Name: 小鼠神经干细胞移植手术与器官的诱向性鼠肝炎病毒感染小鼠的脊髓 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-07-10T22:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 33 s
Description: 学习神经干细胞移植手术方法，用于JHMV感染小鼠脱髓鞘疾病模型。该方案通过立体定位注射技术促进脊髓再髓鞘化和功能恢复，为细胞替代疗法研究提供可重复的动物实验平台。

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1. 准备
<ol>
	<li>配制赛拉嗪-氯胺酮溶液（氯胺酮为管制药品，应详细记录并存放于安全、上锁的场所）。</li>
	<li>清洁并灭菌器械。</li>
	<li>用无菌剂擦拭手术区域，铺上无菌纸巾，并安装好显微操作仪。</li>
</ol>
2. 移植用细胞的制备
<ol>
<li>细胞应重悬至浓度为 100,000 个细胞/µL，尽管每只小鼠仅移植 250,000 个细胞，但为便于注射器上样，需准备过量细胞（每只接受细胞移植的小鼠至少准备 300,000 个细胞）。</li>
<li>将待移植的细胞在 50 ml 锥形管中用 HBSS 洗涤 3 次。在最后一次离心前对细胞进行计数。</li>
<li>最后一次离心后，倾去 HBSS，并将离心管倒置放置，以防止液滴重新接触细胞沉淀。</li>
<li>用经紫外照射灭菌的无尘纸轻轻擦干管内壁。注意不要使细胞沉淀干燥。</li>
<li>将离心管直立，缓慢而轻柔地用最终所需体积一半的 HBSS 重悬细胞。</li>
<li>通过将大部分悬液吸入移液器吸头，然后调节移液器旋钮直至全部悬液进入吸头，以此测定总体积。该操作可确定为达到目标浓度还需添加多少 HBSS。</li>
<li>通过加入 HBSS 将体积调整至目标体积。</li>
<li>将细胞悬液放回冰上。若细胞在冰上放置超过 2 小时，需检查细胞活力。</li>
</ol>
3. 小鼠手术与移植的准备工作
<ol>
	<li>通过腹腔注射氯胺酮（100 mg/kg）和赛拉嗪（10 mg/kg）对小鼠进行麻醉，注射体积约为~100 μl 剂量或等效麻醉剂。从术前准备到缝合的整个手术过程需要30至40分钟。</li> 
	<li>（可选：在每只小鼠尾巴上贴上编号的彩色胶带以确保识别）</li>
	<li>使用电动剪毛器剃除小鼠从下背部至颈部、并向中线两侧各延伸2 cm范围内的背侧毛发。应尽可能贴近皮肤剪毛（可能需要在该区域多次重复操作）。</li>
	<li>使用纱布棒蘸取少量脱毛膏（Nair），均匀涂抹于残留毛发处以去除剩余毛发。</li>
	<li>1～2 分钟后，用蘸有肥皂水的纱布轻轻擦去脱毛剂。准备好的区域应为干净的裸露皮肤，不得残留任何毛发碎片，以免在后续手术过程中毛发进入伤口。 
用碘溶液对准备好的区域进行消毒。</li>
</ol>
4. 椎板切除术
<ol>
	<li>在操作过程中应频繁更换和/或消毒手套。将小鼠背侧朝上放置，头部朝向左侧（如果你是右利手）。用无菌布覆盖动物，确保无菌环境，并仅暴露已剃毛的区域。在椎板切除部位做一垂直切口（约1.3 cm），范围从胸椎T8至T12。</li>
	<li>用左手持格拉费钳，牢固夹住T9处的脊柱（图1A），并将小鼠轻轻提起，以增强脊柱的自然弯曲。</li>
	<li>使用手术刀在T10与T11之间的连接处划开，即两个棘突之间的间隙。通过小心刮除肌肉层以暴露骨面，进一步显露该连接部位（见图1B,C）。</li>
	<li>使用剪刀通过小幅度剪切，进一步清除椎板及椎弓根周围的肌肉组织。这将打开椎骨之间的一个小空间。缓慢而轻柔地将剪刀的一侧刀片插入此间隙，并剪断椎弓根。务必始终保持剪刀的弯曲方向朝向外侧，远离脊髓。在另一侧重复此操作（见图1D,E）。</li>
	<li>抬起椎板以暴露脊髓，并小心将其剪除。注意不要遗留任何游离或锋利的骨碎片（见图1F）。</li>
	<li>注射前，使用无菌棉签清除任何血液。</li>
</ol>
5. 细胞注射
<ol>
<li>将带有针帽的针头连接至 Hamilton 注射器，并用纯水冲洗数次进行清洗，随后依次使用 70% 乙醇和 HBSS 冲洗。每次用纯水、70% 乙醇或 HBSS 填充后，插入推杆。</li>
<li>通过取出推杆、松开针帽并将针头从注射器上轻轻拉离以防止反压，准备 Hamilton 注射器用于加样细胞。确保在无菌手套操作下小心处理针头和针帽。</li>
<li>将 15μl 细胞悬液吸入移液器吸头中，然后将吸头紧压入注射器尾端，将细胞加载至注射器内。</li>
<li>将推杆插入约 5mm，然后拧紧针帽。</li>
