Name: 与耳蜗内毛细胞传入树突:多泡发布监测功能区突触的突触后录音 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-02-10T16:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 45 s
Description: 学习使用全细胞膜片钳技术记录大鼠耳蜗内毛细胞传入突触的突触后活动。该方法可捕获单个带状突触的突触电位，为听觉信号处理机制研究提供可靠的电生理学手段。

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本工作获得了聋病研究基金会向 EY 提供的研究资助、美国国立耳聋与其他沟通障碍性疾病研究所（NIDCD）项目编号 DC006476 向 EG 提供的资助，以及美国国立耳聋与其他沟通障碍性疾病研究所项目编号 DC005211 对约翰斯·霍普金斯大学听力与平衡中心的资助。插图版权属于约翰斯·霍普金斯大学 Tim Phelps 所有。
LG 撰写了初稿；EY 和 LG 负责拍摄解剖和记录过程。所有作者均提供了示例图，并参与了论文的撰写。

1. 溶液
<ol>
<li>溶液可预先配制。细胞外溶液可在 4°C 下保存长达一个月。内液溶液可分装后冷冻保存（-20°C）。实验开始前需确保溶液已恢复至室温。</li>
<li>解剖液和细胞外记录溶液（mM）：5.8 KCl；144 NaCl；0.9 MgCl2；1.3 CaCl2；0.7 NaH2PO4；5.6 葡萄糖；10 HEPES；1 Na 丙酮酸盐，pH 7.4（用 NaOH 调节），300 mOsm。用于耳蜗毛细胞（IHC）Ca2+ 电流分离时，细胞外溶液可按如下修改：5.8 KCl；114 NaCl；0.9 MgCl2；1.3 CaCl2；0.7 NaH2PO4；5.6 葡萄糖；10 HEPES；30 TEA Cl；pH 7.4（用 NaOH 调节）；300 mOsm。</li>
<li>可在细胞外溶液中加入 1–2 μM 河豚毒素（TTX），以阻断电压门控钠通道，从而分离兴奋性突触后电流或电位（EPSCs 或 EPSPs）。</li>
<li>细胞内记录溶液（mM）：20 KCl；110 K-甲磺酸盐；5 MgCl2；0.1 CaCl2；5 EGTA；5 HEPES；5 Na2ATP；0.3 Na2GTP；5 Na2磷酸肌酸；pH 7.2（用 KOH 调节），290 mOsm；或 135 KCl；3.5 MgCl2；0.1 CaCl2；5 EGTA；5 HEPES；4 Na2ATP；0.2 Na2GTP；pH 7.2（用 KOH 调节），290 mOsm。用于耳蜗毛细胞（IHC）Ca2+ 电流分离的细胞内溶液：135 CsMeSO3；13 TEA Cl；3.5 MgCl2；2.5 Na2ATP；1 EGTA；pH 7.2（用 CsOH 调节）；290 mOsm。该溶液可有效阻断较大的 K+ 电导，从而保留 Ca2+ 电流。</li>
</ol>
2. 制作用于分离组织的固定装置
<ol>
<li>用于在记录过程中固定标本的经改良盖玻片也可预先制备。</li>
<li>在圆形玻璃盖玻片（8-12 mm）边缘处滴加一滴Sylgard（Dow Corning, Midland, MI）。将精细昆虫针（FST, item no 26002-10）较粗的一端置于盖玻片上。用镊子将昆虫针紧压在玻璃表面，并靠近加热丝加热，使Sylgard固化。</li>
</ol>
3. 制作电极
<ol>
<li>每次实验当天新鲜制备电极，并将其存放于密闭容器中。每次制备需制作十至二十根电极。</li>
<li>选择电极玻璃管；我们使用1 mm的硼硅酸盐玻璃毛细管（WPI，Sarasota，FL，货号1B100F-4）。</li>
<li>在多步拉制仪上设计程序，以拉制尖端直径约为2–3 μm（在上述溶液中电阻约为6 MΩ）的电极。我们使用Sutter P-87多步水平拉制仪或Narishige垂直PC-10拉制仪。</li>
<li>小心地用Sylgard尽可能靠近尖端处涂覆电极杆部。这可以降低移液管电容并最小化记录噪声。</li>
<li>使用带有加热灯丝的微加工仪（如WPI提供的设备）对电极进行火焰抛光。火焰抛光后的电极外径应约为1 μm（在上述溶液中电阻为10–15 MΩ）。移液管管壁厚度约为1/3 μm，其外径大小应与待封接的传入神经末梢相近。</li>
<li>若需进行同时记录：内毛细胞（IHC）移液管应以相同方式制备（相同玻璃管、相同拉制程序），不同之处在于火焰抛光后应保留较大的尖端直径，约为3 μm（电阻为6–8 MΩ）。</li>
