Name: 异位和原位气管移植小鼠模型研究闭塞性气道疾病的发展 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-01-20T18:15:00.000+00:00
Duration: 9 min 10 s
Description: 了解异位和原位气管移植小鼠模型研究闭塞性气道疾病的发展。该视频演示两种手术技术，比较OAD进展差异，为移植免疫学和呼吸道疾病研究提供重要方法学参考。

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作者感谢 Christiane Pahrmann（实验室管理员）。

<ol>
 <li>雄性 Balb/C 小鼠（8-12 周龄）购自德国苏尔茨费尔德的 Charles River Laboratories。小鼠在常规条件下饲养，自由摄取标准小鼠饲料和饮水。</li>
 <li>使用 2% 异氟烷进行麻醉。</li>
</ol>
供体准备
<ol>
 <li>剃除腹部毛发，并使用贝塔碘伏消毒该区域。</li>
 <li>在显微镜下，从喉部水平至胸骨做正中颈部切口。</li>
 <li>清除皮下脂肪和带状肌，以清晰暴露气管。</li>
 <li>将气管从周围组织（如食管、神经、动脉和结缔组织）中仔细分离。</li>
 <li>完整切除整段气管（从喉部至气管分叉处）。</li>
 <li>用冷生理盐水冲洗移植物，并将移植材料保存于4°C环境中。</li>
 <li>气管获取后，通过颈椎脱位法对供体实施安乐死。</li>
</ol>
受体：异位移植
<ol>
 <li>在切口部位周围较大范围内剃除腹部毛发，并使用贝塔碘（betadine）消毒三次，随后用酒精脱碘。应使用眼用软膏润滑眼睛，以防止角膜干燥。</li>
 <li>行正中剖腹术，并将肠管置于无菌湿润手套内。</li>
 <li>仔细铺开展大网膜。将移植物置于中央位置，并使用8-0缝线（Prolene, Ethicon, Germany）单针固定。</li>
 <li>用大网膜完全覆盖移植组织，并使用一根8-0缝线（Prolene, Ethicon, Germany）将移植物固定。</li>
 <li>将肠管复位回腹腔内，在关闭切口前用温热的无菌生理盐水冲洗。</li>
 <li>分两层关闭切口——腹壁层和皮肤层，肌肉层使用7-0 Prolene连续缝合，皮肤层使用7-0 Vicryl连续缝合。</li>
</ol>
受体：原位移植
<ol>
 <li>在切口周围较大范围内剃除腹部毛发，并使用碘伏（betadine）和酒精交替消毒三次。应使用眼用软膏润滑眼睛，以防止角膜干燥。</li>
 <li>分离带状肌，以充分暴露喉气管复合体。</li>
 <li>仔细从周围组织中解剖气管，注意保护喉返神经。</li>
 <li>在环状软骨远端第3个气管环处切断气管。动物通过气管造口维持生理呼吸。</li>
 <li>确保受体及移植物的气管切缘整齐。</li>
 <li>将移植物置于受体气管缺损之间，并调整方向以保持解剖极性。</li>
 <li>使用8-0 Prolene缝线（Ethicon，德国）将供体移植物与远端（纵隔侧）气管吻合。后壁采用连续缝合方式，前壁则采用间断缝合完成。</li>
 <li>清除气道内的任何分泌物。</li>
 <li>近端吻合以与远端相同的方式完成。</li>
 <li>确认气道完整性及自主呼吸充分。</li>
 <li>复位带状肌，并使用6-0 Vicryl缝线（Ethicon，德国）以连续缝合方式关闭皮下组织和皮肤层。</li>
 <li>对受体动物采用注射麻醉，因此动物将通过气管维持生理呼吸。小鼠腹腔注射麻醉使用丙泊酚、美托咪定和芬太尼，剂量分别为75/1/0.2 mg/kg。</li>
</ol>
<img src="/files/ftp_upload/1437/1437Fig1.jpg" alt="生物组织中的气管重建实验；显示气道植入过程的序列。" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图1"> 图1：供体气管。 1A：制备后原位的供体气管。 1B：切除的供体气管。 1C：离体后的供体气管。
<img src="/files/ftp_upload/1437/1437Fig2.jpg" alt="显示内部结构的手术过程图像；标识组织和缝线。" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图 2"> 图 2：异位移植模型。 2A：移植物置于大网膜中央。 
2B：移植物两端各用单针缝线固定。 
2C：将移植物包裹于大网膜内，并用单针缝线固定。
<img src="/files/ftp_upload/1437/1437Fig3.jpg" alt="喉部解剖过程；手术方法；声带检查的实验装置。" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图3"> 图3：原位模型。 3A：移植物置于受体气管缺损之间，后壁以连续缝合方式吻合。 
3B：前壁通过单根缝线完成缝合。
<img src="/files/ftp_upload/1437/1437Fig4.jpg" alt="组织切片，染色组织；显微镜图像；A和B的比较分析" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图4"> 图4：组织学分析。 4A：异位移植气管术后28天的H&E染色结果（15倍放大）。注意管腔完全闭塞（100%）。 
4B：原位移植气管术后60天的H&E染色结果（15倍放大）。最大管腔闭塞程度约为45%。
<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
 <td></td>
 <td>异位气管移植模型</td>
 <td>原位气管移植模型</td>
		</tr>
 <tr>
			<td>优势</td>
			<td>+ 易于操作 
				+ 28天后管腔闭塞伴完全气道阻塞 
				+ 操作者不对动物进行身体接触 
		 </td>
 <td>
 + 移植物的物理通气 
 + 可进行吸入给药 
 + 强烈的免疫学反应，例如异源反应性 IgM 抗体的产生 
 + 生理性的胸腔环境 
 + 气管-气管吻合术模拟临床情境
 </td>
		</tr>
		<tr>
 <td>缺点</td>
 <td>- 移植气管无通气 
 - 无法评估吸入性病原体 
 - 黏液纤毛清除功能抑制及分泌物滞留 
 - 腹膜微环境而非胸腔环境 
 </td>
 <td>
 - 需要外科培训 
 - 管腔闭塞，60天后管腔阻塞率约45% 
 - 动物可能出现阻塞性气道疾病（OAD）症状 
 </td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表1：异位与原位气管移植的优缺点。