<li>下压推杆，直至观察到部分细胞悬液从针头端流出。</li>
<li>确保注射器内无气泡，并将注射器水平放置，以防止细胞因重力作用形成浓度梯度。</li>
<li>用手握住 T8 与 T9 椎骨棘突之间脊最长肌部位已进行椎板切除的小鼠（图 2B、C）。</li>
<li>将止血钳固定在左侧（垂直）显微操作臂上，使小鼠前肢悬空，后肢轻轻接触无菌纸巾平台，如 图 2A 和 2B 所示。</li>
<li>将注射器固定在右侧显微操作臂上（呈 70° 角），并在夹紧前将注射器滑动至尽可能低的位置。</li>
<li>通过将小鼠尾巴固定在纸巾上以稳定动物，然后缓慢降低注射器（图 2B）。</li>
<li>将针头朝向脊髓下降，并通过背侧中线插入对侧半球 1mm 深度（图 2C）。针尖应位于靠近中央管的灰质区域。</li>
<li>缓慢注射 2.5μl 细胞悬液，注射速率为 1μl / 5 秒。注射完成后，等待 10 秒，然后每隔 10 秒将针头每次回撤十分之一圈，直至完全退出脊髓。注意观察是否有细胞悬液外溢。</li>
<li>迅速回撤注射器，并从显微操作臂上取下，水平放置于台面。</li>
<li>释放小鼠，并转移至缝合台。</li>
<li>对每只小鼠重复步骤 5.7–5.14，直至注射器内细胞用尽。在每只动物之间对器械（使用灭菌器）和针头（用乙醇擦拭）进行消毒。若观察到细胞聚集，应弃去剩余细胞并重新加样。</li>
<li>每次加样之间，按照步骤 5.1 的方法清洗注射器。</li>
</ol>
6. 缝合与术后护理
<ol>
<li>缝合切口。将缝合针插入切口两侧的浅筋膜中，穿线后拉紧浅筋膜（图3A），从而覆盖椎板切除部位暴露的脊髓。不要缝合附着于皮肤的皮下肌肉或背部骨骼肌。将缝线完全拉出，留出约1/2英寸的线头。使用持针器打三个结，并尽可能靠近结处剪断线头。</li>
<li>使用两到三个皮肤缝合钉（根据切口大小决定数量）闭合皮肤切口（图3B）。操作时应小心将皮肤从小鼠身体上轻轻拉起，避免将下方肌肉一并钉住。</li>
<li>使用26G3/8针头，在远离切口的下背部皮下注射0.5 ml乳酸林格氏液。</li>
<li>将小鼠放回笼中。为确保其在麻醉状态下呼吸顺畅，应将小鼠侧卧放置于笼内，避免手术部位接触笼内垫料。笼子应置于加热垫上。</li>
<li>在麻醉作用消退后对小鼠进行监测，以确认出血停止、缝合口保持闭合，且小鼠恢复至术前活动能力。</li>
<li>术后给予小鼠一次镇痛药布托啡诺（0.05–0.1 mg/kg）治疗。</li>
<li>确保行动受限的小鼠能充分获取食物和水：使用加长3.5英寸吸管的水瓶；对于无法行走的小鼠，需人工喂食水和/或高热量营养补充剂（Nutri-Cal, Tomlyn）。</li>
</ol>
7. 代表性结果：
理想的结果可通过注射过程中细胞悬液无外溢以及手术后脊髓外观完整来识别。为此，在椎板切除术和注射过程中，必须对小鼠脊柱提供明亮且直接的照明。光纤照明有助于实现最佳光照条件（图 2A）。
<img src="/files/ftp_upload/2834/2834fig1.jpg" alt="啮齿类动物手术过程、脊髓暴露、实验方法与解剖示意图" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图1"> 
图1 - 椎板切除术。 (A) 用格拉费镊子牢固夹持第9胸椎（T9）后，(B, C) 在T10与T11之间用手术刀片划痕，以利于显微剪刀进入。(D) 将显微剪刀小心地从T10与T11之间的间隙插入（箭头及插图E），并分别切断两侧的椎弓根（虚线，E），以游离背侧椎板。(F) 将椎板向前上方翻起并剪除。
<img src="/files/ftp_upload/2834/2834fig2.jpg" alt="啮齿类动物脑部手术技术；立体定位装置及皮层暴露过程示意图。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图 2"> 
图 2. 神经干细胞注射。 （A）显微操作仪的整体装置，左侧臂上固定有由止血钳夹持的小鼠，右侧臂上安装 Hamilton 注射器，角度为 70°。（B）止血钳夹持连接 T8 与 T9 棘突的背棘肌。（C）将针头沿中线插入，并进入对侧半球中央管附近的灰质。
<img src="/files/ftp_upload/2834/2834fig3.jpg" alt="使用缝线和钉合器进行啮齿类动物伤口闭合的外科技术示意图。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图 3"> 
图 3. 缝线与伤口闭合。 （A）在切口两侧的浅筋膜上施加缝线。（B）根据需要使用 2-3 个钉合器闭合切口（图中显示一个需要 3 个钉合器的伤口仅使用了 1 个钉合器）。

