对先前方法的改进，我们能够更顺利地将导管送入肺动脉，并提高手术成功率7,8。因此，本方法可为小型动物肺动脉高压模型的研究提供更为可靠的技术支持。
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方案
所有操作均按照陆军军医大学机构动物护理委员会的指南进行。所采用的操作程序均遵循机构指南。由于右心导管插入术具有侵入性，动物在数据采集后应立即实施安乐死。安乐死应根据机构的动物研究指南执行。本研究使用健康雄性Sprague-Dawley（SD）大鼠，特定病原体阴性（SPF）级，体重为300 ± 20 g。
1. 导管的准备
- 选择一根外径为 1.6 mm、内径为 1.0 mm、长度为 25 cm 的静脉输液针（PVC 管）。剪去针尖部分。将直径小于 1.0 mm 的铜丝穿入管中。
- 将尾端弯成直径为 7 mm 的圆环（图 1A）。实验者可使用适当尺寸的圆柱形物体（例如铅笔）辅助弯曲导管。将环形端浸入 100 °C 水中 10 分钟，然后取出。抽出铜丝。尾端形似猪尾，另一端可连接三通旋塞阀（图 1B）。
图1：导管的制备。 (A) 将铜丝穿入PVC管中，并将管端弯曲成直径为7 mm的圆环。 (B) 将圆环端浸入100 ℃水中10分钟后，取出铜丝。此时管子定型，形状类似于猪尾形。 请点击此处查看该图的放大版本。
2. 动物准备
- 温度控制：打开加热垫并将温度设置为 37 °C。在整个手术过程中保持温度为 37°C。
- 通过腹腔注射对大鼠进行麻醉，每 100 g 体重注射 0.3 mL 的 2% 戊巴比妥钠。通过捏压足爪或尾部检查大鼠是否无反应，以确认麻醉效果。应避免因麻醉不足导致动物在手术中苏醒，以及因麻醉过量导致的死亡或其他不良反应。手术过程中需持续监测大鼠的心率和呼吸是否正常。
- 将大鼠仰卧位放置在大鼠手术台的加热垫上，并使用橡胶带将其门齿和后肢固定在手术台上。
3. 手术操作步骤
- 剃除右侧颈部区域的毛发，并用浸有异丙醇的棉签对该区域进行消毒。使用组织剪在颈部右侧皮肤上做一个2 cm的切口。使用弯头眼科镊钝性分离右侧颈外静脉。
- 游离约1 cm长度的静脉。用5-0缝合线结扎静脉的远端，在近端打一个活结。用止血钳夹住远端的缝合线，并轻轻向头部方向牵拉，以适度收紧血管。
- 进行静脉切开时，将预先准备好的7号针头向针尖相反方向弯曲45°（图2A），然后朝近端方向穿刺颈外静脉（图2B）。
注意：针头属于锐器，使用时应避免直接接触其尖端。
图 2：静脉切开术工具示意图。 (A) 将7号针头朝与针尖相反的方向弯曲45°。 (B) 向近端方向穿刺颈外静脉。由于针头已预先弯曲，实验操作将更为方便。请点击此处查看此图的放大版本。
- 用肝素钠溶液填充连接三通阀的心脏导管，然后关闭三通阀。
注意：肝素作为一种抗凝剂，可在插管过程中防止血栓形成。通过将肝素钠与生理盐水混合，配制500 mL浓度为1000 IU/mL的肝素钠溶液。 - 将自制7号针的弯曲针尖插入静脉，抬起针头，沿针道将弯头眼科镊插入静脉以扩张静脉（图3A）。撤出针头，通过镊子撑开的间隙将导管插入静脉（图3B）。
- 撤出弯头眼科镊。解开活结，向前推送导管，然后打一个新的活结以固定导管，防止其脱落（图3C）。活结不宜扎得过紧，应确保无血液渗漏，同时导管仍可自由推进。
图 3：导管置入。 (A) 将弯头眼科镊插入静脉以撑开血管。 (B) 通过镊子撑开的间隙将导管插入静脉。 (C) 打一个新的活结以固定导管，防止其脱落。确保无血液渗漏，同时导管可自由推进。 请点击此处查看该图的放大版本。
- 打开多导生理记录仪，连接压力传感器，并用生理盐水排空压力传感器，确保其中无气泡。
- 启动记录软件，通过暴露于大气中进行调零，然后使用汞柱血压计进行两点校准。在软件中将滤波类型设置为低通，截止频率设置为 40 Hz，采样率设置为 1000 SPS。
- 波形测量与位置判断：将连接导管的三通阀与压力传感器相连，确保三通阀内无气泡。然后打开并旋转三通阀开关，使导管与压力传感器相通，即可观察到静脉波形（图 4A）。
- 边旋转导管边向前推进。若遇到阻力，切勿强行推进。抬起垫片（由手术刀片制成），将导管稍许撤出，再旋转并重新推进，直至感到阻力突然消失，提示已进入较大腔隙，此时出现心室波形（图 4B）。
- 再次向前推进至肺动脉。推进过程中可感受到导管尖端滑过心脏壁的触感。肺动脉波形将随之出现（图 4C）。
- 若出现 图 4D 所示的心室波形，可能意味着导管在此位置难以进入肺动脉。此时应稍许撤出导管，旋转后再次前推，直至出现 图 4B 所示的心室波形，随后即可顺利进入肺动脉。同时，初学者也可参考 Sarkar 等人的研究，以更好理解各阶段的波形特征9。
图 4：压力波形。 (A) 静脉波形。 (B) 心室波形。 (C) 肺动脉波形。 (D) 异常心室波形。 请点击此处查看此图的放大版本。
4. 数据采集
- 当确认肺动脉压力的特征性波形且波形稳定持续1分钟时，轻柔地放置导管并保持稳定。此时测量肺动脉压（PAP）。
