Name: 在完整的果蝇幼虫体内的亚细胞分辨率成像 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-09-10T17:00:00.000+00:00
Duration: 17 min 51 s
Description: 学习使用地氟醚麻醉和共聚焦显微镜对黑腹果蝇幼虫进行高分辨率活体成像的方法。该技术可实现神经肌肉接头的亚细胞分辨率成像，存活率高达95%，并支持数天内对突触结构的重复识别。

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

感谢德国马克斯·普朗克生物物理化学研究所的Andreas Schönle以及美国马里兰州贝塞斯达国立卫生研究院国家精神卫生研究所的David J. Sandstrom提供的技术建议。感谢哥廷根欧洲神经科学研究所的Frank Kötting构建成像室和麻醉装置。本研究得到了阿尔茨海默病研究倡议基金会资助（资助对象：T.M.R.）。Y.Z. 获得中国国家留学基金管理委员会奖学金的支持，S.B.H. 获得图宾根大学细胞与分子神经科学研究生院奖学金的支持。

A）成像室的组装
<ol>
	<li>选择合适发育阶段的幼虫（例如早期3龄）rd 龄期幼虫，留出约24小时的观察间隔 25°C 直至游走期。</li>
	<li>用清水冲洗幼虫以去除培养基，然后轻轻吸干。</li>
	<li>在腔室底部元件的中心区域（即面向幼虫的区域）涂覆一层薄薄的卤代烃油。</li>
	<li>将幼虫腹侧朝向显微镜物镜放入成像室中（以便观察神经肌肉接头（NMJ）26 和 27）（图 1 A-E）。</li>
	<li>将塑料垫片放置在油层上，使网格的通气槽朝上（图1 A）。 
请在此步骤中确认： 
垫片的高度约为幼虫直径的一半，狭缝的宽度应约为幼虫直径的两倍。</li>
	<li>将成像腔室放置在显微镜上</li>
</ol>
B) 幼虫麻醉
<ol start="7">
	<li>将腔室的两个入口与合适的麻醉装置/蒸发器连接。 请在前期进行验证： 室内空气中地氟烷的有效浓度绝不得超过安全法规规定的限值！麻醉幼虫仅需极小总量的地氟烷。应用15%（v/v）的地氟烷1 已被证明是确定实验中理想浓度的良好起点。出于安全考虑，我们建议蒸发器中所含的地氟烷不应超过2-4小时所需用量 体内 成像</li>
	<li>将连接至麻醉室出口的管子另一端浸入一杯水中，然后打开控制麻醉气体流入麻醉室的阀门，持续约五秒钟。 请在此步骤进行验证： 水中的气泡是否上升？如果不上升，则说明腔室存在泄漏。</li>
	<li>关闭阀门约三秒钟。</li>
	<li>在显微镜下监测幼虫的残余运动，同时检查心跳和肌肉活动。必要时，按照步骤8和9所述操作，反复开关阀门，直至幼虫完全麻醉，随后关闭所有阀门并开始成像。 请在此步骤进行验证： 残余的肌肉运动或心跳表明幼虫未被充分麻醉。完全麻醉对于获得高分辨率图像至关重要。通常情况下，幼虫单次麻醉时间不应超过15–20分钟。</li>
</ol>
C）成像
<ol start="11">
	<li>确定正确位置并成像目标结构（图2-4）。</li>
</ol>
D) 麻醉后的恢复
<ol start="12">
	<li>成像完成后，向腔室内通入空气。 请在本步骤中确认： 使用透射卤素光源观察幼虫的心跳和肌肉收缩情况。当观察到肌肉开始收缩时，即可安全地将幼虫从成像腔室中取出。</li>
	<li>将腔室从麻醉装置上拆下，并从显微镜上取下。小心拆开腔室，将幼虫置于研碎的果蝇培养基中。</li>
	<li>将培养皿置于适宜温度的培养箱中孵育。</li>
</ol>
E) 时间序列
<ol start="15">
	<li>重复步骤 2-14，直至获得足够的时间点数据。 替代方案： 若需在 30 分钟内对同一条幼虫进行多次成像，可将其保留在成像室中，直至下一次麻醉时间点。重复步骤 7-14，直至获得足够的时间点数据。 请在本步骤确认： 幼虫单次在成像室中停留时间不得超过两小时，单次麻醉时间不得超过 15-20 分钟。</li>
</ol>