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</ol>

无利益冲突声明。

成功的移植手术主要取决于精细的椎板切除和细胞注射操作。在进行椎板切除时，最需要避免的主要问题是损伤脊髓。这种损伤可能在手术过程中发生，也可能由术后残留的尖锐骨碎片造成。为避免此类情况，应确保弯头显微剪刀的尖端始终朝向远离脊髓的方向，并仔细检查已完成椎板切除的脊柱区域，确保所有骨碎片均已清除，且残留的椎体结构没有明显突出或锯齿状的边缘。
如前所述，若在注射过程中光线明亮且直接照射到暴露的脊髓，则可观察到外溢现象。当使用30号针头（而非33号）或注射速度过快时，最有可能发生外溢。尽管本方案已为我们提供了良好的结果，但其他研究者曾报道在注射后需等待更长时间（最长可达5分钟）再撤出针头8,9。此外，较小直径的针头更为理想，但我们观察到某些细胞在通过33号针头时容易发生破裂。
为提高效率，建议配备一个移植团队，负责四个不同工作站（小鼠准备、椎板切除、注射和缝合）。此外，应优化每项操作的时间，以尽量缩短细胞在冰上等待的时间。例如，我们以每组四只小鼠进行移植（每支注射器负荷的剂量数），在第三只小鼠完成椎板切除后，负责注射的人员开始装填注射器；而在前一组的第二只小鼠完成椎板切除后，负责准备小鼠的人员即应开始对下一组小鼠实施麻醉。通过这种方式，即使每只小鼠的操作耗时约30至40分钟，我们也能在约3小时内完成40只小鼠的细胞（或对照培养基）移植。
目前，针对某些中枢神经系统疾病的细胞替代疗法正处于临床试验阶段10。神经干细胞（NSC）移植的体内模型尚无替代方法，而我们建立的将NSCs植入病毒诱导脱髓鞘小鼠脊髓中的移植方案，有助于利用一种重要的多发性硬化症模型，并且也可轻松地适用于其他模型。