</ol>
4. 实验设置
<ol>
<li>将细胞外液以及含有目标药物或毒素的测试溶液加入重力灌流系统的各个腔室中。</li>
<li>调节灌流速度，使灌流液体积约为 2 mL，并以约 1.5 mL min⁻¹ 的速率持续灌流。</li>
<li>若实验中需使用局部灌流系统施加不同溶液，请将溶液注入储液器。使溶液流经系统，并确保无气泡存在。</li>
</ol>
5. 解剖与样品制备
<ol>
<li>本视频展示了对三周龄大鼠（Sprague Dawley，Charles River）耳蜗器官的解剖过程，该年龄段的解剖难度高于更早期的出生后阶段。不同年龄大鼠记录实验的优缺点将在讨论部分进行评述。</li>
<li>通过吸入异氟烷深度麻醉大鼠。当撤退反射消失且角膜反射显著减弱时，实施断头术。上述操作已获得约翰斯·霍普金斯大学动物护理与使用委员会的批准。</li>
<li>去除断头后头部的吻部及皮肤。将头部沿中线切开并移除脑组织，以暴露颞骨。</li>
<li>取出双侧颞骨，并置于含有标准细胞外液的洁净解剖皿中。</li>
<li>去除包裹颞骨的骨质，以暴露耳蜗。用一对镊子牢固夹住颞骨基部，辨认圆窗和卵圆窗。调整耳蜗方向，使卵圆窗及耳蜗螺旋侧朝上，随后去除耳蜗周围的多余骨质。</li>
<li>去除包裹耳蜗的骨质以暴露感觉上皮，注意保护将用于实验的顶回部分。使用第二对精细镊子从骨质较透明区域开始，直接敲除耳蜗表面的骨片，该区域骨质较薄，易于去除。继续清除顶回周围的骨质。</li>
<li>使用显微解剖剪刀剪开顶回下方的蜗轴。随后将顶回与耳蜗下部各回分离。</li>
<li>如有必要，再次使用显微解剖剪刀确保顶回完全切断。操作时注意保护顶回组织，避免牵拉或拉伸。用精细镊子轻柔地将顶回从耳蜗其余部分分离出来。</li>
<li>去除顶回两侧残余的所有骨质。</li>
<li>小心去除位于毛细胞区域外侧的血管纹（Schematic 1），这是一条有光泽的组织带。注意避免损伤感觉毛细胞，因其易随血管纹一同被撕脱。</li>
<li>使用精细镊子分离位于感觉毛细胞上方的有光泽、半透明的盖膜。</li>
<li>现在用镊子修剪多余组织和骨质，并将组织压平。此步骤十分必要，以确保组织能均匀地置于固定针下。</li>
<li>将组织置于连接在盖玻片上的固定针下（盖玻片事先已准备），注意将固定针远离毛细胞区域放置。</li>
<li>用镊子将盖玻片转移至记录室。转移过程中确保耳蜗组织完全被一滴细胞外液覆盖。将盖玻片牢固压在记录室的玻璃底面上，以防止记录期间发生移动。</li>
<li>立即开始灌注细胞外液，以提高组织的存活率。</li>
</ol>
6. 记录
<ol>
<li>通过显微镜目镜使用10倍和40倍水浸DIC物镜定位标本。调整标本方向，使记录电极能够垂直于内毛细胞（IHC）侧壁接近IHC。</li>
<li>如果标本卷曲，导致IHC基部区域视野受限，可使用记录电极将标本外缘轻压至玻璃盖玻片上，注意避免直接压迫IHC本身。</li>
<li>* 若使用幼年大鼠，在此阶段可用清洁移液管（尖端直径约10–20 μm）去除毛细胞上方较厚的支持细胞层，以暴露感觉细胞1, 12。</li>
<li>通过显示器评估组织健康状况。在显微镜与NC70 Newvicon摄像机之间使用4倍放大镜可进一步放大图像，使约4800 μm2的区域投影在显示器上。毛细胞应呈细长形，且静纤毛束完整。当组织退化时，毛细胞会肿胀，变得更为透明并呈现颗粒状。</li>
<li>在IHC基部周围定位传入神经末梢（boutons）。末梢呈球形或椭球形，直径约1 μm，颜色较浅，具有光泽。大多数末梢位于细胞核水平以下。当组织不健康时，末梢会肿胀至正常大小的约4倍，并变得透明而非有光泽。</li>
<li>用细胞内液填充记录电极，施加正压，并使用显微操作器将电极移至标本位置。</li>
<li>用电极在IHC基部水平对标本进行切口。在支持细胞薄层与IHC之间推进电极，利用正压开辟通往IHC基部区域的通路。此步骤是成功接触传入神经末梢并避免记录到紧密包裹传入末梢的支持细胞的关键。</li>
<li>小心取出电极，并更换为新填充的电极。</li>
<li>保持正压以维持电极尖端清洁，将电极经由通路孔移向IHC膜。正压有助于推动电极穿过围绕IHC的支持细胞。</li>
<li>将电极在相邻的支持细胞间移动，朝向传入神经末梢（如随附视频所示）。另一种方法是沿IHC膜移动电极，直至电极尖端接触末梢。确保电极尖端正对传入神经末梢（由于移液管施加正压，末梢与电极之间仍存在微小间隙）。与支持细胞和IHC膜相比，末梢对电极移动的阻力更大，实验者可通过触感“感知”末梢存在。</li>