<img src="/files/ftp_upload/2249/2249fig1.jpg" alt="光吸收研究的顺序实验装置；带有光子分析元件的示意图。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图1"> 图1 成像室的组装。（A）将幼虫和塑料垫片放置在油层上。（B）将一块22 × 22 mm的盖玻片放在垫片上，并将聚甲基丙烯酸甲酯（plexiglas）导向环插入腔室中，接着（C）用金属环固定幼虫的位置，并（D）封闭腔室。（E）此时腔室已准备就绪，可安装至显微镜上。
<img src="/files/ftp_upload/2249/2249fig2.jpg" alt="荧光显微镜图像、细胞结构分析、绿色荧光模式比较" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图2"> 图2 黑腹果蝇（Drosophila）幼虫的体壁肌肉。通过表达CD8-GFP-Sh融合蛋白8来可视化肌肉和神经肌肉接头（NMJs）。图中所示为透过幼虫体壁从腹侧聚焦观察到的肌肉结构。（A-C）显示最表层的肌肉27，（K-L）显示最内层的肌肉6和7。比例尺：100 μm，切片间ΔZ为2 μm。
<img src="/files/ftp_upload/2249/2249fig3.jpg" alt="显示紫色和绿色区域荧光信号的共定位显微图像。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图3"> 图3 体壁肌的身份鉴定 果蝇 幼虫L3中肌肉的鉴定 果蝇 幼虫，A3节段，如图所示。通过表达CD8-GFP-Sh融合蛋白来显示肌肉和神经肌肉接头8肌肉显示为通过幼虫体壁从腹侧观察到的形态。图A-C显示最表层的肌肉27，图K-L显示最深层的肌肉6和7。比例尺： 100 μm，层间ΔZ为 2 μm.
<img src="/files/ftp_upload/2249/2249fig4.jpg" alt="显微图像中的血管分割过程；图E-F显示了分析区域的结果。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图4"> 图4 神经肌肉接头的身份鉴定 果蝇 幼虫(A-D) 通过表达 DGluRIIA-mRFP 融合蛋白来可视化神经肌肉接头1神经肌肉接头（NMJs）的观察视角为透过幼虫体壁从腹侧聚焦。图（A-B）显示最表层的神经肌肉接头NMJ 27，图（C-D）显示最深层的神经肌肉接头NMJ 6和7。比例尺： 100 μm，层间ΔZ为 5 μm(E) 和 (F) 分别标示浅层 (E) 和较深层 (F) 神经肌肉接头的身份，以供参考。

<ol><li>Rasse, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glutamate+receptor+dynamics+organizing+synapse+formation+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Glutamate receptor dynamics organizing synapse formation in vivo.</a> Nat Neurosci. 8, 898-905 (2005).</li>
<li>Rasse, T. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22In+vivo+imaging+of+long-term+changes+in+the+Drosophila+neuromuscular+system+%5B%5D%22">In vivo imaging of long-term changes in the Drosophila neuromuscular system [dissertation]</a>. , Georg-August-University Göttingen. (1988).</li>
<li>Fuger, P., Behrends, L. B., Mertel, S., Sigrist, S. J., Rasse, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live+imaging+of+synapse+development+and+measuring+protein+dynamics+using+two-color+fluorescence+recovery+after+photo-bleaching+at+Drosophila+synapses%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Live imaging of synapse development and measuring protein dynamics using two-color fluorescence recovery after photo-bleaching at Drosophila synapses.</a> Nat Protoc. 2, 3285-3298 (2007).</li>
<li>Wang, X., Schwarz, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+axonal+transport+of+mitochondria%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+enzymology%22%5BJournal%5D)">Imaging axonal transport of mitochondria.</a> Methods in enzymology. 457, 319-333 (2009).</li>
<li>Vinegoni, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesoscopic+fluorescence+tomography+for+in-vivo+imaging+of+developing+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Mesoscopic fluorescence tomography for in-vivo imaging of developing Drosophila.</a> J Vis Exp. , (2009).</li>
<li>Lin, C. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Label-free+imaging+of+Drosophila+larva+by+multiphoton+autofluorescence+and+second+harmonic+generation+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+biomedical+optics%22%5BJournal%5D)">Label-free imaging of Drosophila larva by multiphoton autofluorescence and second harmonic generation microscopy.</a> Journal of biomedical optics. 13, 050502-050502 (2008).</li>
<li>Levitan, E. S., Lanni, F., Shakiryanova, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+vesicle+motion+and+release+at+the+Drosophila+neuromuscular+junction%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of vesicle motion and release at the Drosophila neuromuscular junction.</a> Nat Protoc. 2, 1117-1125 (2007).</li>
<li>Zito, K., Parnas, D., Fetter, R. D., Isacoff, E. Y. &amp, Goodman, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Watching+a+synapse+grow%3A+noninvasive+confocal+imaging+of+synaptic+growth+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Watching a synapse grow: noninvasive confocal imaging of synaptic growth in Drosophila.</a> Neuron. 22, 719-729 (1999).</li>
</ol>