<table><tbody><tr><td>氯胺酮注射液（Ketaject）</td><td>Phoenix Pharmaceuticals, Inc.</td><td>NDC 57319-542-02</td><td></td></tr><tr><td>盐酸赛拉嗪（Xylazine Hydrochloride）</td><td>MP Biomedicals</td><td>158307</td><td></td></tr><tr><td>脱毛膏（Nair）</td><td>Church &amp; Dwight Co.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10 &amp;mu;l Hamilton 注射器，带可拆卸针头</td><td>Hamilton Co</td><td>7635-01</td><td></td></tr><tr><td>Hamilton 针头，30G 或 33G，&amp;frac12; 英寸，30&amp;#x00B0; 斜面</td><td>Hamilton Co</td><td>7803-077803-05</td><td>在细胞通过针头后检测其活力，以确定最适针径</td></tr><tr><td>微型剪刀</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>555500S</td><td></td></tr><tr><td>小型格拉夫镊（Small Graefe Forceps）</td><td>Fine Science Tools</td><td>11053-10</td><td></td></tr><tr><td>立体定位仪</td><td>Kopf Instruments</td><td>Model 1772 通用夹持器</td><td></td></tr><tr><td>立体定位仪</td><td>Kopf Instruments</td><td>Model 1773 电极夹持器</td><td></td></tr><tr><td>立体定位仪</td><td>Kopf Instruments</td><td>Model 902 小动物立体定位仪</td><td></td></tr><tr><td>立体定位仪</td><td>Kopf Instruments</td><td>Model 960 左侧电极支架</td><td></td></tr><tr><td>缝合线</td><td>Ethicon Inc.</td><td>95057-064</td><td></td></tr><tr><td>乳酸林格氏液</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-7953-03</td><td></td></tr><tr><td>皮肤缝合钉</td><td>Fine Science Tools</td><td>12032-07</td><td></td></tr><tr><td>止血钳</td><td>Fine Science Tools</td><td>13010-12</td><td></td></tr><tr><td>手术刀刀片，型号 10、11</td><td>Fisher Scientific</td><td>268878, 268879</td><td></td></tr><tr><td>缝合线</td><td>Ethicon Inc.</td><td>1676G</td><td>5-0 规格，3/8&quot; 圆形，19 mm 针，45 cm 编织线</td></tr><tr><td>Reflex 7 伤口缝合钉施加器</td><td>Fine Science Tools</td><td>12031-07</td><td></td></tr><tr><td>7 mm Reflex 伤口缝合钉</td><td>Fine Science Tools</td><td>12032-07</td><td></td></tr><tr><td>Olsen-Hegar 持针器</td><td>Fine Science Tools</td><td>12502-12</td><td></td></tr></tbody></table>

小鼠神经干细胞手术移植至嗜神经性小鼠肝炎病毒感染小鼠脊髓的实验方法

Surgical Transplantation of Mouse Neural Stem Cells into the Spinal Cords of Mice Infected with Neurotropic Mouse Hepatitis Virus