- 记录至少连续10个心动周期的稳定波形。若实验需要长期连续测量PAP，应用纱布覆盖暴露的皮肤，以防止因长时间暴露于环境中导致皮肤干燥或不良反应。
- 右心房、右心室和肺动脉的压力应分别设定为2–6 mmHg、0–25 mmHg和10–25 mmHg，各具其特征性波峰7,8,9,10,11,12,13。当右心室压力波形的收缩期峰值出现切迹时，导管更易进入肺动脉。
- 数据采集完成后，根据机构的动物实验指南对动物实施安乐死。通过腹腔注射补充麻醉剂，最终以每100 g体重10–20 mg的戊巴比妥钠剂量对大鼠实施安乐死。所有数据采集结束后，清洗导管。
注意：实验过程中产生的所有废弃物应妥善处理。使用过的针头及其他锐器应立即放入专用的锐器废弃物容器中。生物组织（包括动物尸体）应进行无害化处理。使用过的化学试剂应倒入废液桶，并经集中净化后排放。
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结果
我们已发表使用该方法测得的慢性缺氧性肺动脉高压大鼠及平原地区正常对照大鼠的平均肺动脉压数据7,8。结果与文献报道的数据基本一致9,10,11,12。采用本方法进行实验，成功率可达95%。
本研究通过高原环境模拟舱（将大鼠置于模拟海拔5800米高原环境的模拟舱中28天）和化学方法（每100 g体重皮下注射1 mL 60%野百合碱（MCT）溶液，连续28天）建立了两种缺氧性肺动脉高压模型。采用该技术测得的右心室收缩压（RVSP）和平均肺动脉压（mPAP）显著高于对照组（表...
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讨论
1970年，Swan和Ganz报道了使用漂浮导管测量肺动脉压的方法13，确立了有创性右心导管检查作为诊断肺动脉高压的金标准14,15。然而，在涉及大鼠等小动物的研究中，导管的尺寸限制了经胸导管插入术的可行性。1984年，Bo等人3描述了一种使用自制右心导管（外径为0.9 mm的PE管）测量大鼠肺动脉压的方法。近年来，多项研究报道了右心导管制备和插入技术的改进与优化4,5,6，但在实际应用中仍存在若干挑战。
本研究中，我们通过详细描述导管材料的选择、制备、颈外静脉的分离、导管插入以及导管位置的确定，分享了在此领域的经验与技术。所检测到的肺动脉压力波形与文献报道的结果相似
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披露
作者声明本文发表不存在利益冲突。
致谢
本工作得到中国国家自然科学基金（编号：81971784，81830062）的资助。
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材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 5-0 缝合线 | Zhongke Huida | 23030306 | |
| 75% 酒精消毒液 | 山东卓健医疗科技有限公司 | Q/371402SDZJ005 | |
| 烧杯 | 成都玻璃仪器厂 | GG-17 | 250mL |
| 铜丝 | ThermoFisher | 000098.G2 | |
| 加热垫 | Tigergene Technology Inc | TG-TP-BS | 20×35cm |
| 止血钳 | Beyotime | FS245 | |
| 静脉输液针 | 汉江县长城医疗器械厂 | GB 18671-2002 | |
| LabChart Pro 升级版 v7 for Windows | AD Instruments | GR85-XNCB-MEDA | |
| 医用棉签 | 华泰医疗器械有限公司 | YY/T 10330-2015 | |
| 多通道生理记录系统 （PowerLab 4/35，AD Instruments） | AD Instruments | PowerLab 4/35 | |
| 针头 | 上海 kindly 企业发展集团有限公司 | 0.7×32 TW LB | |
| 生理盐水 | Servicebio | G4702-500ML | 溶剂？清洗液 |
| 眼科弯钳 | Beyotime | FS229 | |
| 压力传感器 | AD Instruments | SP 844 | |
| 大鼠手术台 | 玉研仪器 | 30351 | |
| 肝素钠 | biosharp | BS145 | 抗凝作用 |
| 戊巴比妥钠 | sigma-aldrich | P3761 | 用于大鼠麻醉 |
| 无菌注射器 | 上海 kindly 企业发展集团有限公司 | 5ml | |
| 手术刀片 | Beyotime | FS205 | 用于制作垫片 |
| 三通阀 | B.Braun | 409511CN | |
| 组织剪 | Beyotime | FS209 |
参考文献
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重印与许可