<ol><li>Adams, B., Berry, G., Huang, X., Shorthouse, R., Brazelton, T., Morris, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunosuppressive+therapies+for+the+prevention+and+treatment+of+obliterative+airway+disease+in+heterotopic+rat+trachea+allografts%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Immunosuppressive therapies for the prevention and treatment of obliterative airway disease in heterotopic rat trachea allografts.</a> Transplantation. 69, 2260-2266 Forthcoming.</li>
<li>Adams, B., Brazelton, T., Berry, G., Morris, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+respiratory+epithelium+in+a+rat+model+of+obliterative+airway+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">The role of respiratory epithelium in a rat model of obliterative airway disease.</a> Transplantation. 69, 661-665 Forthcoming.</li>
<li>Deuse, T., Schrepfer, S., Reichenspurner, H., Hoyt, G., Fischbein, M., Robbins, R., Pelletier, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Techniques+for+experimental+heterotopic+and+orthotopic+tracheal+transplantations+%26%23x2013%3B+when+to+use+which+model%3B+Transplant+Immunology+17%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Techniques for experimental heterotopic and orthotopic tracheal transplantations &#x2013; when to use which model; Transplant Immunology 17.</a> , 255-261 (2007).</li>
<li>Hele, D., Yacoub, M., Belvisi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+heterotopic+tracheal+allograft+as+an+animal+model+of+obliterative+bronchiolitis%5BTitle%5D)+AND+%22Respiratory+Research%22%5BJournal%5D)">The heterotopic tracheal allograft as an animal model of obliterative bronchiolitis.</a> Respiratory Research. 2, 169-183 Forthcoming.</li>
<li>Hertz, M., Jessurun, J., King, M., Savic, S., Murray, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reproduction+of+the+obliterative+bronchiolitis+lesion+after+heterotopic+transplantation+of+mouse+airways%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Reproduction of the obliterative bronchiolitis lesion after heterotopic transplantation of mouse airways.</a> American Journal of Pathology. 142, (1993).</li>
<li>McDyer, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+and+murine+obliterative+bronchiolitis+in+transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+American+Thoracic+Society%22%5BJournal%5D)">Human and murine obliterative bronchiolitis in transplant.</a> Proceedings of the American Thoracic Society. 4, 37-43 Forthcoming.</li>
<li>Schrepfer, S., Deuse, T., Hoyt, G., Sheikh, A., Hoffmann, J., Reichenspurner, H., Robbins, R., Pelletier, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+orthotopic+tracheal+transplantation%3A+the+stanford+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Experimental orthotopic tracheal transplantation: the stanford technique.</a> Microsurgery. 27, 187-189 (2007).</li>
</ol>