感染嗜神经性鼠肝炎病毒JHM株（MHV）的小鼠会表现出与多发性硬化症（MS）这种脱髓鞘疾病患者相似的病理和临床症状。我们已证明，将神经干细胞（NSCs）移植至患病小鼠的脊髓中，可显著促进髓鞘再生并改善临床症状。目前，针对慢性神经系统疾病的细胞替代疗法已成为现实，而体内模型对于理解移植细胞与宿主组织微环境之间相互作用至关重要。本演示提供了一种适用于向JHMV感染小鼠脊髓移植细胞的改良方法。简要而言，本文介绍的操作流程包括：i）移植前NSCs的准备，ii）小鼠术前护理，iii）通过椎板切除术暴露脊髓，iv）立体定位法注射NSCs，以及v）术后护理。

详细描述了将小鼠神经干细胞（NSCs）移植到已建立脱髓鞘模型的小鼠脊髓中的过程。内容包括神经干细胞的制备、胸椎第9节（T9）椎板切除术以及神经干细胞的移植操作，同时涵盖了小鼠术前和术后的护理措施。

感染小鼠肝炎病毒（MHV）嗜神经性JHM株的小鼠会出现与多发性硬化症患者相似的病理和临床表现……

本实验的总体目标是通过将神经干细胞移植到已感染JHMV的小鼠脊髓内，促进已发生脱髓鞘动物的髓鞘再生及临床症状改善。首先需对动物进行准备，实验的第二步是在胸椎部位实施椎板切除术。然后将10个细胞注入暴露的脊髓。成功注射后，关闭伤口。最终，在脊髓中检测到小鼠神经干细胞的存在。可通过荧光显微镜等方法观察实质组织。将神经干细胞移植到JHMB小鼠的脊髓中，感染的小鼠有助于回答细胞替代疗法领域中的关键问题，例如细胞如何迁移、增殖和分化，以及这些细胞如何影响中枢神经系统。此外，我们能否对移植的细胞或其脊髓移植环境进行改造，以增强其治疗效果。尽管该方法可为病毒性脱髓鞘模型中的细胞替代治疗提供研究依据，但也同样适用于其他脱髓鞘及损伤模型，例如实验性自身免疫性脑脊髓炎（EAE）和脊髓损伤。在制备注射用细胞之前，需准备好所有必要的溶液。随后，对所有器械进行清洁和灭菌处理。准备手术区域并设置显微操作仪，以备进行细胞移植。用胰蛋白酶消化眼球，将细胞重悬于50毫升锥形管中。用HBSS洗涤待移植的细胞三次。在最后一次离心前对细胞进行计数。最后一次离心后，弃去上清液 HBSS，将离心管倒置放置，以防止液滴接触沉淀。用经紫外照射灭菌的无尘纸巾擦干管内壁。切勿让沉淀干燥。将离心管保持直立，缓慢且极其轻柔地操作。用最终所需体积一半的 HBSS 重悬细胞。最终，细胞浓度应为每微升 100,000 个细胞。用移液器将悬液吸入移液枪头，然后调节移液器旋钮，直至全部悬液进入枪头，以此测量总体积。这将告知为达到目标浓度还需加入多少HBSS。将细胞补至目标体积。加入 HBSS 后，可将细胞转移至 eph 管中，并放回冰上。如果细胞需要在冰上放置超过两小时，请检查其活力。开始手术操作前，通过脚趾夹捏反射确认麻醉深度是否合适。使用电推剪将小鼠从后背至颈部的背部区域毛发剪除。剃除毛发区域后，涂抹一层薄薄的脱毛膏以清除残留的毛发。一到两分钟后，先用干燥的纱布擦拭该区域，再用蘸有肥皂水的纱布轻轻擦拭。此时手术区域应无任何毛发残留。最后，用碘伏溶液对准备好的区域进行消毒，并在眼睛上涂抹眼膏。为避免干燥，将小鼠仰卧位放置。在椎板切除部位做切口，切口范围约从胸椎开始。从第8胸椎（T8）到第11胸椎（T11）。加大脊柱的弯曲度并定位第10胸椎（T10）。