无利益冲突声明。

所提出的方法最初旨在研究体壁肌肉上谷氨酸能突触 黑腹果蝇 幼虫。该 果蝇 神经肌肉接头（NMJ）具有典型的肌肉与神经元细胞结构特征，因此非常适用于 体内 成像。然而，所述的麻醉方案不仅限于NMJ的成像；其透明性 果蝇 幼虫有助于将所述方案应用于器官发育、细胞迁移、轴突内物质运输以及细胞内亚细胞结构重组的研究。

<table><tbody><tr><td colspan="4">&lt;p class=&quot;jove_step&quot;&gt;试剂：&lt;/p&gt;&lt;ul&gt;&lt;li&gt; 地氟烷（Suprane，Baxter，Unterschlei&amp;#223;heim，德国&lt;/li&gt;&lt;李&gt; 卤代烃油（例如 Voltalef H10S oil / Atofina，Puteaux，法国）&lt;/li&gt;&lt;李&gt; 果蝇培养基&lt;/li&gt;&lt;/ul&gt;&lt;p class=&quot;jove_step&quot;&gt;设备：&lt;/p&gt;&lt;ul&gt;&lt;李&gt; 倒置共聚焦显微镜&lt;/li&gt;&lt;李&gt; 双目显微镜（例如 Stemi 2000，Carl Zeiss，Jena，德国）&lt;/li&gt;&lt;李&gt; 用于分选果蝇的小型画笔&lt;/li&gt;&lt;李&gt; 培养箱&lt;/li&gt;&lt;李&gt; 定制成像室（机械设计图见参考文献3）&lt;/li&gt;&lt;李&gt; 蒸发器/麻醉装置（详见参考文献3）&lt;/li&gt;&lt;/ul&gt;</td></tr></tbody></table>

体内成像完整果蝇幼虫的亚细胞分辨率研究

In vivo Imaging of Intact Drosophila Larvae at Sub-cellular Resolution

近年来，光学成像技术、可遗传编码的荧光蛋白以及高效的转基因动物品系构建工具的进步，使得在活体生物（在某些情况下甚至是行为正常的生物）中研究生物学过程成为可能。在本方案中，我们将描述如何对完整存活的 果蝇 幼虫，使用挥发性麻醉剂地氟烷，以亚细胞分辨率追踪突触群体的发育与可塑性1-3. 虽然其他有用的方法可用于麻醉 黑腹果蝇 幼虫此前已有描述4,5,6,7,8，本文所述方案由于具备以下关键特征的组合而表现出显著改进：（1）极高的麻醉程度，甚至可使心跳停止，从而实现高达150 nm的横向分辨率1，（2）较高的存活率 &gt; 每次麻醉周期的存活率为90%，可在数小时至数天内记录五个以上的时间点2 以及（3）高灵敏度，使我们能够在两种情况下研究以生理水平表达的蛋白质的动力学。具体而言，我们能够观察到通过内源性启动子表达的突触后谷氨酸受体亚基 GluR-IIA1 在稳定的转基因品系和外显子捕获品系 FasII-GFP 中1与其他方法相比4,7 幼虫不仅能够以活体状态成像，还可保持完整（即未经解剖）状态，从而实现连续数天的观察1。随附视频详细介绍了各个部件的功能 体内 成像室2,3幼虫的正确固定、麻醉操作、如何在幼虫体内重新识别特定位置，以及从成像室中安全移出幼虫的方法。