<li>上下移动移液管并轻推，确认末梢随之移动。这表明移液管尖端与末梢处于相同的Z平面。</li>
<li>当电极紧贴传入神经末梢时，同时释放正压并施加负压，以形成吉欧姆（GΩ）封接。在传入神经末梢上形成GΩ封接的过程与在毛细胞上类似，封接形成可能迅速或缓慢发生。</li>
<li>施加轻柔的负压脉冲，使电极内膜破裂，进入全细胞记录模式。</li>
<li>若所记录细胞为传入神经末梢，则在封接形成期间监测测试方波脉冲时会出现较小的电容性瞬变（见图1）。我们估计传入末梢的电容为0.4–1.8 pF（见3, 4）。若所记录细胞为IHC，则瞬变幅度通常为前者的3–5倍，具体取决于接入电阻。</li>
<li>为确认所记录细胞为传入神经末梢，可运行包含超极化和去极化电压阶跃的实验程序。传入纤维与IHC的电流-电压关系（IV曲线）具有细胞类型特异性，常因误接IHC而被混淆，其典型曲线如图2所示。</li>
<li>监测膜电位；传入纤维的膜电位通常约为-60至-65 mV。</li>
<li>若所记录细胞并非传入神经末梢，应移除电极，并使用新填充的电极重复步骤8–13。每次尝试均需使用新的电极。</li>
<li>在整个记录过程中，通过施加电压阶跃监测串联电阻，以确保封接未闭合。若串联电阻升高，可尝试施加轻柔的负压脉冲或将电极轻微后撤。串联电阻通常约为30 MΩ。在分析突触活动时，我们舍弃串联电阻超过50 MΩ的记录数据。</li>
<li>现在可记录突触活动（见图3）。传入纤维可能表现出自发活动，或需去极化毛细胞以激活神经递质释放。使用高钾浓度的细胞外液（例如40 mM）可使毛细胞去极化，通常可激活或增加递质释放频率。</li>
<li>对于IHC与传入神经末梢的同步记录2，应按以下方式修改操作流程：完成步骤1至5。用适用于Ca2+电流分离的细胞内液填充IHC电极，并按步骤6操作。将用于IHC记录的电极置于待记录IHC附近的“待命位置”。继续执行步骤6–14进行传入神经记录。当传入电极进入全细胞模式后，再操作IHC电极。在始终保持正压的情况下，将第二根电极移向对应IHC的侧壁。通过压力作用，IHC侧壁应出现凹陷，并需确保支持细胞已与IHC分离。步骤12–13也可同样应用于IHC。如步骤14所述，与传入纤维相比，更大的电容性瞬变是IHC记录的特征之一，此外还有典型的IV关系。建立同步记录后，应给予一定时间（3–5分钟，取决于串联电阻），使细胞内液充分灌注IHC。这将导致更大的Ca2+电流，原因是较大的K+电导被逐渐阻断。</li>
<li>若需进行松封接细胞外记录，在步骤12中不形成GΩ封接，而是在传入神经末梢上形成约30至50 MΩ的松封接。可通过在释放正压的同时施加较弱的负压实现。图5展示了从P21大鼠传入神经末梢获得的细胞外记录示例。</li>
</ol>
7. 问题排查
<ol>
<li>如果能够形成封接，但无法实现从细胞贴附式到全细胞记录的转换，则微电极的内径可能过窄。</li>
<li>如果无法形成高阻封接，则微电极的内径可能过大，导致整个突触结被吸入电极内。</li>
<li>如果所有突触事件均表现为幅度微小且高度均一，则记录可能来自传入纤维的胞外信号。可通过检测在正膜电位下事件是否发生反转来验证；细胞内记录的兴奋性突触电流（EPSCs）将在正电位下发生反转。</li>
<li>若在封接传入神经末梢时串联电阻持续偏高，可尝试在进入全细胞模式前将微电极稍向后移动。此举有助于防止电极堵塞和高接入电阻的产生。</li>
<li>大胆调整微电极的位置。在不破坏传入纤维封接的前提下，可移动电极以降低高串联电阻或避免电极堵塞。在同步记录建立过程中，内毛细胞（IHC）通常会被推向突触结，此时可相应地调整传入纤维微电极的位置。</li>
</ol>
8. 代表性结果
<img src="/files/ftp_upload/2442/2442fig1.jpg" alt="神经信号记录；传入突触和内毛细胞的电生理结果；300 pA，3 ms。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图1"> 
图1. A-B。在保持电压为 -94 mV 的条件下施加 10 mV 去极化电压指令后，从传入神经纤维（A）和内毛细胞（IHC）记录到的典型瞬变电流。由于移液管直径较窄且接入电阻较高，IHC 的记录（B）在全细胞记录条件下并不理想。此处展示该记录仅用于说明 IHC 与传入神经纤维之间电容瞬变的差异，这有助于在建立全细胞构型时区分细胞类型。IHC 的全细胞电容瞬变幅度约为传入神经纤维的 5 倍。C-D。A 和 B 中瞬变电流在扩展时间尺度下的显示。C。传入神经反应的衰减可用双指数拟合。传入末梢的电容由快速组分估算得出。