它是第一个具有平坦突起的椎骨，通常位于脊柱弯曲顶点前方两个椎骨的位置。用灰色镊子牢固固定脊柱。在胸椎第九节（T9）处，使用手术刀在胸椎第十节（T10）与第十一节（T11）的两个棘突之间的间隙处划开。接着，刮除肌肉层以暴露下方的骨骼，操作时确保剪刀的弯曲面朝向远离脊髓的方向。将剪刀的一个刀片缓慢插入 T10 与 T11 之间。将刀片沿脊髓与 T10 椎弓根之间滑动，剪断该椎弓根。在另一侧重复此操作。抬起椎板以暴露其下方的脊髓，并小心将其剪断。务必确保不留任何游离或参差不齐的骨碎片。清除所有骨碎片后，用无菌棉签擦去血液。首先，通过针帽将针头连接到 Hamilton 注射器上，完成注射器的准备。插入活塞，用水冲洗数次。依次用70%乙醇和HBSS清洗一次。取出活塞，松开针头螺母。拉动针头使其远离注射器，以防止产生回压。加载细胞时，将移液器尖端紧压在注射器后部，向注射器内加入15 µL细胞。将活塞插入约5 mm，然后拧紧针头螺母。按下柱塞，直至观察到部分细胞悬液从针头中排出。确保注射器内无气泡，并将注射器水平放置，以防止细胞因重力作用形成梯度。回到动物身上，使用止血钳夹住S棘肌。连接第八胸椎（T8）与第九胸椎（T9）的棘突。将止血钳固定在左侧显微操作臂上，使小鼠的前肢悬空，后肢轻轻接触无菌纸巾平台。将注射器以70度角连接至右侧显微操作臂，并在夹紧前将注射器滑动至尽可能低的位置。通过将小鼠尾巴固定在纸巾上来稳定小鼠。缓慢降低针头，使其接近脊髓。通过背侧中线将针尖插入对侧半球一毫米。针尖应位于灰质垫中或其附近，但不得进入中央管。以每5秒1微升的速率，缓慢注射2.5微升细胞。注射细胞后，等待10秒，然后回撤针头。每次回撤1/10圈，每隔10秒以该速度回撤一次，直至针头完全退出脊髓。注射细胞过快或过快拔出针头可能导致细胞悬液溢出。若发生此情况，应将该小鼠从研究中剔除。一旦针头从脐带中拔出，应迅速回撤针头，并将注射器从显微操作臂上取下。再次将其水平放置。松开小鼠并将其转移至缝合台。重复此操作，直至注射器内液体排空。若观察到细胞成团，则弃去细胞并重新上样，每次上样之间需冲洗并清洁注射器。注射后，将动物转移至单独区域进行缝合。将缝合针穿过切口两侧的浅筋膜。拉紧缝线，使筋膜闭合并覆盖椎板切除部位暴露的脊髓。使用持针器以镊子打三个结，并尽可能剪除多余的线头。通常只需一条缝线，同时将小鼠的皮肤向外牵拉。为避免缝合到深层肌肉，使用两到三个缝合钉关闭切口。伤口闭合后，向背部下方皮下注射0.5毫升乳酸林格液，但应远离切口部位。将小鼠侧放于笼内，确保手术部位不与笼内垫料接触。观察动物直至其完全恢复。此图像显示了在脊髓冠状切片中成功移植的GFP标记小鼠神经干细胞，移植后21天。观看本视频后，您应能较好地掌握如何将神经干细胞移植到感染 JHMV 的小鼠脊髓中。一旦熟练掌握，可在约三小时内对 40 只小鼠完成该技术操作。

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小鼠神经干细胞移植手术与器官的诱向性鼠肝炎病毒感染小鼠的脊髓

神经前体细胞移植是一种有前景的策略，可用于保护和/或替代脊髓损伤（SCI）及运动神经元病——肌萎缩侧索硬化症（ALS）中丧失或功能异常的颈段膈运动神经元。本文提供了在ALS和SCI啮齿类动物模型中，将细胞递送至颈段脊髓前角的实验方案。...