本方案描述了一种对完整的黑腹果蝇（Drosophila melanogaster）幼虫进行麻醉和成像的可靠方法。我们采用挥发性麻醉剂地氟烷，可实现亚细胞分辨率下的重复成像，并在长达数天内对结构进行重复识别1。

光学成像技术、可遗传编码的荧光蛋白以及能够高效建立所需转基因动物模型的遗传工具的最新进展

光学成像技术以及可遗传编码的荧光标记技术的突破，使得科学家能够在活体生物中，甚至在某些情况下于行为活动中的生物体内，研究其感兴趣的生物学过程。尽管目前研究重点多集中于哺乳动物大脑的活体研究，我们的实验室则采用一种较为简单的模型系统——运动神经肌肉接头，并在接下来的视频中介绍如何对果蝇幼虫进行麻醉和成像，以在数小时至数天的时间范围内连续追踪单个突触的发育过程，作为一种研究进食相关发育的方法。尽管已有多种体外方法存在，本文所展示并采用的固定与成像方案具有以下关键特征。首先，通过高度的麻醉，甚至可以使心跳停止，这对于获得高质量的图像至关重要。其次，该方法具有95%的存活率，并能够获取极为敏感的图像。以下实验方案使我们能够研究由内源性启动子驱动、在生理水平表达并标记有GFP的谷氨酸受体的动态行为。您将学习如何将幼虫放入成像室，如何对果蝇幼虫进行麻醉，如何在幼虫体内找到特定位置以成像神经突触阶梯结构，以及如何在成像后回收幼虫。在进行活体成像之前，清洗幼虫是非常重要的步骤。尽管该过程较为简单，但必须小心操作，避免损伤幼虫，因此切勿使用镊子移动幼虫。相反，我们选择使用刷子进行轻柔的操作。用于清洗的水为室温，仅使用普通的自来水，不含蒸馏水或任何洗涤剂。我们可以看到。他轻轻地将幼虫从食物中移出，放入新鲜的自来水中，以获得良好的实验结果。同时，务必尽可能缩短幼虫在水中的停留时间，以防止水进入其气管，从而避免影响呼吸以及麻醉过程。接下来，我们准备成像室。首先，在成像室的底部元件上铺一层非常薄的油膜，然后将幼虫放置在该油膜上。在此需注意，确保你的手指末端不要触碰到油。放置到位后，我们将一个间隔网格放在幼虫上方。重要的是，三个通道必须朝上，以便为幼虫提供空气，避免被油堵塞。现在将盖玻片置于间隔物上方，并检查幼虫是否位置正确，即腹面朝下，而具有气管的背面末端（可见气管的一侧）朝上。随后放置塑料适配环以及金属环，以确保幼虫在上下两片玻璃载片之间被平稳压紧。现在关闭成像室，并将其转移至共聚焦显微镜上以开始成像。将固定幼虫的成像室放置在共聚焦显微镜上方。成像室中引出三根管子。其中一根连接至麻醉剂二氟烷，一根为出气管，最后一根用于使新鲜空气进入幼虫所在区域。将幼虫培养室连接至麻醉装置后，必须确保幼虫处于正确位置。随后，Yao 通过泵使空气进入麻醉系统。此时，需确保培养室内的压力不超过推荐的最大值。然后，他将出口管放入水中，以确保有气流通过。水中瓶内的气泡表明存在气流。现在，他缓慢打开阀门，使二氟化物短暂地流过管道。初次麻醉后，重要的是要观察幼虫的反应。如果心脏仍在跳动，则需要进一步麻醉，如图中所示。在接下来的部分中，我们将向您展示显微镜下的幼虫。现在我们可以通过显微镜观察麻醉过程的关键部分。最初，可以观察到幼虫的运动，其肌肉仍在持续收缩。当运动开始减慢时，ya 上下扫描幼虫，并观察麻醉过程的进行。运动逐渐减慢并最终停止。在施加多次麻醉脉冲后，我们可以观察到幼虫已停止移动，唯一可见的运动是由于显微镜的调整所致。为了确定麻醉的程度，检查心跳至关重要。何瑶将焦点深入到熔岩内部，主要可见的是幼虫的脂肪体。重要的是，可以观察到心脏周围的区域，并且明显看出心跳已被停止，因此该幼虫已准备好进行成像。活体成像的一个主要难点在于识别出你所关注的神经肌肉接头。为了帮助您完成此操作，我们将展示扫描幼虫时的视野情况。随后您可以看到我们通常用于成像的神经肌肉接头。现在我们开始缓慢地对幼虫进行聚焦。从角质层表面开始，您将看到一些肌肉时隐时现。