<img src="/files/ftp_upload/2442/2442fig2.jpg" alt="传入神经末梢与内毛细胞的电生理图，显示电流-电压关系，实验" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图2"> 
图2. 来自传入神经末梢（A）和内毛细胞（B）的电流-电压（IV）关系。IV关系记录自-84 mV的钳制电位，施加从-124 mV到+36 mV、以10 mV为增量的电压阶跃（标称电压）。部分迹线右侧显示了相应电压。这些记录在室温下、含5.8 mM细胞外KCl的条件下进行。两种记录的标尺均为：500 pA，200 ms。 
A. 出生后第19天（P19）传入神经纤维的IV关系。在大多数电压阶跃期间可见兴奋性突触后电流（EPSC）；EPSC的反转电位正于+6 mV。该记录在存在河豚毒素（TTX）的条件下进行，以阻断电压门控Na+电流。注意在去极化电压下出现的缓慢激活的内向电流（Ih）。该电流在内毛细胞或支持细胞中均不存在，因此可作为所记录细胞为传入神经纤维的良好指标（见3）。B. P19内毛细胞的IV关系。由于移液管直径较窄且接入电阻较高，该记录在表征内毛细胞电流方面不够理想，所记录电流小于预期值。此处展示该记录仅用于说明：当尝试记录传入神经纤维时，内毛细胞与传入神经纤维的IV关系可被明确区分。注意在正电位下快速激活的外向K+电流（箭头），随后出现延迟整流型K+电流13。
<img src="/files/ftp_upload/2442/2442fig3.jpg" alt="显示瞬态吸收光谱的图表；光学激发实验的数据分析。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图3"> 
图3. 在细胞外K+浓度为40 mM的条件下，于出生后第21天从传入纤维记录到的典型突触电流，该条件用于提高内毛细胞（IHC）的释放速率。室温环境下，加入TTX以阻断电压门控Na+电流。A. 标尺：200 pA，5 ms，注意兴奋性突触后电流（EPSC）的大小和波形存在变异。有关EPSC特性的详细描述参见4。B. A图中标记的两个EPSC（#：多相性，o：单相性），以更大幅度展示；标尺：100 pA，1 ms。
<img src="/files/ftp_upload/2442/2442fig4.jpg" alt="电生理学示意图；离子电流迹线（I，pA）与时间（ms）的关系；膜片钳测量。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图 4"> 
图 4. 在离体的大鼠耳蜗柯蒂氏器（出生后第10天）中，同时记录内毛细胞（IHC）及其接触的传入神经末梢的电活动（另见2）。对 IHC 施加去极化电压阶跃可诱发神经递质释放，并在传入末梢中激活兴奋性突触后电流（EPSCs）。上部迹线：用于 IHC 去极化的电压刺激方案。钳制电位：-79 mV，50 ms 阶跃至 -29 mV。中部迹线：从 IHC 记录到的 L 型 Ca2+ 电流通常表现出轻微的失活特性，并在负电位下即可激活。底部迹线：传入神经纤维对 IHC 去极化的突触电流响应。注意在持续 50 ms 的 IHC 去极化过程中出现的突触递减现象。
<img src="/files/ftp_upload/2442/2442fig5.jpg" alt="神经放电数据，电压随时间变化：显示电活动及单个峰电位的曲线图" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图5"> 
图5. A. 出生后第21天传入末梢的细胞外记录示例。该记录在室温下进行，细胞外钾浓度为5.8 mM+该记录来自三周龄大鼠组织制备样本，其信噪比具有典型性。 B. 从P20传入神经末梢记录的细胞外事件的平均波形。此波形为10272个事件的平均结果。
<img src="/files/ftp_upload/2442/2442sche.jpg" alt="耳蜗横截面示意图；内毛细胞、外毛细胞；螺旋神经节；听觉功能。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="示意图 1"> 
示意图 1. 大鼠耳蜗一个螺旋圈的横截面视图，显示内毛细胞与外毛细胞、螺旋神经节、血管纹及盖膜之间的解剖关系。