Sonja Schrepfer 已获得德国研究基金会（Deutsche Forschungsgemeinschaft，DFG）的研究资助（SCHR992/3–1）。
所有动物均按照《实验室动物护理原则》接受人道护理，动物实验严格遵循国家医学研究学会制定的指南和规定，以及美国国立卫生研究院出版的《实验室动物护理与使用指南》（美国国立卫生研究院出版物85-23，1985年修订版）。
所有动物均购自查尔斯河实验室公司（德国苏尔茨费尔德），并在汉堡埃彭多夫大学医院的动物饲养设施中进行饲养。动物可自由摄取标准饲料和水。

小鼠具有多种转基因和基因敲除模型，因此适用于研究与OAD相关的机制性问题（4）。 
本视频展示的两种气管移植模型均可作为研究OAD发展的可靠模型。 
然而，每种模型都有其优势和局限性。
异位气管移植操作简便，无需特殊的外科手术培训（3, 5）。异位移植后，管腔闭塞进展迅速，通常在28天后出现完全性气道阻塞（3, 4, 6）。由于动物机体不依赖于异位移植的气管，因此气道闭塞（OAD）的发展不会对其身体功能造成影响。
一个缺点是移植气管缺乏通气功能（7, 6），因此无法评估吸入性病原体的影响（3, 7）。由于黏膜纤毛清除功能受到抑制且分泌物滞留，实验结果可能与临床闭塞性细支气管炎（OAD）中观察到的生理反应不同（7）。腹腔微环境与胸腔环境不同，这也可能导致结果出现差异（3）。
进行原位气管移植需要接受手术培训，且移植气管的管腔闭塞在60天后出现，而异位模型中则在28天后出现（3, 7...

小鼠异位与原位气管移植模型用于研究闭塞性气道疾病的形成

Heterotopic and Orthotopic Tracheal Transplantation in Mice used as Models to Study the Development of  Obliterative Airway Disease

闭塞性细支气管炎（OAD）是肺移植术后影响长期生存的主要并发症（1-7）。
为了研究气管狭窄（OAD）的病理生理学、治疗及预防方法，已开发出多种啮齿类动物气管移植的不同动物模型（1-7）。本文采用两种已建立的气管移植模型——异位移植模型和原位移植模型，并阐述它们的优势与局限性。
在异位模型中，供体气管被包裹于受体的大网膜内，而在原位模型中，供体气管则通过端对端吻合进行连接。
在两种模型中，均已证实出现组织学上类似于临床 OAD 的闭塞性病变（1-7）。
本视频展示了如何在小鼠中进行异位和原位气管移植技术，并通过组织学方法比较两种模型中闭塞性细支气管炎（OAD）发生的时间进程。

本视频展示并比较了两种用于研究小鼠闭塞性气道疾病（OAD）发生发展的实验模型，即异位和原位气管移植模型。

闭塞性支气管疾病（OAD）是肺移植术后影响长期存活的主要并发症（1-7）。  
为了研究……

异位和原位气管移植均从获取供体气管开始，用于异位移植。在受体动物身上做腹部切口，将肠管置于手套上。供体气管置于大网膜中央，并用两针固定，用于原位移植。在受体颈部做切口后，游离气管周围组织并切断气管。然后将供体气管插入受体气管的两个断端之间，并将气管缝合在一起。大家好，我是Sonya Refa。我是汉堡大学心脏中心心血管外科系的免疫学与心脏外科教授。我的实验室主要研究移植免疫学和干细胞免疫生物学。今天，我们将向您介绍小鼠同种异体心脏移植模型的手术操作。您好，我来自TSI实验室。我们正在使用同种气管移植和异位气管移植小鼠模型来研究阻塞性气道疾病发生机制。我是Carrie Wan，斯坦福大学的学生，也是Drer教授TSI实验室的暑期研究员。那么我们开始吧。在开始此操作之前，先剃除颈部毛发，并使用碘伏消毒该区域。通过脚趾夹捏反射是否消失来确认供体小鼠已完全麻醉。在显微镜下，从喉部水平至胸骨做正中颈部切口。去除皮下脂肪及带状肌，以清晰暴露气管。将气管周围组织如食管、神经、动脉和结缔组织等分离，使气管游离。从喉部至分叉处完整切除气管。用冷生理盐水冲洗移植用气管，并将移植物保存在4°C条件下。在确认麻醉受体小鼠无足趾夹捏反射后，以切口部位为中心，大范围剃除腹部毛发，并对局部区域进行消毒。使用β-肾上腺素能激动剂Sedona和酒精。行正中剖腹切口，将肠管置于湿纱布手套中。展开大网膜。将移植物小心地放置于中心位置，并用两根8-0普罗琳缝线固定。用大网膜完全覆盖移植体，并用一根8-0普罗烯缝线固定移植物。将肠道复位回腹腔内。用7-0普理灵缝线连续缝合方式分两层关闭切口，即腹壁层和皮肤层。确认受体小鼠通过腹腔注射麻醉剂后已完全麻醉，剃除并消毒颈部区域（操作如前所示），从喉部水平至胸骨做正中颈部切口。分离胸腺和带状肌，以充分暴露整个喉气管复合体。仔细从周围组织中分离气管，注意保护喉返神经。撑开胸骨切迹，横断气管。环状软骨处保留三个软骨环。动物将通过气管造口维持生理呼吸。在显微镜下解剖受体及移植物的气管，确保气管边缘清洁整齐。使用八针O型脯氨酸缝线将移植物置于受体气管缺损之间，并调整方向以维持解剖极性。将供体移植物与远端或纵隔侧气管进行吻合。吻合的后部采用连续缝合方式完成。然后使用间断缝合完成前侧部分。接着清除气道内的任何分泌物。近端吻合以与远端吻合相同的方式完成。后壁采用连续锁边缝合，前壁采用间断缝合。确保气道完整及自主呼吸充分。将带状肌复位，并使用6-0连续缝合的Vicryl缝线关闭皮肤层。异位移植气管于术后28天取出并进行苏木精-伊红染色组织学分析，可见管腔完全闭塞。原位移植气管于术后60天取出并进行苏木精-伊红染色组织学分析，管腔最大闭塞程度约为45%。我们刚刚向您展示了两种不同的模型，用于研究增生性气道疾病的发病机制。应根据研究假设选择合适的模型。我们实验室更倾向于使用后者