其中部分肌肉已被标出。该视频展示了一个包含 CD8 跨膜区、GFP 及离子通道 Shaker 蛋白 C 末端区域的人工融合结构。该结构定位于所有肌膜，并在神经肌肉接头处表现出增强的信号。接下来，我们将以较慢的速度播放视频，结合图二和图三，您可识别出逐一显现和消失的单个肌肉。尽管这些果蝇特别适用于学习活体成像，但我们通常使用表达标记物的幼虫，这些标记物仅标记突触的突触后或突触前区域。由于这些标记并未覆盖整个肌肉表面，因此在幼虫中更难识别相同的位置。本视频展示了RFP标记的谷氨酸受体。视频中我们聚焦到标签处，并高亮显示了单个神经肌肉接头。我们将再次以较慢的速度播放视频，您可以结合图四来识别单个神经肌肉接头。现在我们已经了解了理论，接下来将演示一个实际示例。现在我们将关注表达 MHC CD8 GFP shaker 的幼虫中的第 27 号神经肌肉接头。在增加数字放大倍数后，我们重新定位神经肌肉接头，然后沿 C 方向移动至中央区域，以确保幼虫位置正确，并且不存在过饱和或欠饱和的像素。过饱和的像素以红色显示，而欠饱和的像素则以蓝色显示，可供比较。我们降低激光功率并重新扫描。现在增益和激光强度已调整至合适水平，因此不再存在任何过饱和区域。此时需要标记神经肌肉接头在C方向上的位置。首先，我们标记扫描的下限位置，然后标记上限位置，以准确定位整个CST堆栈的成像范围。通常采用100纳米 × 100纳米的像素尺寸，Z轴步进距离为500纳米。如果在成像后不计划进行去卷积图像处理，则应将增益设置为适当水平，以避免噪声，同时允许使用较弱的激光强度，从而在CST堆栈扫描完成后最大程度地减少光漂白。表达 M-H-C-C-D-H 震颤 GFP 构建体的神经肌肉接头被正确记录。在接下来的部分中，我们完成一个类似的过程，重点关注谷氨酸受体。为了记录 RFP 标签标记的谷氨酸受体，我们再次通过表皮进行聚焦，现在可以看到 A3 节段中的单个神经肌肉接头。在放大至正确的神经肌肉接头后，我们将该区域重新定位到视野中心。与之前相同，我们需要确保不存在任何过亮或饱和的像素。再次观察发现，部分像素仍然过饱和，因此我们调整参数设置并进行另一次测试扫描。激光功率的增益现已正确调整。接下来需要通过确定上限位置并进行验证，然后确定下限位置，来设置CST堆栈的范围。现在我们可以开始扫描神经肌肉接头的各个层面。为了防止遗漏位于神经肌肉接头下方和上方区域的一些突触，有必要对这些区域进行一些空白扫描。共聚焦显微镜完成扫描后，我们将对神经肌肉接头进行投影，以观察活体成像中获得的典型结果。保留此图像非常重要，可用于与后续时间点获取的扫描图像进行比较，从而重新识别神经肌肉接头，并发现新形成的突触或突触棒等结构的变化。成功成像后，重要的是要迅速唤醒动物并快速将其从成像室中移出。姚正在执行这一操作，同时持续监测动物状态，他调整了麻醉装置，使新鲜空气而非仅氟烷在系统中循环。现在，他将腔室的出口放入水中，通过观察气泡可知空气正流经系统。他持续监测幼虫，以确保其心跳恢复并苏醒。与麻醉过程类似，最好为幼虫提供多次脉冲式通气，以确保成功唤醒。现在我们可以通过显微镜观察 ya 的作用效果。可以看到，当他向系统施加气压时，腔室内会产生压力变化，从而诱导幼虫产生人工运动。最终，幼虫开始自主活动，这一现象最明显地体现在心脏运动的启动上，因此我们调焦至幼虫体内，以便更清晰地观察这些运动。可以观察到有节律的搏动，表明幼虫已成功苏醒。在幼虫成功苏醒后，重要的是将其从成像腔室中回收。幼虫位于小室的底部区域，因此将顶部放置在一旁。Yara 移除金属重物和塑料盖片，随后取下盖玻片，接着取出带有幼虫的塑料间隔片。他用刷子小心地将幼虫从塑料垫片上取下，然后短暂地将其浸入水中并擦干，以去除多余的油。现在将幼虫放入一些预先压碎的食物中，放置于此直至再次使用。