<ol><li>Glowatzki, E., Fuchs, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transmitter+release+at+the+hair+cell+ribbon+synapse%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Transmitter release at the hair cell ribbon synapse.</a> Nat Neurosci. 5 (2), 147-154 (2002).</li>
<li>Goutman, J. D., Glowatzki, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time+course+and+calcium+dependence+of+transmitter+release+at+a+single+ribbon+synapse%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Time course and calcium dependence of transmitter release at a single ribbon synapse.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 104 (41), 16341-16346 (2007).</li>
<li>Yi, E., Roux, I., Glowatzki, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendritic+HCN+channels+shape+excitatory+postsynaptic+potentials+at+the+inner+hair+cell+afferent+synapse+in+the+mammalian+cochlea%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Dendritic HCN channels shape excitatory postsynaptic potentials at the inner hair cell afferent synapse in the mammalian cochlea.</a> J Neurophysiol. 103 (5), 2532-2543 (2010).</li>
<li>Grant, L., Yi, E., Glowatzki, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two+modes+of+release+shape+the+postsynaptic+response+at+the+inner+hair+cell+ribbon+synapse%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Two modes of release shape the postsynaptic response at the inner hair cell ribbon synapse.</a> J Neurosci. 30 (12), 4210-4220 (2010).</li>
<li>LoGiudice, L., Matthews, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+ribbons+at+sensory+synapses%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscientist%22%5BJournal%5D)">The role of ribbons at sensory synapses.</a> Neuroscientist. 15 (4), 380-391 (2009).</li>
<li>Singer, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coordinated+multivesicular+release+at+a+mammalian+ribbon+synapse%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Coordinated multivesicular release at a mammalian ribbon synapse.</a> Nat Neurosci. 7 (8), 826-833 (2004).</li>
<li>Keen, E. C., Hudspeth, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transfer+characteristics+of+the+hair+cell%27s+afferent+synapse%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Transfer characteristics of the hair cell's afferent synapse.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 103 (14), 5537-5542 (2006).</li>
<li>Li, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+unitary+event+underlying+multiquantal+EPSCs+at+a+hair+cell%27s+ribbon+synapse%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The unitary event underlying multiquantal EPSCs at a hair cell's ribbon synapse.</a> J Neurosci. 29 (23), 7558-7568 (2009).</li>
<li>Singer, J. H., Diamond, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vesicle+depletion+and+synaptic+depression+at+a+mammalian+ribbon+synapse%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Vesicle depletion and synaptic depression at a mammalian ribbon synapse.</a> J Neurophysiol. 95 (5), 3191-3198 (2006).</li>
<li>Suryanarayanan, A., Slaughter, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+transmission+mediated+by+internal+calcium+stores+in+rod+photoreceptors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Synaptic transmission mediated by internal calcium stores in rod photoreceptors.</a> J Neurosci. 26 (6), 1759-1766 (2006).</li>
<li>Neef, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Probing+the+mechanism+of+exocytosis+at+the+hair+cell+ribbon+synapse%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Probing the mechanism of exocytosis at the hair cell ribbon synapse.</a> J Neurosci. 27 (47), 12933-12944 (2007).</li>
<li>Tritsch, N. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+origin+of+spontaneous+activity+in+the+developing+auditory+system%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">The origin of spontaneous activity in the developing auditory system.</a> Nature. 450 (7166), 50-55 (2007).</li>
<li>Kros, C. J., Ruppersberg, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+a+potassium+current+in+inner+hair+cells+during+development+of+hearing+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Expression of a potassium current in inner hair cells during development of hearing in mice.</a> Nature. 394 (6690), 281-284 (1998).</li>
<li>Muller, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developmental+changes+of+frequency+representation+in+the+rat+cochlea%5BTitle%5D)+AND+%22Hear+Res%22%5BJournal%5D)">Developmental changes of frequency representation in the rat cochlea.</a> Hear Res. 56 (1-2), 1-7 (1991).</li>
<li>Seal, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensorineural+deafness+and+seizures+in+mice+lacking+vesicular+glutamate+transporter+3%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Sensorineural deafness and seizures in mice lacking vesicular glutamate transporter 3.</a> Neuron. 57 (2), 263-275 (2008).</li>
</ol>