脊髓内细胞移植用于靶向治疗肌萎缩侧索硬化症和创伤性脊髓损伤中的颈段腹角

来源： Weber, R. Z., 等脑内移植与 在体实验 小鼠脑内人神经前体细胞的生物发光示踪 视频实验杂志...

人源神经前体细胞在小鼠脑内的移植

来源：Furmanski, O., et al. 小鼠脑损伤的可控皮层冲击模型结合人诱导多能干细胞来源的神经细胞治疗性移植. J. Vis. Exp.

立体定向移植神经细胞悬液至创伤性脑损伤小鼠

本视频展示了将携带溶瘤病毒的治疗性神经干细胞通过鼻内递送至脑肿瘤小鼠模型的方法。这种非侵入性的干细胞鼻内给药方式可绕过血脑屏障，促进干细胞向脑内肿瘤部位的递送，从而实现治疗目的。...

小鼠模型中治疗性神经干细胞（NSCs）的鼻内递送：一种将携带溶瘤病毒的NSCs靶向递送至脑肿瘤小鼠模型的实验方法

来源：Parajuli, B., et.al. 通过无创经鼻途径将人诱导多能干细胞来源的小胶质细胞移植到免疫活性小鼠脑内。 J. Vis. Exp.

经鼻移植人诱导性多能干细胞来源的小胶质细胞至小鼠脑内

脊髓损伤是一种导致严重发病率和高死亡率的创伤性疾病。在本研究中，我们详细描述了一种小鼠脊髓损伤的挫伤模型，随后进行神经干细胞移植。...

脊髓损伤实验性挫伤模型中的神经干细胞移植

本文介绍了一种新型的人源化小鼠肝脏模型，该模型通过将未成熟且具有扩增能力的人类肝干细胞移植到白蛋白-毒素受体介导的细胞敲除（TRECK）/SCID小鼠体内而建立。...

利用人肝干细胞构建人源化小鼠肝脏

由于干细胞具有内在的肿瘤趋向性，它们作为治疗脑肿瘤的载体具有广阔前景。非侵入性的经鼻干细胞递送可绕过血脑屏障，在临床转化方面展现出巨大潜力。本文总结了在胶质瘤小鼠模型中经鼻干细胞递送的基本原理。...

小鼠模型中通过鼻内递送治疗性干细胞至胶质母细胞瘤

我们描述了一种在NOD.SCID（NOD.CB17-Prkdcscid/J）小鼠中进行部分肝切除术（PHx）并通过脾脏移植细胞的实验方案。该方案中，首先进行切口以暴露并切除肝脏左叶，随后另作切口，用于将细胞移植至脾脏内。...

NOD.SCID 小鼠部分肝切除术后肝细胞脾内移植

本文介绍的实验方案允许通过鼻腔途径将诱导多能干细胞来源的人小胶质细胞（iPSMG）移植到免疫功能健全的小鼠脑内。文中展示了细胞的制备与鼻腔移植方法，以及为维持iPSMG存活而给予细胞因子混合物的操作步骤。...

通过无创经鼻途径在免疫功能健全小鼠脑内移植人诱导多能干细胞来源的小胶质细胞

本实验方案描述了一种通过将肿瘤细胞注射至椎间空间来建立可重复的小鼠脊髓胶质瘤模型的方法，为研究和治疗开发提供了一种更有效且侵入性更小的途径。...

小鼠脊髓内肿瘤细胞的手术移植

学习神经干细胞移植手术方法，用于JHMV感染小鼠脱髓鞘疾病模型。该方案通过立体定位注射技术促进脊髓再髓鞘化和功能恢复，为细胞替代疗法研究提供可重复的动物实验平台。

小鼠神经干细胞手术移植至嗜神经性小鼠肝炎病毒感染小鼠脊髓的实验方法

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