in-vivo-imaging-of-intact-drosophila-larvae-at-sub-cellular-resolution

Research

科研

JoVE Journal

Biology

生物学

在完整的果蝇幼虫体内的亚细胞分辨率成像

介观荧光断层成像技术突破了组织切片荧光显微镜的穿透深度限制。该技术基于多角度投影照明和光子传输模型描述。我们展示了在活体中对表达GFP的黑腹果蝇（Drosophila...

介观荧光断层成像技术 体内 发育过程成像 果蝇

活体成像 黑腹果蝇 胚胎血细胞迁移

本实验方案介绍了对黑腹果蝇（Drosophila）幼虫进行活体解剖的操作，旨在对沿微管轨道运动的GFP标记轴突囊泡进行成像观察。...

在体 突触小泡的可视化 果蝇 幼虫节段性轴突

本文展示了一种利用快速扫描共聚焦显微镜透过蛹壳直接成像细胞行为的方法。通过保持蛹壳完整，该方法能够在果蝇发育的某一难以直接研究的阶段，实现对动态细胞过程的观察与测量。...

透过黑腹果蝇（Drosophila melanogaster）蛹壳进行成像

本方案详细描述了一种用于完整幼虫大脑中活细胞成像的简化方法。活细胞成像技术对于研究不对称神经干细胞分裂以及其他神经发生和发育过程具有重要价值，能够持续揭示以往被忽视的机制。...

活体成像 黑腹果蝇 幼虫神经母细胞

本方案介绍了一种高效成像活体样本的方法 果蝇...

活体成像 果蝇 蛹期复眼

本文展示了如何在活体运动神经末梢上进行单分子光激活定位显微镜成像 黑腹果蝇...

体内 果蝇运动神经突触前末梢的单分子示踪

本文介绍了一种利用显微计算机断层扫描技术对黑腹果蝇（Drosophila...

整体动物成像 黑腹果蝇 使用显微计算机断层扫描

本文介绍了一种利用基于平板的高内涵成像系统，对多个果蝇（Drosophila）胚胎在胚胎发育过程中进行显微注射并同时成像的实验方案。...

利用自动化高内涵分析仪进行活细胞显微成像的果蝇胚胎制备与显微注射

本文介绍了一种在早期Drosophila胚胎中实施膨胀显微技术的实验方案，旨在利用常规激光扫描共聚焦显微镜实现超分辨率成像。...

使用扩展显微镜技术对整体安装的 Drosophila 胚胎进行物理放大以实现超分辨率成像

学习使用地氟醚麻醉和共聚焦显微镜对黑腹果蝇幼虫进行高分辨率活体成像的方法。该技术可实现神经肌肉接头的亚细胞分辨率成像，存活率高达95%，并支持数天内对突触结构的重复识别。

体内成像完整果蝇幼虫的亚细胞分辨率研究

探索更多视频