未声明任何利益冲突。

该实验的关键步骤在于解剖。如果在解剖过程中组织被拉伸或损伤，传入神经纤维将无法存活。来自较年轻大鼠的组织更具弹性，操作容错性更高。我们发现出生后第10至11天的大鼠最易于解剖，且实验成功率较高。耳蜗在出生后经历显著的成熟过程，大鼠大约从出生后第12天开始具备听觉能力14。因此，在解剖最为容易的年龄段，突触可能尚未完全成熟4。

本文所述的大鼠解剖方法基本上也适用于小鼠，主要区别在于小鼠耳蜗的尺寸更小。该技术可用于研究转基因修饰小鼠中带状突触的特性15。对该技术的进一步改进包括：在细胞内溶液中添加荧光染料以标记神经纤维3；对突触前内毛细胞与突触后传入神经末梢进行成对记录，从而确定突触前与突触后细胞之间的传递函数2；以及在传入神经末梢处进行封接较松的细胞外记录，以避免细胞完整性受损。相比全细胞记录构型，细胞外记录构型更容易实现，且实验持续时间通常更长。

<table><tbody><tr><td>气浮台</td><td>TMC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>带xy平移台的直立式Gibraltar载物台</td><td>Burleigh</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Axioscope FS2直立显微镜，微分干涉差（DIC）光学系统，绿色滤光片</td><td>Carl Zeiss, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>带控制器的新维康摄像机</td><td>Dage</td><td></td><td></td></tr><tr><td>监视器</td><td>Dage</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Multiclamp 700B（或类似型号）</td><td>Molecular Devices</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Digidata 1322A（或类似型号）</td><td>Molecular Devices</td><td></td><td></td></tr><tr><td>MP285显微操作器</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>六通道阀式局部灌流系统（配合手工制作的灌流移液管使用）</td><td>Warner Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>配备采集软件（PClamp）的计算机</td><td>Molecular Devices</td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">以上为用于记录传入神经末梢电生理信号的实验装置配置。</td></tr></tbody></table>

在接触耳蜗内毛细胞的传入神经树突上进行突触后记录：监测带状突触的多囊泡释放

Postsynaptic Recordings at Afferent Dendrites Contacting Cochlear Inner Hair Cells: Monitoring Multivesicular Release at a Ribbon Synapse