heterotopic-orthotopic-tracheal-transplantation-mice-used-as-models

Research

科研

JoVE Journal

Biology

生物学

异位和原位气管移植小鼠模型研究闭塞性气道疾病的发展

闭塞性细支气管炎是肺移植受者长期存活的主要障碍，而缺乏可靠的临床前模型限制了对闭塞性细支气管炎免疫病理机制的研究。与其他实体器官移植不同，带血管的小鼠肺移植技术直到最近才得以建立。本文展示了我们在小鼠原位单肺移植后独立建立的闭塞性细支气管炎模型。...

正位肺移植小鼠模型中闭塞性细支气管炎的形成

我们建立了一种简单、可靠且相对经济的小鼠经气管插管方法，该方法通过使用带有2.0...

小鼠气管插管术 通过 使用耳镜进行直接喉镜检查

使用模拟人类肺部疾病状况的模型对于研究特定疾病的病理生理学和/或病因学以及开发治疗干预措施至关重要。本文介绍了一种可将外源性物质直接递送至小鼠肺部的无创经气管插管方法。...

无创气管插管法研究小鼠肺部病理与生理

为了研究联合实体器官与血管化复合异体移植，我们描述了一种新的小鼠异位整块胸壁、胸腺和心脏移植模型，该模型采用颈部无缝合套管技术。...

一种用于小鼠异位整块胸壁、胸腺和心脏移植的新型显微外科模型

本文介绍了一种通过插管将博来霉素直接注入小鼠气管的快速简便方法。该方法的主要优点在于具有高度可重复性、易于掌握，且无需特殊设备或漫长的恢复时间。...

一种改进的小鼠气管快速插管方法

移植物狭窄是组织工程气道替代物面临的关键障碍。为了研究导致狭窄的细胞机制，我们采用了一种经骨髓单个核细胞（BM-MNC）接种的组织工程气管替代小鼠模型。本文详细描述了我们的实验方案，包括支架制备、BM-MNC分离、移植物接种以及移植手术。...

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关于先天性膈疝和胎儿气管阻塞的各种动物模型，在伦理问题、成本、手术难度、体型、存活率以及遗传工具的可获得性方面各有优缺点。该模型为研究气管阻塞及管腔内压力升高对肺发育的影响提供了一种新工具。...

小鼠经子宫胎儿气管阻塞模型

本文旨在描述在小鼠中进行异位喉移植所需的显微外科手术步骤。与其他喉移植动物模型相比，该小鼠模型的优势在于成本效益高，并且可获得丰富的免疫学检测手段及相关数据。...

一种用于研究喉移植的异位小鼠模型

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小鼠肺内气管移植：肺移植后闭塞性气道疾病研究模型

利用操作性条件反射范式，通过播放随机点运动图和计算机生成的无脊椎动物视频来测试蜥蜴的视觉敏感性。...

测试蜥蜴对运动速度和方向的视觉敏感性

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