内毛细胞（IHC）与听觉神经纤维之间的传入突触为记录单个带状突触的突触后电活动提供了一个可进行电生理记录的可及位点1-4。感觉细胞的带状突触可持续释放神经递质，其释放速率会随着IHC膜电位的分级变化而发生调节5。研究表明，带状突触通过多囊泡释放机制运作，即多个囊泡可同时释放，从而诱发不同幅度的兴奋性突触后电流（EPSCs）1, 4, 6-11。目前，突触前带状结构的确切作用以及多囊泡释放的潜在机制仍不十分清楚。
内毛细胞（IHC）由10至20条听觉神经纤维支配，每条纤维通过一个无髓鞘的单一末端与IHC接触，形成一个单一的带状突触。与IHC接触的传入末梢体积较小（直径约为1 μm），使得能够以极高的时间分辨率进行记录。此外，该技术可被改进以同时记录突触前和突触后细胞，从而直接研究突触处的传递函数2。因此，该方法为研究神经递质释放的基本机制提供了手段，从多囊泡释放到感觉细胞中带状结构的神秘功能均可在此框架下探讨。

在哺乳动物耳蜗内毛细胞带状突触处对听觉神经纤维树突进行全细胞膜片钳记录。

内毛细胞（IHC）与听觉神经纤维之间的传入突触为记录电生理信号提供了一个可接近的位点……

本实验的总体目标是记录内毛细胞传入突触的突触后活动。首先，暴露刚从断头大鼠中取出的耳蜗的听觉上皮组织；其次，将切除的耳蜗顶回置于经改造的盖玻片上，并转移至记录室中。该操作流程的第三步是定位传入神经棒并用记录电极对其进行接触。最后一步是与传入神经纤维膜形成紧密封接，随后将其膜破裂，建立膜片钳技术的全细胞构型。最终，可通过全细胞膜片钳电生理记录获得单个带状突触的突触后事件或突触后电位结果。该方法的可视化演示至关重要，因为耳蜗组织的解剖和制备难以掌握，且细小的传入纤维难以识别和接触。在开始解剖前，需预先制备一个改良的盖玻片，用于在记录过程中固定样本。取直径8至12毫米的圆形玻璃盖玻片，在其边缘处滴加一滴半固化的Sylgard胶。将细小昆虫针的粗端放在盖玻片上，用手将昆虫针紧贴玻璃。用镊子夹住封片胶，在加热的线圈上加热以固化。按照随附文本所述，制备10至20根微电极。使用微电极拉制仪进行火焰抛光后，微电极的尖端外径应约为1微米。在对一只三周龄大鼠实施麻醉和断头后，微电极管壁的最终厚度约为三分之一微米。开始解剖时，先切开头皮并移除脑组织，以暴露颞骨。将两侧颞骨取出，并分别置于盛有标准细胞外液的洁净解剖皿中。下一步是去除包裹颞骨的骨质，以暴露耳蜗。用镊子牢固地夹住颞骨底部。辨认圆窗、卵圆窗和耳蜗。调整耳蜗的方向，使卵圆窗和耳蜗的螺旋侧朝上。去除耳蜗周围的多余骨质。使用第二把精细镊子从耳蜗表面直接凿除骨质，先从较其他部位更透明的区域开始，此处骨质较薄，更容易去除。继续从顶回周围去除骨质。使用显微解剖剪剪开顶回下方的基底膜，然后将顶回与耳蜗的下部回旋分离。注意保护顶回线圈，切勿牵拉或拉伸。最后，在不严重撕裂组织的情况下，将顶回从耳蜗中取出。使用精细镊子去除剩余的骨骼。下一步是去除眼球的STR和基底膜。小心地去除眼球的STR，即位于毛细胞区域外侧的闪亮条带状组织。务必避免移除感觉毛细胞，这些细胞容易随眼器的听觉-前庭系统（STR）一同脱落。接下来，使用精细镊子分离顶膜。位于感觉毛细胞上方的闪亮半透明膜即为顶膜，现在用镊子修剪多余的组织和骨骼，并将制备样本压平。这是为了使组织能够均匀地置于固定针下。解剖至此完成。将制备好的样本连同固定针一起放置在已准备好的盖玻片上，注意在解剖完成后，将固定针远离毛细胞放置。使用镊子将制备物转移至记录室，同时在承载耳蜗组织的盖玻片上保留一滴细胞外液，并立即开始用细胞外溶液灌流。为确保制备物更好的存活状态，使用显微镜的10倍物镜或40倍水浸DIC物镜。为定位制备物，应调整其方向，使记录电极能够以垂直于内毛细胞侧壁的角度接近细胞。如果由于制备物卷曲导致内毛细胞基底区域的可见度受限，可使用记录电极将制备物的外缘向下推压至玻璃盖玻片上，注意避免压迫内毛细胞本身。在此制备过程中，上方的电极用于将制备物的外缘压住，下方的电极则标记传入棒状突触（afferent batons）的位置。作为参考，NC 70 Nuv Con 相机将耳蜗放大图像显示在监视器上，以评估内毛细胞区域的组织是否健康。以静纤毛束作为参考点，向下调焦以寻找细胞核。继续向内毛细胞底部及其传入神经末梢方向调焦，然后回调，直至在监视器上达到细胞核所在层面。现在定位内毛细胞基部周围的传入神经棒状突起。这些棒状突起呈球形或椭球形，直径约一微米，颜色较浅，具有光泽。通过上下调节焦距即可找到它们。下一步是使用尖端为一微米、内含细胞内溶液的记录电极，清除通往传入神经纤维的路径。施加正压，并利用显微操作器将电极移动至制备组织处。用该电极在内毛细胞基部水平对制备组织进行切口。使用正压将电极推入支持细胞薄层与内毛细胞之间，开辟一条通往内毛细胞基部区域的通路。小心取出电极，并更换为尖端直径一微米、充满细胞内溶液的新电极。通过施加正压以保持电极尖端清洁，将记录电极经由通路穿过邻近支持细胞，朝向传入棒状突触（afferent baton）移动。确保电极尖端正对传入神经的棒状突起，因为棒状突起对移液管移动的阻力比支持细胞和内毛细胞膜更大。当移动移液管时，可通过触感察觉这一差异，上下移动并轻推移液管，以确认棒状突起随之移动。这表明移液管尖端与棒状突起处于同一聚焦平面，且电极已紧贴传入神经的棒状突起。同时释放正压并施加负压，以形成吉欧姆（giga ohm）密封。施加轻柔的吸力脉冲，使电极内的膜破裂，以获得全细胞记录。如果所记录的细胞为传入杆状细胞，则在全细胞记录模式下可观察到较小的电容性瞬变电流。该图显示了从传入纤维记录到的典型瞬变电流。开始记录突触活动。如果传入纤维未表现出自发活动，则通过施加钾离子浓度较高的细胞外溶液使毛细胞去极化。该图左侧显示了传入纤维典型的电流-电压关系，右侧显示了内毛细胞的电流-电压关系。在-84毫伏的保持电位下，以10毫伏为增量，从-124毫伏到+36毫伏进行电压阶跃，记录电流-电压关系。右侧显示了部分曲线，重点展示来自传入神经纤维的电流-电压关系。注意，在大多数电压阶跃过程中，兴奋性突触后电流（EPCs）均存在。EPCs在约正六毫伏处发生反转。该记录是在存在河豚毒素（tetra to toxin）的情况下进行的，以阻断电压门控钠电流；若无此阻断剂，快速激活的钠内向电流将额外出现在记录中，并表明该记录来自传入神经纤维。请注意，在超极化电压下出现的缓慢激活的内向电流。这种电流在内毛细胞或支持细胞中不存在，因此可以很好地表明记录来自传入神经纤维。这些记录显示了内毛细胞的电流-电压关系。箭头指向正电位处快速激活的外向钾电流。随后出现的延迟整流钾电流是由于移液管直径较窄且接入电阻较高所致。此处显示的内毛细胞电流小于预期值，以获得准确的内毛细胞电流记录。应使用接入电阻更低的移液管。然而，此处展示的记录结果表明，内毛细胞和传入神经纤维的电流-电压关系可以被明确区分。该图显示了从传入神经纤维记录到的突触电流。请注意兴奋性突触电流（EPCs）在大小和形状上的可变性。记录在室温下进行，并使用苯妥英阻断电压门控钠电流。该图显示了来自一个内毛细胞及其相接触的传入有髓神经末梢的同步记录。通过电压阶跃使内毛细胞去极化，相应地在内毛细胞中记录到内向钙电流；钙离子内流导致神经递质释放，从而在传入有髓神经末梢中激活兴奋性突触后电流（EPCs）。注意，在尝试该操作过程中，内毛细胞去极化50毫秒期间会出现突触抑制。在分离和制备耳蜗组织时，务必小心谨慎，并在尝试记录传入神经末梢信号时保持耐心和乐观态度。

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